组蛋白翻译后修饰的类型汇编
组蛋白翻译后修饰的
类型
组蛋白翻译后修饰的类型
组蛋白和组蛋白翻译后修饰通过影响染色质的结构来调控基因的表达，目前已成为表观遗传学研究的焦点之一。
染色质是一系列核小体相互连接成的念珠状结构。核小体的核心是由组蛋白
H2A、H2B H3、H4各两个分子构成的八聚体，在八聚体的表面缠绕有1.75圈的双螺旋DNA相邻的两个核小体之间由DNA连接,称为纤丝（fiber）, 在纤丝部位结合有组蛋白分子H1。在组蛋白H1存在时,核小体之间紧密接触，形成直径为10nm的纤维状结构。这就是染色体构型变化的一级结构。在染色质中,DNA和组蛋白是染色质的稳定成分,组蛋白与DNA勺含量之比接近1 : 1 组蛋白是染色质的主要蛋白质成分，通过带正电荷的氨基末端区域与带负电荷的DNA骨架相互作用,对基因的表达有重要调控作用。
染色体活性调控的一个重要的机制是组蛋白的可逆共价修饰，通常容易发生在组蛋白H3和H4的N端尾部，组蛋白H2A和H2B的N和C末端，包括甲基化，乙酰化，磷酸化，ADP核糖基化，泛素化和小分子类泛素化修饰，这些翻译后修饰可改变组蛋白与DNA之间的相互作用，影响调控复合物与染色质结合的能力及染色质重塑，进而影响着细胞的多种功能。
1?甲基化
组蛋白甲基化是由组蛋白甲基化转移酶（hist on emethyltra nsferase ，HMT完成的。甲基化可发生在组蛋白的赖氨酸和精氨酸残基上，而且赖氨酸残基能够发生单、双、二甲基化，而精氨酸残基能够单、双甲基化，这些不同程度的甲基化极大地增加了组蛋白修饰和调节基因表达的复杂性。甲基化的作用位点在赖氨酸
（Lys）、精氨酸（Arg）的侧链N原子上。组蛋白H3的第4、
9、27和36位，H4的第20位Lys, H3的第2、17、26位及H4的第3位Arg都
是甲基化的常见位点。研究表明?，组蛋白精氨酸甲基化是一种相对动态的标记，精氨酸甲基化与基因激活相关，而H3和H4精氨酸的甲基化丢失与基因沉默相关。相反，赖氨酸甲基化似乎是基因表达调控中一种较为稳定的标记。例如，H3第4位的赖氨酸残基甲基化与基因激活相关，而第9位和第27位赖氨
酸甲基化与基因沉默相关。此外，H— K20的甲基化与基因沉默相关，H3- K36 和
H3-K79的甲基化与基因激活有关。但应当注意的是，甲基化个数与基因沉默和激活的程度相关。
2?乙酰化
组蛋白乙酰化主要发生在H3 H4的N端比较保守的赖氨酸位置上，是由组蛋白乙酰转移酶和组蛋白去乙酰化酶协调进行。组蛋白乙酰化呈多样性，核小体上有多个位点可提供乙酰化位点，但特定基因部位的组蛋白乙酰化和去乙酰化是以一种非随机的、位置特异的方式进行。乙酰化可能通过对组蛋白电荷以及相互作用蛋白的影响，来调节基因转录。早期对染色质及其特征性组分进行归类划分时就有人总结指出：异染色质结构域组蛋白呈低乙酰化，常染色质结构域组蛋白呈高乙酰化。最近有研究发现，某些HAT复合物含有一些常见的转
录因子，某些HDAC复合物含有已被证实的阻遏蛋白。这些发现支持了高乙酰化与激活基因表达、低乙酰化与抑制基因表达有关的看法。
3. 磷酸化
组蛋白H3在有丝分裂过程中，两个丝氨酸残基SerlO和Ser28发生了磷酸化作用。Ser10磷酸化组蛋白H3首先出现在G2晚期的核周缘，Ser28磷酸化组蛋白
H3紧随其后出现，两个位点的磷酸化在中期到达高峰，并扩展到染色体的
所有部分。当细胞有丝分裂进入后期和末期，组蛋白H3Ser28的磷酸化逐渐消退，而组蛋白H3Ser10磷酸化的荧光信号也逐渐从染色体上消失，此时在纺锤体中央部位出现Ser10磷酸化H3.研究结果表明，组蛋白H3Ser10和Ser28的磷酸化与细胞有丝分裂染色体的凝集和解凝集过程有着时间和空间上的相关性。SerlO和Ser28这两个位点发生磷酸化作用，可使组蛋白H3氨基末端的正电荷数降低，改变了组蛋白一DNA间的相互作用，这可能是导致染色质变构凝集的原因之一。根据激光共聚焦显微分析表明，在有丝分裂后期和末期，SerlO 磷酸化组蛋白H3的荧光信号出现在中体位置，在纺锤体中央形成梯状区带，随后凝集成点状成直线排列，和分开的两套染色体形成“三明治”样结构。
4. 泛素化
组蛋白H2A在1975年被首次发现有泛素化修饰,其泛素化修饰位点是高度保守的赖氨酸残基119 (K119)位点。研究发现在大量高等真核生物中H2A总量的5%~15被泛素化,除了在芽殖酵母中没有发现泛素化的组蛋白
H2A(ubiquitinated-H2A,uH2A)以外,在许多组织和细胞中都发现有多聚泛素化(polyubiquitination) 的H2A研究还发现，组蛋白H2A的泛素化能够促进组
蛋白H1与核小体的结合，促进多聚梳群蛋白(polycomb group protein) 的沉默，还在X染色体失活的起始过程中有重要作用。除了H2A以外,组蛋白H2B也可以被泛素化修饰。尽管染色质中泛素化的组蛋白H2B量并不多,约占1%~2%但是在从芽殖酵母到人类的真核生物中广泛分布。研究还发现H2B的123位赖氨酸的泛素化还能影响H3的79位赖氨酸的甲基化。
5. 组蛋白的其他修饰方式
相对而言，组蛋白的甲基化修饰方式是最稳定的，所以最适合作为稳定的表观遗传信息。而乙酰化修饰具有较高的动态，另外还有其他不稳定的修饰方式，如腺苷酸化、ADP核糖基化等等。这些修饰更为灵活的影响染色质的结构与功能，通过多种修饰方式的组合发挥其调控功能。所以有人称这些能被专识别的修饰信息为组蛋白密码。这些组蛋白密码组合变化非常多，因此组蛋白共价修饰可能是更为精细的基因表达方式。
另外，研究发现H2B的泛素化可以影响H3K4和H3K79的甲基化，这也提示了各种修饰间也存在着相互的关联。
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组蛋白翻译后修饰的 类型
组蛋白翻译后修饰的类型 组蛋白和组蛋白翻译后修饰通过影响染色质的结构来调控基因的表达，目前已成为表观遗传学研究的焦点之一。 染色质是一系列核小体相互连接成的念珠状结构。核小体的核心是由组蛋白 H2A、H2B H3、H4各两个分子构成的八聚体，在八聚体的表面缠绕有1.75圈的双螺旋DNA相邻的两个核小体之间由DNA连接,称为纤丝（fiber）, 在纤丝部位结合有组蛋白分子H1。在组蛋白H1存在时,核小体之间紧密接触，形成直径为10nm的纤维状结构。这就是染色体构型变化的一级结构。在染色质中,DNA和组蛋白是染色质的稳定成分,组蛋白与DNA勺含量之比接近1 : 1 组蛋白是染色质的主要蛋白质成分，通过带正电荷的氨基末端区域与带负电荷的DNA骨架相互作用,对基因的表达有重要调控作用。 染色体活性调控的一个重要的机制是组蛋白的可逆共价修饰，通常容易发生在组蛋白H3和H4的N端尾部，组蛋白H2A和H2B的N和C末端，包括甲基化，乙酰化，磷酸化，ADP核糖基化，泛素化和小分子类泛素化修饰，这些翻译后修饰可改变组蛋白与DNA之间的相互作用，影响调控复合物与染色质结合的能力及染色质重塑，进而影响着细胞的多种功能。 1?甲基化 组蛋白甲基化是由组蛋白甲基化转移酶（hist on emethyltra nsferase ，HMT完成的。甲基化可发生在组蛋白的赖氨酸和精氨酸残基上，而且赖氨酸残基能够发生单、双、二甲基化，而精氨酸残基能够单、双甲基化，这些不同程度的甲基化极大地增加了组蛋白修饰和调节基因表达的复杂性。甲基化的作用位点在赖氨酸
（Lys）、精氨酸（Arg）的侧链N原子上。组蛋白H3的第4、 9、27和36位，H4的第20位Lys, H3的第2、17、26位及H4的第3位Arg都 是甲基化的常见位点。研究表明?，组蛋白精氨酸甲基化是一种相对动态的标记，精氨酸甲基化与基因激活相关，而H3和H4精氨酸的甲基化丢失与基因沉默相关。相反，赖氨酸甲基化似乎是基因表达调控中一种较为稳定的标记。例如，H3第4位的赖氨酸残基甲基化与基因激活相关，而第9位和第27位赖氨 酸甲基化与基因沉默相关。此外，H— K20的甲基化与基因沉默相关，H3- K36 和 H3-K79的甲基化与基因激活有关。但应当注意的是，甲基化个数与基因沉默和激活的程度相关。 2?乙酰化 组蛋白乙酰化主要发生在H3 H4的N端比较保守的赖氨酸位置上，是由组蛋白乙酰转移酶和组蛋白去乙酰化酶协调进行。组蛋白乙酰化呈多样性，核小体上有多个位点可提供乙酰化位点，但特定基因部位的组蛋白乙酰化和去乙酰化是以一种非随机的、位置特异的方式进行。乙酰化可能通过对组蛋白电荷以及相互作用蛋白的影响，来调节基因转录。早期对染色质及其特征性组分进行归类划分时就有人总结指出：异染色质结构域组蛋白呈低乙酰化，常染色质结构域组蛋白呈高乙酰化。最近有研究发现，某些HAT复合物含有一些常见的转 录因子，某些HDAC复合物含有已被证实的阻遏蛋白。这些发现支持了高乙酰化与激活基因表达、低乙酰化与抑制基因表达有关的看法。 3. 磷酸化 组蛋白H3在有丝分裂过程中，两个丝氨酸残基SerlO和Ser28发生了磷酸化作用。Ser10磷酸化组蛋白H3首先出现在G2晚期的核周缘，Ser28磷酸化组蛋白
组蛋白修饰
造血干细胞髓系分化中相关基因组蛋白修饰特征的研究 造血干细胞是一种多潜能干细胞，具有自我更新和多向分化潜能。它的多向分化潜能限定于造血系统的全体细胞包括红系细胞、粒系细胞、巨核系细胞、以及T、B淋巴细胞等。伴随造血干细胞系特异分化的是多向分化潜能的丢失和系相关基因的活化与非相关基因的沉默。其具体的调控机制如何，目前尚不清楚。表观遗传学（epigentics）是研究不改变DNA序列而由于其外部修饰引起的基因开放与否的学科，涉及的主要机制有DNA甲基化、组蛋白修饰、基因印记、RNA干扰等。其中研究得最多是DNA甲基化和组蛋白乙酰化、组蛋白甲基化，这些修饰与活化或失活染色质的结构形成相关。目前研究显示表观遗传修饰在胚胎干细胞（embryonic stem cells，ESC）的多潜能性的维持和向各系分化的过程中发挥了重要作用，并提出了共价修饰的模型。而表观遗传修饰在造血干细胞的多潜能性的维持和系特异分化中对相关基因的调控作用尚不明确。因此本课题通过从与染色质状态形成密切相关的组蛋白修饰这个角度去观察造血相关基因在富集造血干细胞的CD34+CD38-细胞和系特异分化后细胞中的特征来探讨了染色质构象在造血干细胞多潜能特性的维持和系特异分化中对相关基因的调控作用，为造血发育、造血干细胞的体外扩增与移植和白血病发病机制的研究提供新的思路。本研究分为以下三部分。第一部分脐带血来源的CD34+CD38-细胞的体外纯化和向各系的诱导分化目的：建立一个可行的从脐带血中分选出 CD34+CD38-细胞的方法，并在体外摸索出有效的粒系、红系和巨核系的分化体系，为后续实验提供可靠的细胞标本。方法：①采用免疫磁珠分选法（magnetic activated cell sorting，MACS）正性分选出CD34+细胞，再通过二次负性分选选出CD34+CD38-的细胞并用流式细胞术检测其纯度和用台盼蓝拒染法检测细胞活率。②在体外应用 SCF+IL-3+G-CSF或EPO或TPO细胞因子的组合分别诱导CD34+CD38-的细胞向粒系、红系以及巨核系分化。用细胞计数法绘制其各系细胞的增殖曲线及用流式细胞术检测诱导分化的效率。结果：①用抗CD34磁珠第一次分选CD34+细胞后，CD34+细胞的纯度可达95.24±1.03％；第二次分选后，CD34+/CD38-细胞的纯度为90.23±2.52％。分选前后细胞活力为均可达99％以上。②体外诱导分化14天时，粒系细胞数增加了 1186.67±106.1倍，红系细胞数增加了894.67±48.22倍，巨核系细胞数增加了
蛋白翻译后修饰(研究生高级生化)
蛋白翻译后修饰(齐以涛老师) 上课老师没说重点 1.蛋白的概念:由许多氨基酸通过肽键相连形成的高分子含氮化合 物。 2.蛋白后修饰概念和意义（ＰＰT4-5） 3.蛋白后修饰种类 1．切除加工 2. 糖基化 3.羟基化 4.甲基化 5．磷酸化?６．乙酰化?7．泛素化 200. … ８.类泛素化?９.…? 磷酸化修饰 １.概念: 磷酸化是通过蛋白质磷酸化激酶将ATP的磷酸基转移到蛋 白的特定位点上的过程。大部分细胞过程实际上是被可逆 的蛋白磷酸化所调控的,至少有3０%的蛋白被磷酸化修饰 2.作用位点： 丝氨酸、苏氨酸和酪氨酸是主要的磷酸化氨基酸,大多数 磷酸化蛋白质都有多个磷酸化位点，并且其磷酸化位点是 可变的。
３.实例(MＡＰK途径): 分裂原活化的蛋白激酶（MAPK)、分裂原活化的蛋白激酶的激酶（MＡＰＫK)、分裂原活化的蛋白激酶的激酶之激酶(MAＰKＫK)。在真核细胞中，这3种类型的激酶构成一个MAPＫ级联系统(MAＰK casｃade），通过ＭAPＫＫK-MAPＫK－ＭAＰＫ逐级磷酸化，将外来信号级联放大并传递下去。 具体过程如下： ?MＡPKKＫ位于级联系统的最上游,能够通过胁迫信号感受器或者信号分子的受体，或者其本身就直接感受胞外信号刺激而发生磷酸化?ＭAPKKK磷酸化后变为活化状态,可以使MAＰKK磷酸化 ?ＭAPKＫ始终存在于细胞质中，MAPKK磷酸化以后通过双重磷酸化作用将ＭAＰK激活 ?MAＰK被磷酸化后有3种可能的去向: (1）停留在细胞质中,激活一系列其它的蛋白激酶 (2)在细胞质中使细胞骨架成分磷酸化 (3)进入细胞核,通过磷酸化转录因子，调控基因的表达
组蛋白修饰 (2)
组蛋白修饰，英文histone modification H3·H4 的乙酰化可打开一个开放的染色质结构, 增加基因的表达。转录共同激活物如CBPöP 300、PCA F 实质上是体内的组蛋白乙酰基转移酶(HA T)。相反, HDAC 参与组成转录共同抑制复合物, 已发现的两个共同抑制复合物S IN 3、M i22NHRD(核小体重塑蛋白去乙酰基酶) 都含有HDAC1、HDAC2。S IN 3 的组成为核心(HDAC1、HDAC2、RBA P46öRBA P48 ) + S IN 3AöS IN 3B、SA P30öSA P18共同构成。S IN 3 复合物通过组分S IN 3A 与序列特异性转录因子或共同抑制物包括mael2max, 核激素受体N 2CORöSMRT、甲基化CPG 粘附蛋白(N ECP2、MBD2)相互作用。 所起作用 M i22NHRD 由核心(HDAC1、HDAC2、RBA P46öRBA P48) + M i2、M TA 1öM TA 2、MBD3 组成, 其中MBD3 含有MBD 样序列, 与甲基化DNA 有低亲和力, 分析发现MBD3 与甲基化有关的氨基酸被置换, 由此推测MBD3 与MBD2 相互作用而使M i22NURD 与甲基化DNA 结合。由此看出, DNA 甲基化和组蛋白去乙酰化协同作用共同参与转录阻遏。此外,M i22NURD 还有染色质重塑活性, 所以S IN 3 和M i22 NURD 可能分别在长期和短期转录阻遏调节中起作用。 组蛋白修饰形式 在哺乳动物基因组中,组蛋白则可以有很多修饰形式. 一个核小体由两个H2A,两个H2B,两个H3,两个H4组成的八聚体和147bp缠绕在外面的DNA组成. 组成核小体的组蛋白的核心部分状态大致是均一的, 游离在外的N-端则可以受到各种各样的修饰, 包括组蛋白末端的乙酰化, 甲基化, 磷酸化, 泛素化，ADP核糖基化等等. ，这些修饰都会影响基因的转录活性。 组蛋白修饰方式 1．甲基化组蛋白甲基化是由组蛋白甲基化转移酶(histonemethyl transferase，HMT)完成的。甲基化可发生在组蛋白的赖氨酸和精氨酸残基上，而且赖氨酸残基能够发生单、双、三甲基化，而精氨酸残基能够单、双甲基化，这些不同程度的甲基化极大地增加了组蛋白修饰和调节基因表达的复杂性。甲基化的作用位点在赖氨酸(Lys)、精氨酸(Arg)的侧链N原子上。组蛋白H3的第4、9、27和36位，H4的第20位Lys，H3的第2、l7、26位及H4的第3位Arg都是甲基化的常见位点。研究表明·，组蛋白精氨酸甲基化是一种相对动态的标记，精氨酸甲基化与基因激活相关，而H3和H4精氨酸的甲基化丢失与基因沉默相关。相反，赖氨酸甲基化似乎是基因表达调控中一种较为稳定的标记。例如，H3第4位的赖氨酸残基甲基化与基因激活相关，而第9位和第27位赖氨酸甲基化与基因沉默相关。此外，H4—K20的甲基化与基因沉默相关，H3—K36和H3—K79的甲基化与基因激活有关。但应当注意的是，甲基化个数与基因沉默和激活的程度相关。 2．乙酰化组蛋白乙酰化主要发生在H3、H4的N端比较保守的赖氨酸位置上，是由组蛋白乙酰转移酶和组蛋白去乙酰化酶协调进行。组蛋白乙酰化呈多样性，核小体上有多个位点可提供乙酰化位点，但特定基因部位的组蛋白乙酰化和去乙酰化是以一种非随机的、位置特异的方式进行。乙酰化可能通过对组蛋白电荷以及相互作用蛋白的影响，来调节基因转录。早期对染色质及其特征性组分进行归类划分时就有人总结指出：异染色质结构域组蛋白呈低乙酰化，常染色质结构域组蛋白呈高乙酰化。最近有研究发现，某些HAT复合
组蛋白翻译后修饰的类型
组蛋白翻译后修饰的类型 组蛋白和组蛋白翻译后修饰通过影响染色质的结构来调控基因的表达，目前已成为表观遗传学研究的焦点之一。 染色质是一系列核小体相互连接成的念珠状结构。核小体的核心是由组蛋白H2A 、H2B、H3 、H4各两个分子构成的八聚体, 在八聚体的表面缠绕有圈的双螺旋DNA。相邻的两个核小体之间由DNA连接, 称为纤丝(fiber), 在纤丝部位结合有组蛋白分子H1。在组蛋白H1存在时,核小体之间紧密接触,形成直径为10nm的纤维状结构。这就是染色体构型变化的一级结构。在染色质中, DNA 和组蛋白是染色质的稳定成分,组蛋白与DNA的含量之比接近 1∶1 。组蛋白是染色质的主要蛋白质成分,通过带正电荷的氨基末端区域与带负电荷的DNA骨架相互作用, 对基因的表达有重要调控作用。 染色体活性调控的一个重要的机制是组蛋白的可逆共价修饰，通常容易发生在组蛋白 H3和H4的N端尾部，组蛋白H2A和H2B的N和C末端，包括甲基化，乙酰化，磷酸化，ADP-核糖基化，泛素化和小分子类泛素化修饰，这些翻译后修饰可改变组蛋白与DNA之间的相互作用，影响调控复合物与染色质结合的能力及染色质重塑，进而影响着细胞的多种功能。 ⒈甲基化 组蛋白甲基化是由组蛋白甲基化转移酶（histonemethyltransferase，HMT）完成的。甲基化可发生在组蛋白的赖氨酸和精氨酸残基上，而且赖氨酸残基能够发生单、双、三甲基化，而精氨酸残基能够单、双甲基化，这些不同程度的甲基化极大地增加了组蛋白修饰和调节基因表达的复杂性。甲基化的作用位点在赖氨酸（Lys）、精氨酸（Arg）的侧链N原子上。组蛋白H3的第4、9、27和36位，H4的第20位Lys，H3的第2、l7、26位及H4的第3位Arg都是甲基化的常见位点。研究表明·，组蛋白精氨酸甲基化是一种相对动态的标记，精氨酸甲基化与基因激活相关，而H3和H4精氨酸的甲基化丢失与基因沉默相关。相反，赖氨酸甲基化似乎是基因表达调控中一种较为稳定的标记。例如，H3第4位的赖氨酸残基甲基化与基因激活相关，而第9位和第27位赖氨酸甲基化与基因沉默相关。此外，H4—K20的甲基化与基因沉默相关，H3—K36和H3—K79的甲基化与基因激活有关。但应当注意的是，甲基化个数与基因沉默和激活的程度相关。 ⒉乙酰化 组蛋白乙酰化主要发生在H3、H4的N端比较保守的赖氨酸位置上，是由组蛋白乙酰转移酶和组蛋白去乙酰化酶协调进行。组蛋白乙酰化呈多样性，核小体上有多个位点可提供乙酰化位点，但特定基因部位的组蛋白乙酰化和去乙酰化是以一种非随机的、位置特异的方式进行。乙酰化可能通过对组蛋白电荷以及相互作用蛋白的影响，来调节基因转录。早期对染色质及其特征性组分进行归类划分时就有人总结指出：异染色质结构域组蛋白呈低乙酰化，常染色质结构域组蛋白呈高乙酰化。最近有研究发现，某些HAT复合物含有一些常见的转录因子，某些HDAC复合物含有已被证实的阻遏蛋白。这些发现支持了高乙酰化与激活基因表达、低乙酰化与抑制基因表达有关的看法。 3.磷酸化 组蛋白H3在有丝分裂过程中，两个丝氨酸残基Ser10和Ser28发生了磷酸化作用。Ser10磷酸化组蛋白H3首先出现在G2晚期的核周缘，Ser28磷酸化组蛋白H3紧随其后出现，两个位点的磷酸化在中期到达高峰，并扩展到染色体的所有部分。当细胞有丝分裂进入后期和末期，组蛋白H3Ser28的磷酸化逐渐消退，而组蛋白H3Ser10磷酸化的荧光信号也逐渐从染色体上消失，此时在纺锤体中央部位出现Ser10磷酸化H3.研究结果表明，组蛋白H3Ser10和Ser28的磷酸化与细胞有丝分裂染色体的凝集和解凝集过程有着时间和空间上的相关性。Ser10和Ser28这两个位点发生磷酸化作用，可使组蛋白H3氨基末端的正电荷数降低，改变了组蛋白一DNA间的相互作用，这可能是导致染色质变构凝集的原因之一。根据激光共聚
组蛋白修饰
组蛋白 科技名词定义 中文名称：组蛋白 英文名称：histone 定义1：一组进化上非常保守的碱性蛋白质，其中碱性氨基酸(Arg，Lys)约占25%，存在于真核生物染色质，分为5种类型(H1，H2A，H2B，H3，H4)，后4种各2个形成组蛋白八聚体，构成核小体的核心，占核小体质量的一半。 所属学科：生物化学与分子生物学（一级学科）；氨基酸、多肽与蛋白质（二级学科） 定义2：存在于真核生物染色质中的一组进化上非常保守的碱性蛋白质。分为H1、H2A、 H2B、H3、H4五种类型，是构成核小体的核心。 所属学科：细胞生物学（一级学科）；细胞化学（二级学科） 本内容由全国科学技术名词审定委员会审定公布 百科名片 组蛋白（histones）真核生物体细胞染色质中的碱性蛋白质，含精氨酸和赖氨酸等碱性氨基酸特别多，二者加起来约为所有氨基酸残基的1/4。组蛋白与带负电荷的双螺旋DNA结合成DNA-组蛋白复合物。因氨基酸成分和分子量不同，主要分成5类。组蛋白是真核生物染色体的基本结构蛋白,是一类小分子碱性蛋白质,有五种类型：H1、H2A、H2B、H3、H4，它们富含带正电荷的碱性氨基酸,能够同DNA中带负电荷的磷酸基团相互作用。 目录 简介 概述 组蛋白-组成部分 合成修饰 医学应用 成分 含量 分类和特征
编辑本段 简介 histone 是指所有真核生物的细胞核中，与DNA结合存在的碱性蛋白质的总称。分子量 约10 000～20 000。 真核生物体细胞染色质中的碱性蛋白质，含精氨酸和赖氨酸等碱性氨基酸特别多，二者加起来约为所有氨基酸残基的1/4。组蛋白与带负电荷的双螺旋DNA结合成 DNA-组蛋白复合物。因氨基酸成分和分子量不同，主要分成5类。 组蛋白的甲基化修饰主要是由一类含有SET结构域的蛋白来执行的，组蛋白甲 基化修饰参与异染色质形成、基因印记、X染色体失活和转录调控等多种主要生理功能，组蛋白的修饰作用是表观遗传学研究的一个重要领域。组蛋白甲基化的异常与肿瘤发生等多种人类疾病相关，可以特异性地激活或者抑制基因的转录活性。研究发现，组蛋白甲基转移酶的作用对象不仅仅限于组蛋白，某些非组蛋白也可以被组蛋白甲基转移酶甲基化，这将为探明细胞内部基因转录、信号转导、甚至个体的发育和分化机制提供更广阔的空间。 编辑本段 概述 组蛋白的基因非常保守。亲缘关系较远的种属中,四种组蛋白(H2A、H2A、H3、H4) 氨基酸序列都非常相似,如海胆组织H3的氨基酸序列与来自小牛胸腺的H3的氨基酸序列间只有一个氨基酸的差异,小牛胸腺的H3的氨基酸序列与豌豆的H3也只有4个氨基酸不同。不同生物的H1序列变化较大,在某些组织中,H1被特殊的组蛋白所取代。如成熟的鱼类和鸟类的红细胞中H1则被H5所取代,精细胞中则由精蛋白代替组蛋白。染色质中的组蛋白与DNA的含量之比为1:1。 真核生物细胞核中组蛋白的含量约为每克DNA 1克，大部分真核生物中有5种 组蛋白，两栖类、鱼类和鸟类还有H5以替代或补充H1。染色质是由许多核小体组
蛋白翻译后修饰(研究生高级生化)
蛋白翻译后修饰（齐以涛老师） 上课老师没说重点 1.蛋白的概念：由许多氨基酸通过肽键相连形成的高分子含氮化合 物。 2.蛋白后修饰概念和意义（PPT4-5） 3.蛋白后修饰种类 1. 切除加工 2. 糖基化 3. 羟基化 4. 甲基化 5. 磷酸化 6. 乙酰化 7. 泛素化 8. 类泛素化 9. … 200. … 磷酸化修饰 1.概念： 磷酸化是通过蛋白质磷酸化激酶将ATP的磷酸基转移到蛋 白的特定位点上的过程。大部分细胞过程实际上是被可逆 的蛋白磷酸化所调控的，至少有30%的蛋白被磷酸化修饰
2.作用位点： 丝氨酸、苏氨酸和酪氨酸是主要的磷酸化氨基酸，大多数 磷酸化蛋白质都有多个磷酸化位点，并且其磷酸化位点是 可变的。 3.实例(MAPK途径)： 分裂原活化的蛋白激酶（MAPK）、分裂原活化的蛋白激酶的激酶（MAPKK）、分裂原活化的蛋白激酶的激酶之激酶（MAPKKK）。 在真核细胞中，这3种类型的激酶构成一个MAPK级联系统（MAPK cascade），通过MAPKKK-MAPKK-MAPK逐级磷酸化，将外来信号级联放大并传递下去。 具体过程如下： ?MAPKKK位于级联系统的最上游，能够通过胁迫信号感受器或者信号分子的受体，或者其本身就直接感受胞外信号刺激而发生磷酸化?MAPKKK磷酸化后变为活化状态，可以使MAPKK磷酸化?MAPKK始终存在于细胞质中，MAPKK磷酸化以后通过双重磷酸化作用将MAPK激活
?MAPK被磷酸化后有3种可能的去向： （1）停留在细胞质中，激活一系列其它的蛋白激酶 （2）在细胞质中使细胞骨架成分磷酸化 （3）进入细胞核，通过磷酸化转录因子，调控基因的表达 4.功能和意义: 一：调节酶蛋白及生理代谢 ①糖分解代谢中糖原磷酸化酶活性的调节，被磷酸化的酶具有活 性，去磷酸化的酶无活性 ②磷酸化或去磷酸化使胞内已存在酶的活性被激活或失活，调节 胞内活性酶的含量 二:调节转录因子活性 转录因子通常包含DNA结合结构域和转录激活结构域.转录因子在转录激活结构域或调控结构域发生磷酸化，直接影响其转录活性. c-Jun转录激活结构域的两个丝氨酸残基磷酸化，正调控c-Jun的转录活性. 三：调节转录因子核转位 ?TGF-b与其I型、II型受体结合，结合后的TGF-b I型受体识别R-Smad包括Smad2和Smad3，作用于C末端的丝氨酸使其磷酸化而被激活，激活后的R-Smad与Smad4结合转入细胞核内，发挥转录调节活性 ?NF-kB与其抑制因子IkB形成复合体时存在于胞质。当IkB磷酸化、
组蛋白甲基化的功能
如对您有帮助，可购买打赏，谢谢 组蛋白甲基化的功能 导语：健康长寿是每个人都想拥有的，所以对于很多人来说，要想让自己健康长寿，必须要了解更多的健康知识，所以有很多人，想全面了解一下组蛋白甲 健康长寿是每个人都想拥有的，所以对于很多人来说，要想让自己健康长寿，必须要了解更多的健康知识，所以有很多人，想全面了解一下组蛋白甲基化的功能，为了你能了解的更详细，就来一起看看下面详细的介绍，希望你能了解更多。 甲基化的功能 甲基化是蛋白质和核酸的一种重要的修饰，调节基因的表达和关闭，与癌症、衰老、老年痴呆等许多疾病密切相关，是表观遗传学的重要研究内容之一。最常见的甲基化修饰有DNA甲基化和组蛋白甲基化。 DNA甲基化能关闭某些基因的活性，去甲基化则诱导了基因的重新活化和表达。DNA甲基化能引起染色质结构、DNA构象、DNA稳定性及DNA与蛋白质相互作用方式的改变，从而控制基因表达。研究证实，CpG二核苷酸中胞嘧啶的甲基化导致了人体1/3以上由于碱基转换而引起的遗传病。DNA甲基化主要形成5-甲基胞嘧啶(5-mC)和少量的N6-甲基腺嘌呤(N6-mA)及7-甲基鸟嘌呤(7-mG)。在真核生物中，5-甲基胞嘧啶主要出现在CpG序列、CpXpG、CCA/TGG和GATC中。 DNA甲基化是指生物体在DNA甲基转移酶(DNA methyltransferase，DMT) 的催化下，以s-腺苷甲硫氨酸(SAM)为甲基供体，将甲基转移到特定的碱基上的过程。DNA甲基化可以发生在腺嘌呤的N-6位、胞嘧啶的N-4位、鸟嘌呤的N-7位或胞嘧啶的C-5位等。但在哺乳动物中DNA甲基化主要发生在5’-CpG-3’的C上生成5-甲基胞嘧啶(5mC)在哺乳动物中CpG以两种形式存在：一种是分散于DNA序列中;另 常识分享，对您有帮助可购买打赏
蛋白翻译后修饰组学实验方法
PTMScan? Proteomics Kit Protocol UNPARALLELED PRODUCT QUALITY,VALIDATION,AND TECHNICAL SUPPORT Pharma Services Department ■ptmscan@https://www.360docs.net/doc/018789648.html, Web ■ https://www.360docs.net/doc/018789648.html,/proteomics
S i g n a l i n g T e c h n o l o g y , I n c . o l o g y ? a n d P T M S c a n ? a r e t r a d e m a r k s o f C e l l S i g n a l i n g T e c h n o l o g y , I n c . R e v . 08/14/14 v e r s i o n 3 PTMScan ? Kit Protocol Cell Lysis and Protein Digestion A. Solutions and Reagents NOTE: Prepare solutions with RODI or equivalent grade water. 1.Urea Lysis Buffer: 20 mM HEPES pH 8.0, 9 M urea, 1 mM sodium orthovanadate, 2.5 mM sodium pyrophosphate, 1 mM β-glycerophosphate. NOTE: The Urea Lysis Buffer should be prepared prior to each experiment. Aliquots of the Urea Lysis Buffer can be stored in the -80°C freezer for up to 6 months. NOTE: Dissolving urea is an endothermic reaction. Urea Lysis Buffer preparation can be facilitated by placing a stir bar in the beaker and by using a warm (not hot) water bath on a stir plate. 9 M urea is used so that upon lysis, the ?nal concentration is approximately 8 M. The urea lysis buffer should be used at room temperature. Placing the urea lysis buffer on ice will cause the urea to precipitate out of solution. 2.DTT solution, 1.25 M (see stock solutions for preparation) 3.Iodoacetamide solution: Dissolve 95 mg of iodoacetamide (formula weight = 18 4.96 mg/mmol) in water to a ?nal volume of 5 ml. After weighing the powder, store in the dark and add water only immedi-ately before use. The iodoacetamide solution should be prepared fresh prior to each experiment. B. Preparation of Cell Lysate, Suspension Cells 1.Grow approximately 1-2 x 108 cells for each experimental condition (enough cells to produce approxi- mately 10-20 mg of soluble protein). NOTE: Cells should be washed with 1X PBS before lysis to remove any media containing protein contaminants. Elevated levels of media-related proteins will interfere with the total protein determination. 2.Harvest cells by centrifugation at 130 rcf (g), for 5 min at room temperature. Carefully remove supernatant, wash cells with 20 ml of cold PBS, centrifuge and remove PBS wash and add add 10 ml Urea Lysis Buffer (room temperature) to the cell pellet. Pipet the slurry up and down a few times (do not cool lysate on ice as this may cause precipitation of the urea). NOTE: If desired, the PTMScan ? protocol may be interrupted at this stage. The harvested cells can be frozen and stored at -80°C for several weeks. https://www.360docs.net/doc/018789648.html,ing a microtip, sonicate at 15 W output with 3 bursts of 15 sec each. Cool on ice for 1 min C. Peparation of Cell Lysate, Adherent Cells 1.Grow 1-2 x 108 cells for each experimental condition (enough cells to produce approximately 10-20 mg of soluble protein). The cell number corresponds to approximately TEN 150 mm culture dishes (depending on the cell type), grown to between 70-80% con?uence. NOTE: Cells should be washed with 1X PBS before lysis to remove any media containing protein contaminants. Elevated levels of media-related proteins will interfere with the total protein determination. 2.Take all 150 mm culture dishes for one sample, remove media from the ?rst dish by decanting, and let stand in a tilted position for 30 seconds so the remaining medium ?ows to the bottom edge. Remove the remainder of the medium at the bottom edge with a P-1000 micropipettor. Wash each dish with 5 ml of cold PBS. Remove PBS as described above. 3.Add 10 ml of Urea Lysis Buffer (at room temperature) to the ?rst dish, scrape the cells into the buffer, let the dish stand in tilted position after scraping the buffer to the bottom edge of the tilted dish. Remove the medium from the second dish as above. Transfer the lysis buffer from the ?rst dish to the second dish using a 10 ml pipette, then tilt the ?rst dish with the lid on for 30 sec and remove remaining buffer from the dish and collect. Scrape cells from the second dish and repeat the process until the cells from all the dishes have been scraped into the lysis buffer. Collect all lysate in a 50 ml conical tube. NOTE: DO NOT place Urea Lysis Buffer or culture dishes on ice during harvesting. Harvest cells using Urea Lysis Buffer at room temperature. During lysis, the buffer becomes viscous due to DNA released from the cells. 4.The yield will be approximately 9-12 ml lysate after harvesting all the culture plates. NOTE: If desired, the PTMScan ? protocol may be interrupted at this stage. The cell lysate can be frozen and stored at -80°C for several weeks. https://www.360docs.net/doc/018789648.html,ing a microtip, sonicate at 15 W output with 3 bursts of 15 sec each. Cool on ice for 1 min between each burst. Clear the lysate by centrifugation at 20,000 rcf (g) for 15 min at 15oC or room temperature and transfer the protein extract (supernatant) into a new tube. NOTE: Lysate sonication fragments DNA and reduces sample viscosity. Ensure that the sonicator tip is submerged in the lysate. If the sonicator tip is not submerged properly, it may induce foaming and degradation of your sample (refer to the manufacturer’s instruction manual for the sonication apparatus). D. Reduction and Alkylation of Proteins 1.Add 1/278 volume of 1.25 M DTT to the cleared cell supernatant (e.g. 36 μl of 1.25 M DTT for 10 ml of protein extract), mix well and place the tube into a 55oC incubator for 30 min.2.Cool the solution on ice brie?y until it has reached room temperature (tube should feel neither warm nor ice-cold by hand). 3.Add 1/10 volume of iodoacetamide solution to the cleared cell supernatant, mix well, and incubate for 15 min at room temperature in the dark. E. Protease Digestion Protease Digestion Reference Table: ?Recommended Motif [pSQ] Kit 12235PTMScan ? Mono-Methyl Arginine [mme-RG] Kit Trypsin*5565 PTMScan ? Phospho-PKA Substrate Motif (RRXS*/T*) LysC* ?Recommended * For LysC-digested material, there is a second digestion performed after the StageTip puri?cation of enriched peptides (see the protocol after StageTip Puri?cation). A secondary trypsin digest is also recommended for enriched methylated tryptic peptides. Please visit https://www.360docs.net/doc/018789648.html,/services/ptmscan_kits.html for an updated version of the table. NOTE: Alternative proteases such as GluC, chymotrypsin, and others can be used in addition to the protease treatments outlined above to expand the coverage of modi?ed peptides from each Motif Antibody. When considering the use of additional protease treatments it should be compatible with the respective Motif Antibody by not cleaving residues within the designated sequence motif. Protease treatments that generate larger proteolytic peptides may not be ideal if the resulting peptides do not ionize well in the mass spectrometer. 1.Dilute 3-fold with 20 mM HEPES pH 8.0 to a ?nal concentration of 2 M urea, 20 mM HEPES, pH 8.0. For example, for 10 ml of lysate add 30 ml 20 mM HEPES pH 8.0. F. Trypsin Digestion 1.Add 1/100 volume of 1 mg/ml trypsin-TPCK (Worthington) stock in 1 mM HCl and digest overnight at room temperature with mixing. 2.Analyze the lysate before and after digest by SDS-PAGE to check for complete digestion. 3.Continue through the Sep-Pak, IAP , and StageTip protocols prior to LC-MS analysis of enriched peptides. G. LysC Digestion A. Solutions and Reagents Reagents Not Included: 1.HEPES (Sigma, H-4034) 2.Sodium pyrophosphate (Sigma, S-6422) 3.β-glycerophosphate (Sigma, G-9891) 4.Urea, Sequanal Grade (Thermo Scienti?c, 29700) 5.Sodium orthovanadate (Sigma, S-6508) 6.Iodoacetamide (Sigma, I-6125) 7.Dithiothreitol (American Bioanalytical, AB-00490)8.Trypsin-TPCK (Worthington, LS-003744) 9.Trypsin (Promega, V5113) 10.Lysyl Endopeptidase, LysC (Wako, 129-02541)11.Tri?uoroacetic acid, Sequanal Grade (Thermo Scienti?c, 28903)12.Acetonitrile (Thermo Scienti?c, 51101)13.Sep-Pak ? Classic C18 columns, 0.7 ml (Waters, WAT051910)14.Burdick and Jackson Water (Honeywell, AH365-4) NOTE: Prepare solutions for cell lysis, Sep-Pak puri?cation, and IAP enrichment with RODI or equivalent grade water. Prepare solutions for subsequent steps with HPLC grade water (Burdick and Jackson water). Stock Solutions: 1.200 mM HEPES/NaOH, pH 8.0: Dissolve 23.8 g HEPES in approximately 450 ml water, adjust pH with 5 M NaOH to 8.0, and bring to a ?nal volume of 500 ml. Filter through a 0.22 μM ?lter (as used for cell culture), use for up to 6 months.2.Sodium pyrophosphate: Make 50X stock (125 mM, MW = 446): 1.1 g/20 ml. Store at 4°C, use for up to one month. 3.β-glycerophosphate: Make 1000X stock (1 M, MW = 216): 2.2 g/10 ml. Divide into 100 μl aliquots and store at -20oC. 4.Sodium orthovanadate (Na 3VO 4): Make 100X stock (100 mM, MW = 184): 1.84 g/100 ml. Sodium orthovanadate must be depolymerized (activated) according to the following protocol: a. F or a 100 ml solution, ?ll up with water to approximately 90 ml. Adjust the pH to 10.0 using 1 M NaOH with stirring. At this pH, the solution will be yellow. b. B oil the solution until it turns colorless and cool to room temperature (put on ice for cooling). c. R eadjust the pH to 10.0 and repeat step 2 until the solution remains colorless and the pH stabilizes at 10.0 (usually it takes two rounds). Adjust the ?nal volume with water. d. S tore the activated sodium orthovanadate in 1 ml aliquots at -20°C. Thaw one aliquot for each experiment; do not refreeze thawed vial. 5.Dithiothreitol (DTT): Make 1.25 M stock (MW = 154): 19.25 g/100 ml. Divide into 200 μl aliquots, store at -20oC for up to one year. Thaw one aliquot for each experiment. 6.Trypsin-TPCK: Store dry powder for up to 2 years at -80oC. Para?lm cap of trypsin container (Worthington) to avoid collecting moisture, which can lead to degradation of the reagent. Prepare 1 mg/ml stock in 1 mM HCl. Divide into 1 ml aliquots, store at -80oC for up to one year. 7.Lysyl Endopeptidase (LysC): Store dry powder up to 2 years at -80oC. Para?lm cap of LysC con- tainer to avoid collecting moisture, which can lead to degradation of the reagent. Prepare 5 mg/ml stock in 20 mM HEPES pH 8.0. Divide into single use aliquots, store at -80oC for up to one year.