食品毒理学实验指导书
食品毒理学实验bk
食品毒理学实验指导食品毒理学实验（一）毒理学实验的目的和要求食品毒理学实验的目的是通过实验掌握有关的毒理学实验技术和方法，培养分析问题和解决问题的能力。
为了提高实验效率，特作如下要求：１．课前预习实验指导，对实验目的、方法、步骤应有充分了解，明确本次实验的目的和理论根据，作到心中有数，避免实验中出现忙乱和差错。
２．进入实验室后，首先检查实验桌面上的仪器、器皿、药品等实验器材是否齐全及有无损坏。
３．实验时务必安静，不能喧哗，作到整齐整洁，有条有理。
严格按照实验指导的步骤进行操作，准确计算用药量，注意爱护实验动物，节约实验材料和药品。
４．仔细阅读实验指导，根据实验指导进行小组分工，尽可能每人都有操作机会。
５．及时地、准确地将观察到的数据和反应如实记录。
实验完毕，根据实验结果写出实验报告。
６．实验后整理实验器材，作好实验室的清洁卫生工作。
实验室规则１．实验室须保持安静、整齐和清洁。
２．实验完毕将实验台、桌、仪器、用具等擦洗干净。
仪器、用具如有损坏，应报告老师，各组轮流打扫实验室。
关好门窗，切断水源及电源。
３．节约实验用品，爱护器材及动物。
４．随时注意安全操作。
实验一、食品毒理学实验基础常用实验动物的捉取方法小鼠：用右手提起尾部，放在鼠笼盖上或其他粗糙面上，向后上方轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糙表面，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈部皮肤并以小指和手掌尺侧夹持其尾根部固定手中。
兔：捉拿时一手抓其颈背部皮肤，轻轻将兔提起，另手托其臀部。
二、实验动物的选择毒理学中研究外源化学物的基础毒性主要是进行体内试验，常选用大白鼠和小白鼠、家兔。
根据不同实验目的，可选用不同实验动物。
例如，皮肤刺激实验，可选用家兔，因为家兔为皮肤刺激实验的敏感动物。
动物应注明来源及品系。
除特殊要求外，动物年龄一般选用初成年者：大白鼠、小白鼠为出生后2～3个月左右，体重分别为180～240g和18～24g；家兔为2～2.5kg，猫为1.5～2kg；狗为出生后一年左右。
食品毒理学实验指导-给学生08级
食品毒理学实验指导（08级）1、食品毒理学基本实验技术[实验目的] 了解和掌握实验动物的基本知识及动物实验基本操作技术。
[实验材料]一、动物：小鼠，大鼠或家兔二、器材：手术剪、手术镊、灌胃针、注射器及针头、开口器、导尿管、酒精棉球、玻璃匀浆器等。
[实验内容]一、健康动物特征观察二、实验动物的捉拿三、实验动物的性别鉴别四、实验动物的灌胃操作五、实验动物血样采集六、实验动物的处死方法七、实验动物的解剖及脏器分离八、组织匀浆的制备2、小鼠骨髓细胞微核试验[实验目的]掌握实验原理、意义，了解实验方法。
[实验原理]正常细胞在有丝分裂中期时，染色体均排列在赤道板附近，分裂后期便分成两份分别向两极移动，并在终期分别形成两个子细胞核。
由于某些物理因素或化学因素的作用，使分裂间期细胞染色体受到某种损伤，在中期就会观察到染色体断片。
细胞进入分裂后期，这种断片落后于向两极移动的染色体而滞留在赤道板附近。
当其它染色体分别形成子细胞核时，这些断片就形成规则的次核。
由于这些次核比主核小得多，顾称之为微核。
微核的产生除了与染色体断裂有关外，还与细胞纺锤体功能失调有关。
故常用来判断受试物的致突变性。
本实验以小鼠骨髓嗜多染红细胞（PCE）为靶细胞，观察受试物的致突变性。
[实验材料]一、动物：不同性别小鼠二、器材：手术剪刀、眼科直头小镊子、大镊子、直头止血钳、载玻片、染色缸、晾片板、擦镜纸、干净纱布、显微镜等。
三、试剂：小牛血清、1:10 Giemsa染液（pH=6.8）、甲醇、香柏油[实验步骤]一、实验动物处理：每组要求雌雄小鼠各5只。
实验一般分三个剂量组，同时设阴性对照组和阳性对照组。
小鼠接触受试物的途径尽可能与人接触其途径一致。
最高剂量组可选用60~80%LD50的剂量，然后按一定比例设中间剂量。
受试物接触方式有多钟，常采用的是二次接触法，即小鼠第一次接触受试物后间隔24小时再接触一次，并于第二次接触后6小时处死、制片。
二、制片方法小鼠颈椎脱臼处死，迅速剪开胸部皮肤，取出胸骨，剔去肌肉，用干净纱布擦净血污。
食品毒理学实验讲义.
实验一毒物损害的形态表现一、实验目的1. 通过本实验，掌握毒物的形态损害作用；2. 学会毒物形态损害的表现及如何记录相关实验现象。
二、实验原理有关重金属铜、锌、铬、镉对鱼类的急性毒性研究国内已有许多报道，鱼类早期发育是整个生活史中对各种污染物最为敏感的阶段，用以作为急性毒性试验具有快速、敏感、经济有效等特点，是生物测试保护天然水体的重要方法。
鲫鱼是我国重要的经济鱼类, 其分布面广而数量大, 个体生长快, 性成熟时间短, 繁殖季节长, 在人工控制饲养条件下可常年繁殖, 选择鲫鱼进行重金属离子毒性实验, 具有一定代表性。
本实验以鲫鱼为研究对象，向其生长环境中加入重金属硫酸铜，观察其形态损伤，希望在形态方面，有利于水体污染的观察。
三、实验试剂、仪器及动物1. 实验动物鲫鱼幼鱼, 购自鱼市场。
实验鱼在水族箱中驯养7 d 以上，暂养期间活动正常，无病，死亡率低于5%；实验前1 d 停止投饵，选择身体健康，反应灵敏，大小基本一致的幼鱼随机分组。
2. 实验试剂CuSO4, 先配制成质量浓度为3000 mg/ L 的母液, 再根据需要稀释成各质量浓度。
3. 实验仪器聚乙烯塑料水族箱，小型鱼类充氧机。
四、实验方法与步骤1. 实验动物的驯养实验鱼在水族箱中驯养7 d 以上，暂养期间活动正常，无病，死亡率低于5%；实验前1 d 停止投饵。
2. 实验动物的分组采用随机实验进行分组，将21只鲫鱼随机分成7组，其中一组为空白对照组，另外六组为实验组。
3. 实验动物的染毒采用静水法生物测试，实验期间不更换实验液，全天充气。
为防止饵料影响，实验期间不喂食。
为确定质量浓度的大致范围, 先作预实验, 估计CuSO4的7个质量浓度值, 在每一个质量浓度的水族箱内放入3 尾鲫鱼, 分别观察24 h、48h、96h, 找出各金属的100% 致死质量浓度和最大耐受质量浓度。
再根据预实验结果设6个质量浓度组及1个对照组, 每一质量浓度放鱼5尾, 在曝露的过程中观察它们的形态损伤。
食品毒理学实验报告
食品毒理学实验报告引言食品毒理学是研究食品对人体健康的影响的学科，其中实验是评估食品毒性的重要手段之一。
本实验旨在通过对不同食品样品的毒性实验，评估其对人体的潜在危害。
本文将逐步介绍实验的设计、步骤和结果，以及对实验结果的分析和讨论。
实验设计为了评估不同食品样品的毒性，我们选择了常见的食品类别，包括蔬菜、水果、肉类和加工食品。
每个类别中，我们选取了两种常见的食品样品作为实验对象。
实验采用小鼠作为模型动物，将食品样品以不同剂量投喂给小鼠，并观察其行为、生理指标和组织病理学变化。
实验步骤1.实验前准备：准备好实验所需的各种食品样品，确保其新鲜和无污染。
2.动物选取：随机选择一定数量的健康小鼠作为实验对象。
3.实验组设置：将小鼠分为不同实验组，每个实验组分别接受不同剂量的食品样品。
4.实验操作：将食品样品按照设定剂量投喂给小鼠，记录每组小鼠的进食情况。
5.观察记录：观察每组小鼠的行为变化，记录可能存在的异常反应和症状。
6.体重测量：定期测量每组小鼠的体重变化，以评估食品样品对生长发育的影响。
7.生理指标测定：定期采集小鼠的血液样本，测定血液生化指标，如血红蛋白水平、肝功能指标等。
8.组织取样：在实验结束后，取出小鼠的组织标本，进行组织病理学分析。
9.数据统计与分析：对实验结果进行统计学分析，比较不同组别之间的差异。
实验结果1.行为观察：根据观察记录，发现有两组小鼠在接受高剂量食品样品后出现食欲不振、乏力等异常行为。
2.体重变化：高剂量食品样品组的小鼠体重增长较慢，与对照组相比存在显著差异。
3.生理指标：高剂量食品样品组的小鼠血红蛋白水平降低，肝功能指标异常升高，说明可能存在毒性反应。
4.组织病理学：高剂量食品样品组的小鼠组织中观察到炎症细胞浸润和组织损伤等病理学变化。
结果分析与讨论根据实验结果，高剂量的某些食品样品可能对小鼠的健康造成不利影响。
食欲不振、乏力、体重增长缓慢等行为和生理指标的变化表明这些食品样品可能存在毒性。
食品毒理学：第7章 食品毒理学实验基础
③封闭群：一个种群在五年以上不从外部引进新血缘，仅由同一 品系的动物在固定场所随机交配繁殖的动物群。
根据实验动物遗传的均一性排序，近交系最高、杂交群次 之、封闭群较低。
4.2实验动物的选择——选择方法
第一节 食品毒理学实验的原则和 局限性
在毒理学的试验中，有三个基本的原则。ห้องสมุดไป่ตู้
1.化学物在实验动物产生的作用，可以外推于人。
①人是最敏感的动物物种；②人和实验动物的生物学过程 包括化学物的代谢，与体重(或体表面积)相关。这两个假 设也是全部实验生物学和医学的前提。
2.实验动物必须暴露于高剂量。
3.成年的健康(雄性和雌性未孕)实验动物和人可能 的暴露途径是基本的选择
实验动物微生物控制的选择
按微生物控制分类，实验动物分为四级，如下表。对于毒性试验及毒 理学研究应尽可能使用二级(或二级以上)的动物，以保证实验结果的 可靠性。
实验动物微生物等级
级别
要
求
I 级 普通动物，应没有传染给人的疾病
Ⅱ 级 清洁动物，除I级标准外，种系清楚，没有该动物特有的疾病
Ⅲ级 IV 级
物种差别也可以表现在质方面(毒性效应的差别)，如除 草剂百草枯对人引起肺损伤，而对狗则未见到。
4.2 实验动物的选择——选择原则
相似性原则：选择结构、功能、代谢、群体分布、疾病状态方面与人 类相似的物种。
差异性原则：研究过程要求以差异为指标或特殊条件时，选用不同种 系实验动物的某些特殊反应，更适合于不同研究目的的要求。例如人 类利用不同种属动物对病原微生物的易感性差异来生产弱毒疫苗。
3.常用实验动物特征
食品毒理学实验报告——孙亮
食品毒理学实验报告
食品10-1班孙亮100424102 实验中，首先练习了小白鼠的抓取、性别鉴定、标记分组、灌胃、静脉注射、眼球取血、处死、解剖等毒理学实验基本操作技术。
其后对样本小白鼠及其心、肝、脾、肺、肾等脏器进行了称重，并将所取血样离心得血清，用快速血糖血脂检测仪测定其葡萄糖和三磷酸甘油含量，得到实验原始数据。
下面对实验所得原始数据利用Excel函数进行处理，并说明其统计学意义。
1、原始数据
表1 本实验小白鼠各项指标的原始数据
2、数据处理
利用Excel函数对原始数据进行处理，求出各脏器的脏器指数，并采用ttest函数对样本中雌、雄小白鼠脏器指数及血糖、血脂等指标进行配对设计t检验（Tails=2,Type=1）,实验结果以均数±标准差表示，取P<0.05作为差异显著性的界值。
处理结果如下表：其中用“▲”表示该项目指标P< 0.05，样本的雌、雄小白鼠在该指标上存在显著性差异。
表2 本实验雌、雄小白鼠的脏器指数及血样指标
3、检验依据
上述数据处理过程中，采用ttest函数对两组数据进行差异显著性分析，处理结果中各指标的P值均大于0.05，即仅仅由于抽样误差而造成样本之间这么大小差别的可能性大于5％，差异没有统计学意义，说明各样本指标间的差别本质上无明显差异，因此还不能认为小白鼠各脏器指数及血糖、血脂各指标有雌雄差异。
毒理学实验指导一、二
《食品毒理学》实验指导综合实验（四氯化碳）对肝脏谷丙转氨酶(GPT)和谷草转氨酶(GOT) 的影响实验实验一半衰期的测定-比色法测定水杨酸钠的血浆半衰期实验二血液红细胞、白细胞计数*所需实验仪器：电子天平、pH计（试纸）、显微镜、分光光度计、灌胃针头、（小）/（大）离心机、注射器。
实验一半衰期的测定-比色法测定水杨酸钠的血浆半衰期一、原理、目的药物血浆半衰期t1/2即血浆药物浓度下降一半所需的时间。
绝大多数药物是按一级动力学规律消除（恒比消除），因此每种药物都有固定的t1/2，不因血浆浓度高低而改变。
本实验用分光光度法测定水杨酸钠的血浆浓度并计算t1/2。
水杨酸钠为抗炎药，经肝代谢，在酸性环境中与三氯化铁生成一种紫色的络合物，在520nm波长下比色，其光密度与水杨酸浓度成正比。
通过测定水杨酸钠的血浆半衰期，使学生了解水杨酸钠在体内的消除速度，并掌握其血浆半衰期的测定方法。
半衰期是判断毒物蓄积程度的重要参数，对中毒和解毒有一定的实践意义。
二、试剂、器材及动物离心管、试管、磅秤、玻璃棒、注射器、吸管、离心机、721型分光光度计；三氯醋酸、水杨酸钠、三氯化铁；兔。
三、方法步骤1、取离心管和试管各5支，分别标为1~5号，备用。
5支离心管各加入10％三氯醋酸7ml。
2、取兔1只，称体重，从耳静脉取血2ml置入1号离心管，用玻璃棒搅拌。
然而自耳静脉注入10%水杨酸钠(剂量为150mg/kg)，并立即和60min后两次自另一耳静脉取血2ml，分别注入2、3号离心管中，搅拌。
4、5号离心管分别加入蒸馏水和0.02%水杨酸钠2ml。
3、取上述5支离心管进行离心(2 000r/min，5min)，准确吸取上清液6ml放入编号相对应的试管中，分别滴入10%三氯化铁12滴(0.6m1)摇匀5min后比色。
4、用721型分光光度计510nm波长比色，以4号管调“0”，读得5号管光密度为x，再以1号管调“0”，读得2号管为x1，3号管为x2，将上述操作归纳为下表：水杨酸钠血浆半衰期的测定试管名编号三氯醋酸（ml）兔血（ml）0.02%水杨酸钠（ml）蒸馏水（ml）离心上清液（ml）三氯化铁（gtt）对照 1 7 2 —— 6 12 立即 2 7 2 —— 6 12 60min 3 7 2 —— 6 12 空白 4 7 —— 2 6 12 标准 5 7 — 2 — 6 125、计算半衰期①求k值：k=y/x; y=0.02②求水杨酸钠血浓度：给药后立即血浓度y1=kx l；给药后60min血浓度y2=kx2 。
食品毒理学实验指导-2010
实验一、动物的一般操作技术1.实验目的和要求*毒理学研究需要用实验动物来进行各种实验，通过对动物的实验观察和分析来研究毒作用，获得毒物的毒性、剂量—反应关系、毒作用机制等方面的资料，因此动物实验是毒理学研究中重要的手段之一。
通过本次学习毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术，掌握实验动物的选择、动物抓取和分组等技术。
2.实验原理做毒理学实验，首先要了解实验动物选择的要求，实验动物分组、实验样品的采集、实验动物处死方法等。
3．实验仪器设备：小鼠若干，手套15副，苦味酸酒精饱和液，0.5％中性红或品红溶液，棉签，感应量为0.1g的天平一台。
4．实验内容步骤：(一)健康动物的选择无论选择哪种种属品系的动物进行实验，均要求选择健康的实验动物。
健康动物检查时要求达到：外观体形丰满，被毛浓密有光泽、紧贴体表，眼睛明亮，行动迅速，反应灵活，食欲及营养状况良好。
选择时重点检查以下几项：l．眼睛明亮，瞳孔双侧等圆，无分泌物。
2．耳耳道无分泌物溢出，耳壳无脓疮。
3．鼻无喷嚏，无浆性粘液分泌物。
4．皮肤无创伤、无脓疮、疥癣、湿疹。
5．颈部要求颈项端正，如有歪斜提示可能存在内耳疾患，不应选作实验动物。
6．消化道无呕吐、腹泻，粪便成形，肛门附近被毛洁净。
7．神经系统无震颤、麻痹。
若动物(大鼠、小鼠)出现圆圈动作或提尾倒置呈圆圈摆动，应放弃该动物。
8．四肢及尾四肢、趾及尾无红肿及溃疡。
(二)实验动物的性别鉴定小鼠主要依据肛门与生殖孔间的距离区分，间距大者为雄鼠，小者为雌性。
成年雄鼠卧位可见睾丸，雌性在腹部可见乳头。
(三)抓取方法正确地抓取固定动物，是为了在不损害动物健康、不影响观察指标、并防止被动物咬伤的前提下，确保实验顺利进行，小鼠的抓取方法先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台上向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
（四）编号、标记方法1、称重鼠称的感应量在0.1g以下。
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食品毒理学实验指导郭红辉刘永吉编写韶关学院英东食品科学与工程学院2012年9月实验注意事项食品毒理学所开设实验均要用到实验动物，为保证实验安全顺利进行，特别提出以下注意事项，所有实验人员务必认真阅读，严格遵守。
1.遵守卫生部颁布实施的《医学实验动物管理实施细则》和广东省第十一届人民代表大会常务委员会第十九次会议通过的《广东省实验动物管理条例》相关规定，不得戏弄或者虐待实验动物。
2.课前预习实验指导，熟悉实验操作流程，撰写预习报告。
3.进入实验室后，到小组所在实验台进行实验操作，不要随意走动，大声喧哗；抓取实验动物或解剖时要做好防护，防止被动物咬伤或抓伤、被实验器具扎伤等意外事故发生；如有意外发生，马上报告老师。
4.实验动物器官和尸体不要随意丢弃，交由班级指定负责人集中处理。
5.实验结束后，清洗和整理好实验用具，交由老师清点后方可离开。
实验一实验动物的基本操作一、目的和意义毒理学研究需要用实验动物来进行各种实验，通过对动物的实验观察和分析来研究毒作用，获得毒物的毒性、剂量-反应关系、毒作用机制等各方面的资料，因此掌握动物实验基本操作是毒理学研究必备技能。
二、实验器材及试剂1、器材大头针、泡沫板、帆布手套、橡胶手套、剪刀、棉签、小鼠鼠笼、1.5及0.5ml EP管等2、试剂（1）3% ~ 5%苦味酸溶液（即２，４，６－三硝基苯酚），因与动物的被毛中的蛋白发生反应，可染成较为牢固的亮黄色。
可用水，也可用一定浓度的乙醇来配制。
（2）0.5% 中性红或品红溶液,可染成红色。
三、内容（一）健康动物的选择无论选择哪种种属品系的动物进行实验，均要求选择健康的实验动物。
健康动物检查时要求达到：外观体形丰满，被毛浓密有光泽、紧贴体表，眼睛明亮，行动迅速，反应灵活，食欲及营养状况良好。
（二）实验动物性别的鉴定动物性别不同对毒物的敏感性也不同，这可能与性激素、肝微粒体羟基化反应有关，也随受试物而异。
因此，要根据实验要求选择性别，一般实验如对性别无特殊要求者，以选用雌雄动物各半。
1.大鼠、小鼠主要以肛门与生殖器的距离区分，间距大者为雄性，小者为雌性，成年鼠直接观察有无外露睾丸。
2.豚鼠用一只手抓住豚鼠颈部，另一只手扒开靠生殖器孔的皮肤，雄性动物在圆孔中露出性器官的突出，雌性动物则现出三角形间隙，成年雌性胸部有二个乳头。
3.家兔可观察其阴部孔洞大小及其离肛门的距离。
孔洞扁形略大，离肛门较近的为母兔；孔洞圆形而小，离肛门较远的为公兔。
对开眼后的仔兔和满月幼兔鉴别公母时，右手抱定仔兔，腹部朝上，左手中指与食指夹住兔尾，拇指轻按，掰开后阴部，生殖器孔即可张开，孔口类叶形有隙缝并呈“v”形的为母兔，孔口突出呈圆形的为公兔。
（三）实验动物的抓取方法1.小鼠先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台上向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
2.大鼠的抓取方法基本同小鼠，但因大鼠凶猛，不宜采取袭击方法抓取。
为避免咬伤，可带上帆布或棉纱手套。
采用左手固定法，用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手可进行各种实验操作。
3.豚鼠的抓取方法豚鼠胆小易惊，在抓取时要稳、准、迅速。
用手掌迅速扣住鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部，另一只手托住臀部即可。
4.兔的抓取方法用右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托住其臀部或腹部，让其体重的大部分重量集中在左手上。
（四）实验动物的编号、标记方法1.称重大、小鼠秤的感应量需在0.1g以下。
根据实验的不同要求，选择一定数量的大小鼠，体重要求在同一组内、同性别动物体重差异应小于平均体重的10%，不同组间同性别动物体重均值差异应小于5%。
2.编号（1）染色法：一般用苦味酸。
一般头部为1，右前腿为2，右腰为3，右后腿为4，尾基部为5，左后腿为6，左腰为7，左前腿为8，背部为9。
双色涂染法是采用两种颜色同时进行染色标记的方法。
例如用苦味酸（黄色）染色标记作为个位数，用品红（红色）染色标记作为十位数。
此法略嫌烦杂。
（2）剪耳法（3）烙印或剪毛法（4）号牌法（5）植入芯片法采用独特专利技术,直径2mm长11mm的IMI-1000识别芯片在植入后在动物组织内保持位置固定,不会任意移动。
在研究结束后,可以和需要保存的组织一起低温保存或液体保存,即使经过几十年的长期保存,仍然可以马上读取数据。
（五）实验动物的随机分组法动物实验时，常常需要将选择好的实验动物，按研究需要分成若干个组，分组时为了避免人为的因素影响常应用随机数字表进行完全随机化的分组。
（六）实验动物的被毛去除方法1.剪毛（1）把剪刀贴近皮肤剪，不可用手提起被毛，以免剪破皮肤；（2）依次剪毛，不要乱剪；（3）剪下来的被毛集中在一个容器内，勿遗留在手术野和操作台周围。
2.拔毛3.脱毛（七）实验动物染毒途径和方法1.皮下注射皮下注射给药是将药液推入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环的过程。
作皮下注射常选项背或大腿内侧的皮肤。
操作时，常规消毒注射部位皮肤，然后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。
拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。
注射量约为0.1-0.3ml/10g 体重。
2.皮内注射是将药液注入皮肤的表皮河真皮之间，观察皮肤血管的通透性变化或皮内反应，接种、过敏实验等一般作皮内注射。
先将注射部位的被毛剪掉，局部常规消毒，左手拇指和食指按住皮肤使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连接4.5针头穿刺，针头进入皮肤浅层，再向上挑起并梢刺入，将药液注入皮内。
注射后皮肤出现一白色小皮丘，而皮肤上的毛孔极为明显。
注射量为0.1ml/次。
3.肌肉注射小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。
当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。
操作时1人保定小鼠，另一人用左手抓住小鼠的1条后肢，右手拿注射器。
将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4,注入药液.用药量不超过0.1ml/10g体重.4.腹腔注射左手提起并固定小鼠，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部，右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺，针头刺入皮肤后进针3mm左右，接着使注射针头与皮肤呈45°角刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。
固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。
注射量为0.1-0.2ml/10g体重。
5.静脉注射（1）兔：常用耳外缘静脉；（2）大小白鼠：一般为静脉注射（左右二侧的）；小白鼠和大白鼠：一般采用尾静脉注射，鼠尾静脉有三根，左右两侧及背侧各一根，左右两侧尾静脉比较容易固定，多采用，背侧一根也可采用，但位置容易固定。
操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中，使尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器连4(1/2)号细针头，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾下四分之一处（约距尾尖2-3厘米）处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。
注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。
如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。
表1 常用实验动物的最大给药量和使用针头规格动物名称项目灌胃皮下注射肌肉注射腹腔注射静脉注射小白鼠最大给药量使用针头1ml9(钝头)0.4ml5(1/2)0.4ml5(1/2)1ml5(1/2)0.8ml4大白鼠最大给药量使用针头1ml静脉切开针1ml60.4ml62ml64ml5鼠最大给药量使用针头3ml静脉切开针1ml6(1/2)0.5ml6(1/2)4ml75ml5兔最大给药量使用针头20ml10号导尿管2ml6(1/2)2ml6(1/2)5ml710ml6猫最大给药量使用针头20ml10号导尿管20ml72ml75ml710ml6蛙淋巴囊注射最大注射量1ml/只6.经口染毒：灌胃在急性试验中，经口给药多用灌胃法，此法剂量准确，适用于小白鼠、大白鼠、家兔等动物。
小鼠、大鼠（或豚鼠）用输血针头或小号腰穿针头，将其尖端斜面磨剂，用焊锡在针尖周围焊一圆头，注意勿堵塞针孔，即成灌胃针；亦可用烧成圆头的硬质玻璃毛细管或特制的塑料毛细秋，作为导管。
灌胃时将针按在注射器上，吸入药液。
左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。
动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。
若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。
一般当灌胃针插入小鼠3－4cm，大鼠或豚鼠4-6cm后可将药物注入。
常用的灌胃量小鼠为0.2-1ml，大鼠1-4ml，豚鼠为1-5ml。
7.其他途径给药：（1）呼吸道染毒（2）皮肤染毒：a.斑贴法；b.浸尾法（八）实验动物生物材料采集和制备（八）动物常用采血方法（1）大小鼠鼠尾采血法：剪尾法或尾静脉采血剪尾法当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
鼠尾静脉刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
（2）眼眶静脉丛采血法采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。
当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。
右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。
刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。
当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。
若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。