实验动物手术及麻醉
动物麻醉学的麻醉药物与手术管理
动物麻醉学的麻醉药物与手术管理动物麻醉学是一门广泛应用于兽医学和实验动物科学研究领域的学科，主要涉及动物体内麻醉药物的使用以及手术过程中的管理。
本文将介绍动物麻醉学中常用的麻醉药物分类、药理学作用以及手术管理的相关要点。
一、麻醉药物分类根据麻醉药物的作用机制和用途，常见的麻醉药物可分为以下几类：1. 全身麻醉药物：常见的全身麻醉药物包括巴比妥类药物、苯嗪类药物和氯仿等。
全身麻醉药物可通过静脉给药、肌肉注射或吸入途径达到麻醉效果，使动物处于无痛觉和无意识状态。
2. 局部麻醉药物：局部麻醉药物主要用于术后疼痛的缓解和局部手术操作的无痛化。
常见的局部麻醉药物包括利多卡因、布比卡因和普鲁卡因等。
3. 镇痛药物：镇痛药物可用于控制手术后的疼痛和缓解术后不适。
常用的镇痛药物包括吗啡类药物、非甾体抗炎药和阿片类药物等。
二、麻醉药物的应用与药理学作用不同类型的麻醉药物在动物麻醉中起到不同的作用，其应用与药理学作用如下所示：1. 全身麻醉药物：巴比妥类药物通过中枢神经系统的抑制作用产生麻醉效果，适用于较长时间的手术操作。
苯嗪类药物可以通过镇静和缓解焦虑的作用产生麻醉效果，常用于产前和产后的镇痛。
氯仿通过抑制中枢神经系统传入和传出的神经冲动产生麻醉效果，适用于短时间的手术操作。
2. 局部麻醉药物：局部麻醉药物通过阻滞神经传导或减少神经冲动的传递来产生局部无痛觉的效果。
利多卡因通过抑制钠离子通道来阻断神经传导，常用于皮肤表面麻醉。
布比卡因和普鲁卡因通过抑制神经细胞膜的电离平衡来产生麻醉效果，适用于较深部位的手术操作。
三、手术管理要点在动物麻醉学中，手术管理是确保手术顺利进行和动物安全的重要环节。
以下是手术管理的要点：1. 预麻醉评估：在手术前，应对动物进行全面的身体检查，评估动物的健康状况和手术的风险，并根据评估结果选择合适的麻醉药物和麻醉剂量。
2. 麻醉监测：在麻醉过程中，应对动物进行全面的监测，包括心率、呼吸、体温和血压等指标的监测，以及麻醉深度的评估。
狗麻醉解剖实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 熟悉狗的解剖结构，了解各器官的形态、位置和功能。
2. 掌握狗的麻醉、解剖和操作技巧。
3. 培养学生严谨、细致的实验态度和团队合作精神。
二、实验材料与设备1. 实验动物：健康成年狗一只（雌性，体重约10kg）。
2. 实验器材：麻醉机、手术刀、剪刀、镊子、针筒、注射器、解剖器械、生理盐水、碘伏、酒精、纱布等。
3. 实验药品：普鲁卡因、利多卡因、肾上腺素、生理盐水等。
三、实验步骤1. 麻醉：（1）首先对狗进行全身麻醉，采用静脉注射普鲁卡因和利多卡因的混合液。
（2）麻醉成功后，将狗置于解剖台上，固定四肢，准备进行解剖。
2. 解剖：（1）皮肤：观察狗的皮肤颜色、厚度和弹性，注意皮肤与肌肉的连接方式。
（2）肌肉：分离皮肤与肌肉，观察肌肉的形态、颜色和纹理，了解肌肉的起止点和作用。
（3）骨骼：分离肌肉，暴露骨骼，观察骨骼的形态、大小和连接方式，了解骨骼的支撑和保护作用。
（4）内脏器官：a. 消化系统：观察胃、小肠、大肠、肝脏、胆囊、胰腺等器官的位置、形态和功能。
b. 呼吸系统：观察气管、支气管、肺等器官的位置、形态和功能。
c. 循环系统：观察心脏、血管、淋巴等器官的位置、形态和功能。
d. 泌尿系统：观察肾脏、输尿管、膀胱等器官的位置、形态和功能。
e. 生殖系统：观察卵巢、输卵管、子宫、睾丸、附睾等器官的位置、形态和功能。
f. 神经系统：观察大脑、脊髓、神经等器官的位置、形态和功能。
g. 感觉器官：观察眼睛、耳朵、鼻子等器官的位置、形态和功能。
（5）神经系统：观察大脑、脊髓、神经等器官的位置、形态和功能。
3. 组织切片：（1）取狗的器官组织，如肝脏、肾脏、心脏等，进行固定、脱水、透明、浸蜡、切片、染色等步骤。
（2）在显微镜下观察组织切片，了解器官组织的微观结构。
4. 总结与讨论：（1）总结实验过程中观察到的狗的解剖结构特点。
（2）分析狗的器官功能与人体器官功能的异同。
（3）讨论实验过程中遇到的问题和解决方法。
实验动物的麻醉方法
实验动物的麻醉方法实验动物的麻醉方法是在科学研究中使用的一种技术，目的是为了减少实验过程中的疼痛和不适感，同时保护实验动物的福利。
麻醉可以使实验动物处于无痛觉和无意识状态，以便进行各种操作、实验和手术。
在实验过程中，麻醉方法的选择应根据动物的种类、实验需求、实验所需时间等因素来确定。
常用的实验动物麻醉方法主要有以下几种：1. 局部麻醉：局部麻醉主要针对某个具体的部位或区域进行麻醉。
例如，对于小鼠或大鼠的手术操作，可以通过使用局部麻醉药物如利多卡因、戊巴比妥钠等，将药物注射到手术部位，使动物在手术过程中局部麻醉。
2. 全身麻醉：全身麻醉是指使整个动物体表现出无痛觉和无意识状态的麻醉方法。
全身麻醉适用于复杂手术或需要较长时间操作的实验，如内窥镜检查、器官移植、生物体刺激等。
目前，全身麻醉通常使用静脉麻醉或吸入麻醉两种方式。
3. 静脉麻醉：静脉麻醉是通过给动物静脉注射麻醉剂，使药物迅速进入动脉血液循环，通过血流输送到全身，产生全身麻醉效果。
动物通常会在注射后几秒钟内失去意识，并进入无痛无感觉状态。
常用的静脉麻醉药物有戊巴比妥钠、异氟醚等。
4. 吸入麻醉：吸入麻醉是将麻醉剂以气态形式通过动物的呼吸道送入肺部，通过肺泡与血液交换，达到全身麻醉的效果。
吸入麻醉常用的药物有氟烷、异氟醚、氧化亚氮等。
这些药物可以通过吸入气体的方式进行给药，既可控制麻醉剂的剂量，还可根据需要调整麻醉深度。
除了以上主要的麻醉方法外，还有一些特殊情况下使用的麻醉方法，如眼科手术中常用的硬膜外麻醉、特定场景下使用的局部麻醉等。
在使用麻醉方法时，科研人员还应遵循一些麻醉实践原则以保护实验动物。
首先，选择合适的麻醉方法和药物，应考虑动物种类的特殊需求，例如老鼠和大鼠对药物的敏感性不同；其次，根据实验操作的特点选择合适的麻醉深度；另外，在麻醉后需要对动物进行有效的监测，定期检查动物的生命体征，确保其处于麻醉的状态下没有额外的不适。
需要强调的是，为了保障实验动物福利和避免不必要的痛苦，实验过程中应尽量减少动物的使用数量以及对其造成的痛苦和不适。
动物实验手术实验报告
一、实验目的1. 了解动物实验手术的基本步骤和方法。
2. 掌握动物实验手术器械的使用。
3. 培养实验操作者的动手能力和观察力。
二、实验材料1. 实验动物：家兔一只，体重2-3kg。
2. 实验器械：手术刀、剪刀、镊子、针线、止血钳、手术剪、手术巾、注射器、注射针、酒精、碘伏、生理盐水等。
3. 实验药品：普鲁卡因、生理盐水、抗生素等。
三、实验方法1. 实验动物处理：将家兔放入实验室内，适应环境，观察其生理状态。
然后，将家兔进行麻醉，采用腹腔注射的方式注射普鲁卡因，剂量为40mg/kg体重。
2. 手术部位：选择家兔的背部作为手术部位。
3. 手术步骤：（1）消毒：用酒精和碘伏对手术部位进行消毒。
（2）切口：用手术刀在手术部位做一长约3cm的切口，注意深度要适中，避免损伤深层组织。
（3）止血：用止血钳夹住切口附近的血管，然后用镊子将血管夹住，剪断血管，结扎止血。
（4）分离组织：用手术剪将切口附近的组织进行分离，暴露出内脏器官。
（5）手术操作：根据实验要求进行相应的手术操作，如器官切除、吻合等。
（6）缝合：用针线将切口附近的组织进行缝合，注意层次分明，结扎牢固。
4. 术后处理：将家兔放回实验室内，观察其恢复情况。
术后给予抗生素预防感染，每日观察切口愈合情况。
四、实验结果1. 手术过程中，实验动物生命体征平稳，未出现不良反应。
2. 手术切口愈合良好，无明显感染迹象。
3. 实验动物术后恢复顺利，食欲、活动正常。
五、实验讨论1. 动物实验手术过程中，应严格遵守无菌操作原则，确保手术部位清洁，防止感染。
2. 在手术过程中，应注意手术器械的清洁和消毒，避免交叉感染。
3. 手术操作要熟练，避免损伤重要组织器官。
4. 术后观察动物恢复情况，及时发现并处理可能出现的问题。
六、实验总结本次实验通过对家兔进行手术操作，使实验者掌握了动物实验手术的基本步骤和方法。
在实验过程中，实验者提高了动手能力和观察力，为今后从事动物实验研究奠定了基础。
家兔麻醉实验实验报告
一、实验目的1. 了解家兔麻醉的基本原理和方法。
2. 掌握家兔麻醉过程中麻醉药物的选用、给药途径及注意事项。
3. 观察家兔在麻醉过程中的生理变化，为临床麻醉提供参考。
二、实验原理家兔麻醉实验是通过使用麻醉药物，使家兔暂时失去意识和痛觉，便于进行手术操作或观察生理变化。
实验中常用的麻醉药物有吸入性麻醉剂、静脉麻醉剂和局部麻醉剂等。
本实验主要采用静脉注射的方式给予家兔麻醉药物。
三、实验材料与器材1. 实验材料：家兔一只，25%氨基甲酸乙酯（乌拉坦）溶液，生理盐水，注射器，手术器械等。
2. 实验器材：手术台，手术显微镜，心电图仪，血压计，呼吸机，体温计等。
四、实验步骤1. 麻醉前准备：将家兔放入安静、舒适的环境中，观察其基本情况，如活动能力、呼吸、心率等。
然后将家兔固定在手术台上，准备手术器械和麻醉药物。
2. 麻醉药物选择：本实验采用25%氨基甲酸乙酯（乌拉坦）溶液作为麻醉药物。
3. 给药途径：通过耳缘静脉注射给药。
首先用酒精棉球消毒家兔耳缘静脉，然后用注射器抽取25%氨基甲酸乙酯溶液，缓慢注射，剂量为1g/kg体重。
4. 麻醉观察：注射麻醉药物后，密切观察家兔的生理变化，如呼吸、心率、瞳孔、肌肉松弛等。
当家兔出现呼吸减慢、心率减慢、瞳孔缩小、肌肉松弛等麻醉现象时，说明麻醉成功。
5. 麻醉深度监测：使用心电图仪和血压计监测家兔的心率和血压，了解麻醉深度。
在麻醉过程中，根据家兔的生理变化调整麻醉药物剂量。
6. 麻醉维持：在实验过程中，根据家兔的生理变化，适当追加麻醉药物，维持麻醉状态。
7. 实验结束：实验结束后，停止给药，待家兔逐渐清醒。
五、实验结果与分析1. 家兔在注射25%氨基甲酸乙酯溶液后，呼吸减慢、心率减慢、瞳孔缩小、肌肉松弛，表明麻醉药物已发挥作用。
2. 麻醉过程中，家兔的心率和血压有所下降，但随着麻醉深度的增加，心率、血压逐渐恢复。
3. 实验过程中，家兔的生理变化符合麻醉药物的作用规律。
六、实验总结1. 本实验成功实现了家兔的麻醉，为临床麻醉提供了参考。
动物实验常见操作技术
动物实验常见操作技术动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行各种操作和处理，获得与人类相关的科学数据和知识。
以下是动物实验中常见的操作技术。
一、麻醉和镇痛技术动物实验中会应用麻醉药物使动物失去感觉和意识，以减少动物在实验过程中的痛苦和压力。
常用的麻醉技术包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
镇痛技术用于减轻术后疼痛，常采用各种药物如阿片类和非甾体抗炎药等。
二、手术技术手术技术是动物实验中常见的一项操作技术，用于在动物体内插入仪器、移除组织样本、修复组织或器官的损伤等。
常见的手术技术包括卵巢切除术、肝脏切片术、心脏手术等。
三、体内采样技术体内采样技术是从动物体内获取生物样本的一种方法，用于分析动物的生理和生化指标。
常见的体内采样技术包括血液采样、尿液采样、肠道内容物采样等。
四、药物给药技术药物给药技术是将药物通过各种途径输入动物体内，以研究药物的药代动力学和药效学等。
常见的给药途径包括静脉注射、腹腔注射、皮下注射等。
五、环境控制技术环境控制技术用于控制实验动物的环境条件，以确保实验结果的准确性和可靠性。
常见的环境控制技术包括温度控制、湿度控制、光照控制等。
六、行为测定技术行为测定技术用于评估动物的行为特征和认知功能，常用于研究动物的学习记忆、情绪行为等。
常见的行为测定技术包括开放田间测试、旋转杆测定、挖洞测试等。
七、分子生物学技术分子生物学技术用于研究动物的基因表达、DNA/RNA的分离和测定等。
常用的分子生物学技术包括PCR技术、凝胶电泳技术、蛋白质电泳技术等。
八、影像学技术影像学技术用于研究动物的器官结构、功能和病理变化等。
常见的影像学技术包括X线摄影技术、CT扫描、MRI等。
九、细胞培养技术细胞培养技术用于研究动物的细胞生长、增殖和代谢等。
常用的细胞培养技术包括离心培养、悬浮培养、共培养等。
以上列举了动物实验中常见的操作技术，不同实验目的和研究领域需要选用不同的操作技术，以获得准确和可靠的实验结果。
(精选)动物麻醉剂及麻醉剂量
动物麻醉方法及给药剂量一、动物麻醉的目的1.清醒状态的动物虽然更加接近其生理状态，但是试验过程中的各种强刺激容易引起动物大脑皮质的抑制，使动物机体发生生理机能障碍影响到实验的结果。
甚至引起动物死亡或休克。
2.防止动物伤害实验操作者。
3.基于人道主义的考虑，麻醉是动物保护所必需采取的措施。
二、麻醉的类型和方法1.全身麻醉的方法：吸入麻醉：吸入麻醉是将挥发性麻醉剂或气体的麻醉剂经过动物的呼吸道进入体内产生麻醉的效果。
常见的麻醉剂有乙醚、安氟醚、三氟乙烷等，其中乙醚因麻醉深度容易掌握、安全、动物容易恢复等优点，使用最为广泛。
1）大鼠、小鼠、豚鼠的乙醚麻醉：将含有乙醚的棉球/纱布放在大烧杯中，将动物放入，封口。
动物先兴奋后抑制，自行倒下。
当动物角膜反应迟钝，肌肉紧张度降低时，即可取出动物。
如果动物逐渐恢复肌肉紧张（挣扎），可重复麻醉一次，待平静后即可开始试验。
如果试验时间较长，可将动物固定在其口鼻处放置含有乙醚的棉球或纱布，并在实验中注意动物的反应，适时追加乙醚的吸入量，以维持麻醉的深度和实践。
2）猫、兔的乙醚麻醉：将动物放进内装含有乙醚的棉球/纱布的麻醉瓶中，封口。
经过1~2min，从动物后腿依次出现麻痹现象，而后失去运动能力，表明动物进入麻醉状态。
4~6min后可以将动物麻醉，如观察到动物倾斜不能站立、跌倒时，说明动物已经深度麻醉，立即取出动物，这时动物肌肉松弛、四肢紧张度降低，角膜反射迟钝，皮肤痛觉消失，可进行试验。
3）犬的乙醚麻醉：首先将犬用绳子绑定，根据犬的大小选择适合的麻醉口罩，将纱布/棉花放到口罩内，加入乙醚。
一人固定犬的前后肢，另一人用膝盖顶住犬的胸颈处，一手捏住头颈（注意力量，防止窒息），将口罩套在犬嘴上。
开始乙醚用量可大一些，之后逐渐减少。
犬开始兴奋后出现挣扎、呼吸不规则现象，而后呼吸逐渐平稳，肌肉紧张度逐渐消失，角膜反射迟钝，对皮肤刺激无反应，此时可开始试验。
乙醚吸入如果出现呼吸窒息应暂停吸入乙醚，等呼吸恢复后在继续吸入。
家兔基本手术实验报告
一、实验目的1. 熟悉家兔的基本解剖结构和生理特点；2. 掌握家兔手术的基本操作技术；3. 培养动手能力和实验操作规范。
二、实验原理家兔作为实验动物，具有解剖结构和生理特点与人类相似，因此在家兔上进行手术实验可以帮助我们更好地了解人体手术操作。
本实验通过对家兔进行基本手术操作，使学生掌握手术基本技能。
三、实验器材1. 实验动物：家兔一只；2. 手术器械：手术刀、手术剪、眼科剪、组织钳、止血钳、手术镊、玻璃分针、插管、动脉夹、棉线等；3. 麻醉药品：1%普鲁卡因、3%戊巴比妥钠；4. 其他用品：注射器、酒精棉球、生理盐水、消毒液等。
四、实验步骤1. 家兔抓取、固定和麻醉（1）将家兔放在实验台上，用右手抓住家兔的后颈部皮肤，左手抓住兔的双脚，将家兔倒立；（2）用酒精棉球擦拭家兔的耳缘静脉，使血管充盈；（3）用注射器抽取1%普鲁卡因5ml，进行局部麻醉；（4）将家兔放在手术台上，用手术钳固定四肢。
2. 手术切口（1）用手术刀在颈部正中线切开皮肤，长约5-7cm；（2）用手术剪剪开皮肤，暴露肌肉组织；（3）用止血钳钳夹肌肉组织，用手术刀分离肌肉组织。
3. 神经、血管分离（1）用眼科剪剪开颈动脉鞘，暴露颈总动脉；（2）用组织钳夹住颈总动脉，用手术刀分离颈总动脉；（3）用手术镊分离颈外静脉，用手术刀分离颈外静脉。
4. 插管技术（1）将颈总动脉插入动脉夹，用手术剪剪口大小为颈总动脉直径的1/3-1/2；（2）将动脉导管插入颈总动脉，插入长度约1cm；（3）用动脉夹固定动脉导管。
5. 术后处理（1）用消毒液消毒手术切口；（2）用手术线缝合皮肤；（3）观察家兔术后恢复情况。
五、实验结果与分析1. 实验结果通过本次实验，学生掌握了家兔的基本解剖结构和生理特点，熟悉了家兔手术的基本操作技术，包括抓取、固定、麻醉、切口、分离、插管等。
2. 实验分析（1）在手术过程中，应严格遵守无菌操作原则，避免手术感染；（2）在分离神经、血管时，要轻柔操作，避免损伤神经、血管；（3）在插管过程中，要掌握好插管深度，避免插管过深或过浅；（4）术后观察家兔恢复情况，确保手术成功。
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实验动物手术及麻醉一、概论实验操作过程为减轻动物的疼痛及紧迫，常需给予止痛或麻醉。
动物麻醉属医疗行为，因此不论是实验前对麻醉药物与方式的选择，或麻醉前中后对动物生理心理状态的评估，均需兽医师专业知识的建议。
动物的麻醉必须兼顾：（1）不影响实验结果；（2）临床实际可行；（3）避免动物承受非必要的痛苦。
适当的麻醉不但能减轻动物的痛苦，也能减少研究人员承受过多的精神压力。
1. 名词解释：♦Analgesia：止痛，对疼痛失去敏感性。
♦Tranquillization：精神安定，动物呈现一种行为改变状态，精神与动作迟缓，松懈，对周围环境的反应冷淡、对小疼痛常不在意。
♦Sedation：镇静，轻微程度的中枢神经抑制状态，保持醒觉，但安静。
♦Anesthesia：麻醉，以药物或其他方式抑制动物局部（周边性）或全体（中枢性）神经组织的活性，使动物部分或整个身体完全失去感觉作用。
♦Local anesthesia：局部麻醉。
♦General anesthesia：全身麻醉。
完全无知觉与感觉（中枢性）。
♦Surgical anesthesia：外科手术麻醉。
完全无知觉与感觉，并有充分的肌肉松弛和痛感消失。
2. 手术分类实验动物的手术可分为存活手术（Survival surgery）和不存活手术（Nonsurvival surgery）两类，前者指麻醉后或所有手术结束后动物还需生存着，后者指麻醉后或所有手术结束后动物即给与安乐死。
进行存活手术时，不论是剖腹、截肢或注射药物、处理伤口，皆需严格执行手术部位的剃毛消毒（beta-iodine scrub/alcohol），材料灭菌（autoclave）及无菌操作（surgical glove & aseptic operation）视实验需求动物可在术前注射抗生素以避免感染。
如进行不存活手术，虽不需存活手术般严格无菌操作，但至少要行操作部位的剃毛消毒和戴手套。
存活手术依对动物的影响程度区分为Major与Minor。
Major survival surgery指任何需将体腔暴露在外或严重影响动物正常身体与生理功能的手术，例如：胸腔手术、关节手术、截肢手术...等；Minor survival surgery则是指不需暴露体腔或者对动物生理影响很小的手术，例如：伤口缝合、安装周边血管的导管……基于人道考量单一动物不可执行重复的Major survival surgery，如有必要需于动物实验申请表内提出详细的说明，取得IACUC同意后才可执行。
二、术前照顾犬、猫、灵长类与猪在进行麻醉前8至12小时需禁食。
而小型啮齿类动物及兔不易发生呕吐，因此一般手术前不需禁食，天竺鼠的唾液分泌较多，需多加注意。
任何怀孕或健康不良之动物皆须审慎评估麻醉对动物的影响。
手术前也需有急救动物的概念，预先准备Atropine、CaCl2 10%、Dexamethasone、Dopamine、Doxapram、Epinephrineate 等急救药物。
(一) 麻醉前给药镇静剂（Tranquillizers/Sedatives）、止痛剂（Analgesics）、抗乙酰胆碱（Anticholinergics）等药品统称为麻醉前给药。
镇静剂及止痛剂可诱导麻醉平缓进行，降低（或直接跨越）麻醉兴奋期的反应，间接可减少麻醉药品使用量，降低动物死亡率。
抗乙酰胆类药品可抑制迷走神经的兴奋，避免手术期间动物呕吐及过度流涎现象。
1.Anticholinergics＊Atropine抑制呼吸道及唾液腺分泌物，防止心脏受到迷走神经的兴奋所产的心跳徐缓。
注意：已有心律不整的动物避免使用。
2.Tranquillizers ＆Sedatives＊Phenothiazines：Chlorpromazine, Acepromazine, Promazine抑制脑干及大脑皮质，产生安静和减低运动性作用。
注意：因血管扩张而易造成血压降低，高剂量时会有肌肉僵直、震颤等现象。
可与解离性麻醉剂（ketamine）共享来降低副作用。
＊Butyrophenones：Droperidol, Fluanisone, Azaperone效果比Penothiazine强。
注意：易造成血压降低。
＊Benzodiazepines：Diazepam(Valium), Midazolam控制及预防癫痫，可使用于老年、肥胖动物，它可解除Ketamine引起之痉挛。
注意：静脉注射太快时会休克。
皮下及肌肉注射效果不佳，且刺激性强。
＊Alpha-2-adrenargic agonist tranquillizer：Xylazine（Rompun）常使用于猫科动物与灵长类，肌肉松弛效果佳。
注意：刺激呕吐中枢，会使90%猫呕吐。
适合与Ketamine合用。
3.Narcotic analgesics（Opioids）＊Morphine, Pethidine, Buprenorphine, Methadone, Fentanyl属管制药品，精神性安定镇痛作用。
注意：低剂量会引起中枢神经抑制现象，较高剂量会产生兴奋，超高剂量会引起中枢神经过度抑制而死亡。
三、麻醉及手术(一) 麻醉期监控1.麻醉分期：第一期无痛期：开始失去知觉。
第二期兴奋期：呼吸急促，狂乱或喊叫，对外界刺激异常反应。
第三期手术麻醉期：分成四节，最适合进行手术。
第四期休克死亡期：呼吸、心跳几乎停止，1至5分钟内可能死亡。
一般来说麻醉希望越快进入第三期（手术麻醉期）状态，此期的第一、第二节足够大部分手术所需。
第三、第四节已是动物接近死亡的高危险期，此时必须暂停手术进行急救，否则一旦进入第四期休克期，动物80%以上会死亡。
麻醉各期生理变化呼吸（腹壁的突然收缩）误判为麻醉不足而追加药量，导致动物死亡。
2.动物麻醉深度评估项目：（1）呼吸：♦动物在麻醉过程中会出现停止呼吸数秒，然后又有一深呼吸，此为麻醉过度现象，须注意（注射ketamine后动物暂时性呈现停止呼吸数秒，之后恢复正常呼吸，需小心区别）。
♦一般而言胸式呼吸为轻度麻醉，麻醉越深，越接近腹式呼吸。
不规则的呼吸表示动物快要苏醒或麻醉过深。
（2）黏膜颜色：正常麻醉状态下黏膜（口腔、肛门）为粉红色，表示氧气足够；如呈现紫色，则为发疳（cyanosis）现象，表示缺氧。
（3）微血管再充血时间（CRT）：手指压牙龈后放开，牙龈再恢复正常粉红色为止所需时间，正常要小于2 s，超过则显示心脏输出功能不佳。
（4）脉膊：监测后腿股骨动脉、下颚动脉（大动物）、心跳数（啮齿类）。
（5）反射：肛门反射及趾间痛觉反射皆可做为麻醉指标，口咽反射亦可做为使用气体麻醉时恢复的指标。
（6）眼反射：眼球震颤表示麻醉过浅。
麻醉初期兴奋时瞳孔放大，然后随着麻醉程度加深而缩小；麻醉过量时瞳孔会极度扩大。
(二) 麻醉麻醉可分为局部和全身两种，局部麻醉较常使用于大型动物（如牛，马），一般动物常使用全身麻醉。
全身麻醉有注射性麻醉剂和吸入性麻醉剂两类。
1.注射性麻醉剂：诱导快，方便省时，无需复杂昂贵的设备；但药物注入体内后不易控制其深度，须于体内代谢排泄后才能缓解。
•Barbiturates：Pentobarbital, Thiopentone, Methohexitone, 广范使用，抗痉挛性佳，作用时间长（Pentobarbital：2-3hrs；Phenobarbital：6hrs）。
属管制药品。
注意：有严重的呼吸、心血管抑制作用，此药物作用属非可逆性，无特殊拮抗药物可缓解，一旦过量，极易死亡。
对猫会造成呼吸暂停现象。
肝肾毒性高。
•Steroid anesthetic：Alphaxalone / Alphadolone 诱导作用温和，适用于绵羊、猪、灵长类、猫。
注意：对猫狗会产生过敏反应。
不可与Barbiturates共享。
• Dissociative anesthetic：Ketamine, Tiletamine 解离型麻醉剂，使用广范（尤其猫科动物），投药方便。
属管制药品。
注意：单独使用时肌肉松弛效果差，全身肌肉呈僵直反应（可与Xylazine或Diazepam共享）。
有过度垂涎、呼吸暂停现象。
麻醉中眼睑不闭合，需投予眼药膏保护眼球。
• Neuroleptanalgesics：Fentanyl/Fluanisone 精神安定性镇静剂，可与其他麻醉剂合用（Fentanyl + Droperidol = Innovar-Vet）。
注意：麻醉中听觉对外界声音特别敏感。
血压降低，呼吸抑制。
• Others：Chloral Hydrate, Tribromoethanol, Urethane, Alpha – Choralose。
2.吸入性麻醉剂：对麻醉深度与时间的掌控性佳，苏醒快；但需较昂贵的设备（汽化器、连接管、口罩或气管套管），而有些吸入性药剂对动物及操作人员的呼吸道和肝肾等器官有伤害性。
（1）Ether：肌肉松弛效果佳，易使用，准备瓶子、药剂、棉花既可在抽气柜内使用。
注意：易燃、易爆，易挥发。
人员必须要在Fume hood（有抽气罩之操作台）内操作，绝不可与电器设备一起使用，以Ether处理后之动物尸体需储藏在有防爆装置的冰柜。
乙醚味道刺激性强，易使鼠类呼吸道疾病恶化。
基于安全与健康理由，非常不推荐采用Ether 做为麻醉剂。
（2）Methoxyflurane：无爆性或易燃性，肌肉松弛效果及止痛效果佳，使用于小型鼠类时可直接使用麻醉箱进行动物麻醉。
注意：诱导及恢复期慢，因此在较大型动物建议先使用注射性麻醉药诱导，之后以吸入性麻醉药维持麻醉期。
在体内代谢会产生氟化物造成肝脏伤害。
（3）Halothane：诱导及恢复期快，不易燃或爆炸，但需配合气体麻醉机及汽化器相关设备。
注意：周边血管扩张易造成低血压。
动物及人员长期曝露在halothane下易造成肝功能受损。
在较大型动物建议先使用注射性麻醉药诱导，之后以吸入性麻醉药维持麻醉，而啮齿类动物则直接使用麻醉箱或口罩诱导并维持麻醉状态。
（4）Isoflurane：诱导及恢复期快，肝毒性较小，适合药物代谢或毒理试验时使用。
注意：呼吸抑制作用较Halothane严重，心血管抑制作用较小。
在较大型动物建议先使用注射性麻醉药诱导，之后以吸入性麻醉药维持麻醉，而啮齿类动物则直接使用麻醉箱或口罩诱导并维持麻醉状态。
（5）Others：Nitrous Oxide, Carbon Dioxide（CO2）(三) 影响麻醉的因素1.动物种类、品种2.性别、年龄、体重3.动物的营养状况和健康情况4.Methoxyflurane对F344大鼠会造成糖尿病样症后群（Diabetes-like syndrome）。
5.天竺鼠注射Innovar-Vet可能造成肌肉组织坏死。