2011专升本--动物生理学实验报告
动物生理学实验报告
动物生理学实验报告实验目的：本实验旨在探究动物生理学的相关知识，通过对动物进行实验研究，了解和分析不同生理过程对动物的影响。
实验材料和方法：1. 动物：本实验选择小白鼠作为实验对象。
2. 实验组和对照组：将小白鼠分为实验组和对照组，每组各10只。
3. 实验条件：保持实验环境的恒定，包括温度、湿度和光照等。
4. 实验操作：实验组小白鼠接受特定生理刺激，对照组小鼠则不接受任何刺激。
实验结果：经过实验观察和数据分析，得出以下结论：1. 实验组小白鼠在特定生理刺激下表现出明显的生理反应，如心率增加、呼吸加速等。
2. 对照组小鼠未受到刺激，其生理指标保持在正常范围内。
讨论和分析：基于以上实验结果，我们可以得出以下结论和分析：1. 动物在面对不同生理刺激时会产生特定的生理反应，这些反应有助于适应环境变化和维持生命活动的平衡。
2. 生理反应的强度和持续时间可能与刺激的性质和强度有关，不同动物种类也可能表现出不同的生理反应。
3. 在实验中选择小白鼠作为实验对象，是因为其生理特征和基因组与人类较为接近，可以更好地模拟人体的生理反应。
结论：通过本次实验，我们深入了解了动物生理学的相关知识，对动物在不同生理刺激下的生理反应有了更全面的认识。
动物生理学的研究对人类健康和医学领域具有重要意义，未来可以进一步探索和深入研究动物生理过程中的机制和影响因素。
参考文献：[1] Smith A, et al. Animal Physiology, 2nd ed. New York: Springer, 2015.[2] Wang B, et al. The physiological responses of animals to environmental changes. J Anim Sci. 2018;96(1):26-35.[3] Chen L, et al. Comparative physiology of animal models in biomedical research. Lab Anim. 2018;52(3):225-231.。
动物生理学设计报告
不同温度下凝血时间的测定一、实验目的1、学习凝血时间的测定。
2、熟悉测定凝血时间的意义。
二、实验原理凝血过程是一系列酶促反应，每个凝血因子都被其前一个有关因子所激活，最后生成凝血酶和纤维蛋白。
凝血时间则是从血液流出体外时起至血液在体外自动凝固时止所需的时间。
在不同的温度下，血液的凝固时间是不同的，低温可以以致血液的凝固，但是一旦超过体温，血液中的凝血酶就会失去活性。
因此此次实验主要探究在体温下不同温度的凝血时间，以测出最佳凝血的温度，以利于体外出血时进行凝血处理。
三、实验器材对象：家兔仪器：一次性刺血针、秒表、碘酒棉球、毛细玻璃管、（长约10cm，内径0.8-1.2mm，也可用一次性定量毛细取血管代替）恒温水浴设备、50mL烧杯若干个、温度计四、实验步骤与方法1、在家兔的而远处找到耳缘静脉，剪掉其上的毛猴用酒精消毒并轻弹以下使血管凸显。
2、在50mL的烧杯中分别配好从0-37℃不同温度的水。
3、用一次性刺血针刺穿血管，让血液自然流出，用消毒棉球吸去第一滴血，从第二滴血开始，分别用毛细玻璃管吸取，直至血液充满官腔为止，将毛细玻璃管放到提前配好温度的水中浸着，此时立即记录时间。
4、每个半分钟折断毛细玻璃管一小段，（5-10mm）。
直至两端玻璃管之间有血丝连接时，表示血液已经凝固。
从血液进入毛细玻璃管起至血液凝固时止，所用的时间为凝血时间。
表1 不同温度下的凝血时间水的温度/℃0 2 4 6 9 12 15 18 21 25 28 32 34 37 凝固时间/min五、实验预期结果六、注意事项1、采血前需进行局部按摩。
2、在测定凝血时，最好将毛细玻璃管的两端用胶泥封闭。
3、如出血时间超过15min，应立即终止实验，并进行止血。
动物生理学实验报告
动物生理学实验报告动物生理学实验报告一、引言动物生理学是研究动物体内生理功能的科学，通过实验方法可以深入了解动物的生理特征和机制。
本实验旨在探究动物在不同环境条件下的生理反应，以及这些反应对其生存和适应能力的影响。
二、实验设计本实验采用小鼠作为实验对象，将其分为两组，分别置于不同环境条件下进行观察和记录。
第一组小鼠置于低温环境中，第二组小鼠置于高温环境中。
通过观察小鼠的体温变化、行为活动和食欲等指标，以及采集其血液样本进行生化指标分析，来研究不同环境条件对小鼠生理功能的影响。
三、实验结果与讨论1. 体温变化在低温环境中，第一组小鼠的体温明显下降，表现出寒冷的生理反应。
而在高温环境中，第二组小鼠的体温明显上升，表现出热应激的生理反应。
这说明小鼠能够通过调节体温来适应不同的环境条件。
2. 行为活动在低温环境中，第一组小鼠的活动减少，呈现出较为迟缓的行动。
而在高温环境中，第二组小鼠的活动增加，表现出较为活跃的行为。
这说明小鼠的行为活动受到环境温度的影响，其活动水平会随环境条件的改变而发生变化。
3. 食欲在低温环境中，第一组小鼠的食欲减退，摄食量明显下降。
而在高温环境中，第二组小鼠的食欲增加，摄食量明显增加。
这说明小鼠的食欲受到环境温度的影响，其摄食行为会随环境条件的改变而发生变化。
4. 生化指标分析通过对小鼠血液样本的生化指标分析，发现在低温环境中，第一组小鼠的代谢率明显下降，体内的能量消耗减少。
而在高温环境中，第二组小鼠的代谢率明显增加，体内的能量消耗增加。
这说明小鼠的代谢活性受到环境温度的影响，其代谢过程会随环境条件的改变而发生变化。
四、结论通过本实验的观察和分析，我们可以得出以下结论：1. 动物能够通过调节体温来适应不同的环境条件。
2. 动物的行为活动水平会随环境温度的改变而发生变化。
3. 动物的食欲会受到环境温度的影响，其摄食行为会随环境条件的改变而发生变化。
4. 动物的代谢活性会受到环境温度的影响，其代谢过程会随环境条件的改变而发生变化。
动物生理学实验报告
动物生理学实验报告专业班级：学号：姓名：同组人：试验日期：年代日室温：大气压：试验序号：一试验名称：动物生理学试验基础学问介绍一、试验目的把握生理学试验的基本办法和技术，了解是生理学试验设计的基本原则，培养科学的思维办法、实事求是的科学态度和严谨的学风，通过书写试验报告，提高分析、归纳问题及文字表达能力。
二、试验原理生理学是建立在试验和观看基础上的学科，生理学试验是生理学理论学问的依据与来源。
生理学试验办法普通可分为离体试验法和在体试验法两类。
在体试验法又可分为急性试验和慢性试验两种。
生理学试验仪器普通由刺激系统、探测系统、信号调整系统和记录系统四大部分组成。
三、主要仪器、试剂、材料及装置图1、手术器械：手术刀、手术剪、手术镊、眼科剪、眼科镊、毁髓针、止血钳、玻璃分针等2、生理仪器：生物信息采集系统、刺激器、示波器、传感器、肌槽、蛙心夹等3、试剂：任氏液、台氏液、乙酰胆碱、肾上腺素等四、试验步骤、现象及记录1、老师提诞生理学试验的要求2、讲解生理学的常规试验办法3、展示生理学仪器和器械，并容易讲解用途五、试验结果及数据处理六、试验研究及思量题解答1、生理学试验的重要性在于何地生理学试验有什么详细的要求和规章答：生理学试验的重要性在于学习生理学的试验办法及科学的思维办法，有助于提高同学的试验能力、分析能力、创新能力和科学素质。
生理学试验要求：试验前仔细预习试验指导，复习相关理论学问；试验中，仔细听讲，按要求举行各项试验操作，认真仔细求实的记录试验数据；试验后，收拾试验台面，处理试验废弃物和试验动物，检查试验设备及器械，仔细分析试验数据，撰写试验报告。
2、生理学试验报告的普通格式、内容和要求是什么答：格式与内容参照楚雄师院化生系化学与生命科学试验室试验报告的标准格式内容。
填写试验报告要求数据真切，不允许编造数据，仔细分析总坚固验中的问题。
3、举例5种常用手术器械的名称、持握办法和用途。
4、举例3种生理学试验常用仪器设备的性能和主要用途。
动物生理学实验报告
动物生理学实验报告《动物生理学实验报告》嘿！同学们，今天我要给你们讲讲我做的超级有趣的动物生理学实验！那天，我们走进实验室，就像走进了一个神秘的动物世界。
老师早就准备好了实验器材和可爱的小动物们。
我心里既兴奋又有点小紧张，这会是怎样的一次探索之旅呢？我们做的第一个实验是观察小白鼠的心跳。
老师把一只活蹦乱跳的小白鼠放在了实验台上，它那小小的眼睛滴溜溜地转，好像在说：“这是哪儿呀？”我忍不住问旁边的同学：“你说它知道自己要成为我们的实验对象吗？”同学摇摇头说：“估计不知道，不然它不得吓得撒腿就跑！”哈哈，可不是嘛！老师小心翼翼地把一个小小的传感器放在小白鼠的胸口，然后通过仪器，我们就能看到它心跳的图像啦。
那心跳的曲线就像起伏的小山丘，时高时低。
我惊讶地瞪大了眼睛，心想：“这小小的身体里居然藏着这么神奇的节奏！”接着，我们又做了青蛙的反射实验。
老师把一只青蛙放在板子上，用小锤子轻轻敲了一下它的腿，青蛙的腿一下子就缩了回去。
这可太有意思啦！就好像有人轻轻挠了你一下，你会忍不住躲开一样。
我不禁笑了起来：“这青蛙反应还挺快呀！”旁边的同学也跟着笑：“那当然，要是反应慢，早就被天敌抓住啦！”还有一个实验是观察鱼的呼吸。
我们把一条小鱼放在透明的水缸里，仔细地看着它的鳃一张一合。
那鳃就像一扇扇小小的门，不停地开合，让水流进流出，吸取氧气。
我跟小伙伴说：“你看，这小鱼的鳃多勤劳啊，一刻也不停歇！”小伙伴点点头：“是啊，要是它偷懒不呼吸，那不就完蛋啦！”做完这些实验，我心里满满的都是感慨。
动物们的身体就像是一个个精巧的小机器，每个部分都有着独特的功能，配合得那么完美。
它们虽然不会说话，但是它们的身体却在默默地诉说着生命的奥秘。
这不就像我们的班级吗？每个同学都有自己的特长和优点，大家一起合作，才能让我们的班级变得更好。
动物们为了生存不断进化，我们为了梦想也要不断努力呀！我觉得这次动物生理学实验真是太棒啦，让我对动物的世界有了更深的了解，也让我更加珍惜和敬畏每一个生命。
动物生理设计实验报告
一、实验题目动物心肌细胞动作电位与兴奋传导的观察二、实验目的1. 观察动物心肌细胞动作电位的变化。
2. 分析心肌细胞兴奋传导的规律。
3. 掌握观察心肌细胞动作电位和兴奋传导的实验方法。
三、实验原理心肌细胞是心脏的基本功能单元，其兴奋和收缩是心脏搏动的基础。
心肌细胞动作电位是心肌细胞兴奋和收缩的前提，兴奋在心肌细胞之间的传导则是心脏协调搏动的基础。
本实验通过观察动物心肌细胞动作电位的变化和兴奋传导的规律，进一步了解心肌细胞的功能和心脏的生理机制。
四、实验材料1. 实验动物：家兔2. 实验仪器：显微镜、心肌细胞培养箱、心肌细胞培养液、电极、信号采集系统、计算机3. 实验试剂：胎牛血清、青霉素、链霉素、培养皿、吸管、手术刀、缝合针等五、实验方法1. 动物心肌细胞的培养：（1）取家兔心脏，用无菌手术刀切取心肌组织，放入含有胎牛血清的培养液中，用吸管吹打使其分散成单个细胞。
（2）将分散的细胞放入培养皿中，加入培养液，放入心肌细胞培养箱中培养。
（3）待细胞生长至一定密度后，进行实验。
2. 观察心肌细胞动作电位：（1）将培养好的心肌细胞涂在载玻片上，用显微镜观察。
（2）用电极刺激心肌细胞，观察动作电位的变化。
3. 观察心肌细胞兴奋传导：（1）将心肌细胞分为两组，一组为实验组，另一组为对照组。
（2）在实验组心肌细胞的一端施加刺激，观察兴奋传导的情况。
（3）对照组不施加刺激，观察心肌细胞的正常状态。
六、实验结果与分析1. 动物心肌细胞动作电位的变化：（1）实验组心肌细胞动作电位表现为快速上升和下降，峰电位明显。
（2）对照组心肌细胞动作电位表现为缓慢上升和下降，峰电位不明显。
2. 心肌细胞兴奋传导的规律：（1）实验组心肌细胞兴奋传导速度较快，且呈对称性。
（2）对照组心肌细胞兴奋传导速度较慢，且呈不对称性。
七、结论1. 动物心肌细胞动作电位的变化与兴奋传导的规律密切相关。
2. 心肌细胞动作电位的变化和兴奋传导的规律是心脏搏动的基础。
动物生理基础实验报告
动物生理基础实验报告一、引言动物生理学是研究动物生命活动的基本原理和规律的科学。
生理实验是生理学研究的重要手段之一，通过实验可以观察和测量动物在不同条件下的生理变化，从而揭示动物的生理机制。
本实验报告旨在介绍动物生理基础实验的实施方法和结果分析。
二、实验目的1. 了解动物生理学实验的基本步骤和方法；2. 掌握实验仪器的使用和操作技巧；3. 分析实验结果，探究动物生理机制。
三、实验材料和方法1. 实验材料：实验动物（如小鼠、大鼠等）、实验仪器（如生理记录仪、注射器等）；2. 实验方法：(1) 准备实验动物，并根据实验设计将其分为不同组别；(2) 使用实验仪器测量动物的生理参数，如心率、呼吸频率等；(3) 对实验组动物进行特定处理，如注射药物、暴露于特定环境等；(4) 记录实验数据，并进行统计分析。
四、实验结果与分析1. 实验组动物与对照组动物在生理参数上的差异：实验结果显示，实验组动物的心率显著增加，呼吸频率明显减少，与对照组动物相比存在明显差异。
这表明实验组动物受到了特定处理的影响，可能是由于注射药物导致心率加快，或者环境因素导致呼吸频率下降。
2. 实验数据的统计分析：通过对实验数据进行统计分析，我们可以得出以下结论：(1) 实验组动物的心率平均值为X，对照组动物的心率平均值为Y，两者之间存在显著差异（p<0.05）；(2) 实验组动物的呼吸频率平均值为X，对照组动物的呼吸频率平均值为Y，两者之间存在显著差异（p<0.05）。
五、讨论与总结1. 实验结果的解释：实验结果显示，实验组动物在心率和呼吸频率上与对照组动物存在明显差异。
这表明实验组动物受到了特定处理的影响，可能是由于注射药物导致心率加快，或者环境因素导致呼吸频率下降。
2. 结果可能存在的误差：在实验过程中，可能存在一些误差导致实验结果的偏差，如操作不准确、测量仪器的误差等。
为减小误差，我们在实验过程中尽量保持操作的准确性，并使用精确的测量仪器。
动物生理学实验报告
动物生理学实验报告动物生理学实验报告引言动物生理学是研究动物体内各种生理过程的科学。
通过实验，可以深入了解动物的生理功能和适应机制。
本实验旨在探究动物的呼吸系统对不同环境条件的适应能力，并分析实验结果。
材料与方法本实验选取了十只小白鼠作为实验对象，将它们分为两组，每组五只。
第一组置于常温环境，第二组则置于低温环境。
实验过程中，记录每只小白鼠的呼吸频率、呼吸深度和体温。
结果与讨论在常温环境下，小白鼠的呼吸频率平均为60次/分钟，呼吸深度平均为20毫升/次，体温平均为37摄氏度。
而在低温环境下，小白鼠的呼吸频率明显增加至80次/分钟，呼吸深度也增加至30毫升/次，体温则下降至35摄氏度。
这一结果表明，小白鼠在低温环境下呼吸系统呈现出明显的适应性变化。
增加的呼吸频率和呼吸深度可以帮助小白鼠更有效地摄取氧气，并提供足够的能量维持正常生理功能。
体温的下降则可能是为了降低能量消耗，以应对低温环境。
进一步分析，这种适应性变化可能与小白鼠的生理机制有关。
在低温环境下，动物体内代谢率会增加，以产生更多的热量来维持体温。
呼吸系统的适应性变化可以提供更多的氧气供应，以满足代谢需求。
此外，体温的下降可能与体内热量的调节有关，通过降低体温来减少热量损失。
然而，需要注意的是，这个实验结果只是对小白鼠的观察，不能直接推广到其他动物或人类身上。
不同物种之间的生理适应机制可能存在差异，因此需要进一步的研究来验证这些结果。
结论通过本实验，我们发现小白鼠在低温环境下呼吸系统呈现出适应性变化，包括增加呼吸频率和呼吸深度，并降低体温。
这些变化可能是为了更好地适应低温环境并维持正常生理功能。
然而，需要进一步的研究来验证这些结果，并深入探究动物的生理适应机制。
结尾动物生理学实验为我们提供了深入了解动物生理功能的机会。
通过实验观察和分析，我们可以揭示动物在不同环境条件下的适应能力和生理机制。
希望本实验的结果能为动物生理学领域的研究提供一定的参考，并推动更多的科学探索。
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实验1 生理学常用实验仪器的使用方法9月12日1-3节【实验目的与要求】1、了解常用生理学实验仪器的主要组成部分。
2、掌握PcLab-UE生物医学信号采集系统的使用方法。
3、熟练掌握生理信号的采集、记录与处理方法。
4、熟练掌握设置不同的刺激方法与参数的方法。
5、熟悉传感器的使用方法。
【实验原理】了解常用生理学实验仪器的组成。
【实验器材】PcLab-UE生物医学信号采集系统、刺激电极、引导电极、张力换能器、压力换能器、引导电极、膜片钳实验系统、Powerlab多道生理记录系统【基本操作与步骤】1、学习PcLab-UE生物医学信号采集系统的使用说明，熟练掌握开机与关机、实验工作界面进入与退出的操作方法。
2、掌握仪器系统复位的方法。
3、掌握通道的选择输入方法与不同生理信号的输入方法。
4、掌握选择扫描速度的方法，并认清横坐标表示的时间信号。
5、掌握通道基线调零、上移、下移、显示与隐藏的方法。
6、掌握控制扫描开关（开、暂停与停止实验）的方法，并学会保存实验记录、反演记录及剪辑、复制实验结果的方法。
7、学习各种显示方式的选择方法。
8、学习刺激器参数设置中，各项刺激参数的调节方法与刺激标记的使用方法。
9、学习输入信号的增益调节法。
10、学习显示通道的背景色、格子色、格子种类与信号色的选择方法。
11、学习使用通用标记与时间标记的方法。
12、学习从实验设置中选择实验项目的方法。
13、学习编辑实验标记的方法。
14、学习生理信号的显示与记录方法。
15、学习扫描曲线的测量方法与处理实验数据的方法16、学习剪辑、复制并打印选中的实验结果。
17、学习实验报告的书写方法。
【实验结果】要求把四个通道的生理信号同时记录下来并打印出来贴在报告纸上。
【分析与讨论】本次试验可空白。
【结论】本次试验可空白。
实验2 制备坐骨神经腓肠肌标本9月19日1-3节【目的和原理】蛙类的一些基本生命活动规律与温血动物相似，而维持其离体组织正常活动所需的理化条件比较简单，易于建立和控制。
因此，在实验中常用蟾蜍或蛙的坐骨神经腓肠肌标本来观察兴奋与兴奋性、刺激与肌肉收缩等基本生命现象和过程。
故制备坐骨神经腓肠肌标本（sciatic nerve-gastrocnemius muscle specimen）是机能学实验中必须掌握的一项基本技术。
本实验要求掌握制备坐骨神经腓肠肌标本的技能，并获得兴奋性良好的标本。
【实验材料】蟾蜍或蛙；蛙板、玻璃分针、普通剪刀、手术剪、镊子、探针、玻璃分针、蛙钉、瓷盘、滴管、培养皿、锌铜弓；任氏液（Ringer’s solution）。
【实验步骤】标本制作方法：1.破坏脑和脊髓取蟾蜍一只，用自来水冲洗干净。
左手握住蟾蜍，用食指按压其头部前端，拇指按压背部，右手持探针于枕骨大孔处垂直刺入，然后向前通过枕骨大孔刺入颅腔，左右搅动充分捣毁脑组织。
然后将探针抽回至进针处，再向后刺入脊椎管，反复提插捣毁脊髓。
此时如蟾蜍四肢松软，呼吸消失，表明脑和脊髓已完全破坏，否则应按上法反复进行。
2.剪除躯干上部及内脏在骶骼关节水平以上1～2cm处剪断脊柱，左手握住蟾蜍后肢，用拇指压住骶骨，使蟾蜍头与内脏自然下垂，右手持普通剪刀，沿脊柱两侧剪除一切内脏及头胸部，留下后肢、骶骨、脊柱以及紧贴于脊柱两侧的坐骨神经。
剪除过程中注意勿损伤坐骨神经。
3.剥皮左手握紧脊柱断端（注意不要握住或压迫神经），右手握住其上的皮肤边缘，用力向下剥掉全部后肢的皮肤。
把标本放在盛有任氏液的培养皿中。
将手及用过的剪刀、镊子等全部手术器械洗净，再进行下面步骤。
4.分离两腿用镊子夹住脊柱将标本提起，背面朝上，剪去向上突起的尾骨（注意勿损伤坐骨神经）。
然后沿正中线用剪刀将脊柱和耻骨联合中央劈开两侧大腿，并完全分离，注意保护脊柱两侧灰白色的神经。
将两条腿浸入盛有任氏液的培养皿中。
5.制作坐骨神经腓肠肌标本取一条腿放置于蛙板上或置于蛙板上的小块玻璃板上。
（1）游离坐骨神经将腿标本腹面朝上放置(如图1)。
用玻璃分针沿脊柱旁游离坐骨神经，并于近脊柱处穿线结扎神经。
再将标本背面朝上放置，把梨状肌及其附近的结缔组织剪去。
循坐骨神经沟（股二头肌与半膜肌之间的裂缝处），找出坐骨神经的大腿段。
用玻璃分针仔细剥离，然后从脊柱根部将坐骨神经剪断，手执结扎神经的线将神经轻轻提起，剪断坐骨神经的所有分支，并将神经一直游离至腘窝。
（2）完成坐骨神经小腿标本将游离干净的坐骨神经搭于腓肠肌上，在膝关节周围剪掉全部大腿肌肉，并用普通剪刀将股骨刮干净。
然后从股骨中部剪去上段股骨，保留的部分就是坐骨神经小腿标本。
（3）完成坐骨神经腓肠肌标本将上述坐骨神经小腿标本在跟腱处穿线结扎后，于结扎处远端剪断跟腱。
游离腓肠肌至膝关节处，然后从膝关节处将小腿其余部分剪掉，这样就制得一个具有附着在股骨上的腓肠肌并带有支配腓肠肌的坐骨神经的标本。
6.检查标本兴奋性用经任氏液湿润的锌铜弓轻轻接触一下坐骨神经，如腓肠肌发生迅速而明显的收缩，则表明标本的兴奋性良好，即可将标本放在盛有任氏液的培养皿中，以备实验用。
若无锌铜弓，亦可用中等强度单个电刺激测试神经肌肉标本的兴奋性。
【注意事项】1.操作过程中，勿污染、压榨、损伤、过度牵拉神经和肌肉。
2.经常给神经肌肉上滴加任氏液，防止表面干燥，以保持其正常兴奋性。
【思考题】制备的坐骨神经腓肠肌标本兴奋性如何？有哪些操作体会？实验3 骨骼肌的单收缩与收缩总和9月26日1-3节【目的和原理】一条坐骨神经干是由许多兴奋性不同的神经纤维所组成的。
保持足够的刺激时间不变，刚好能引起其中兴奋性较高的神经纤维产生兴奋，表现为受这些神经纤维支配的肌纤维发生收缩，此时的刺激强度即为这些神经纤维的阈强度(threshold intensity)，具有此强度的刺激叫阈刺激(threshold stimulus)。
随着刺激强度的不断增加，有较多的神经纤维兴奋，肌肉的收缩反应也相应逐步增大，强度超过阈值的刺激叫阈上刺激。
当阈上刺激强度增大到某一值时，神经中所有纤维均产生兴奋，此时肌肉做最大的收缩。
再继续增强刺激强度，肌肉收缩反应不再继续增大。
这种能使肌肉发生最大收缩反应的最小刺激强度称为最适强度(optimal intensity)。
具有最适强度的刺激称为最大刺激(maximal stimulus)。
可见在一定范围内，骨骼肌收缩力的大小决定于刺激的强度。
不同频率的电脉冲刺激神经时，肌肉会产生不同的收缩反应。
若刺激频率较低，每次刺激的时间间隔超过肌肉单次收缩的持续时间，则肌肉的反应表现为一连串的单收缩(twitch)；若刺激频率逐渐增加，刺激间隔逐渐缩短，肌肉收缩的反应可以融合，开始表现为不完全强直收缩(incomplete tetanus)，以后成为完全强直收缩(complete tetanus)。
本实验目的在于观察刺激强度和肌肉收缩力量及刺激频率和肌肉收缩形式之间的关系，从而认识机体在自然状态下骨骼肌的收缩形式及其生理意义。
【实验材料】蟾蜍或蛙；蛙类手术器械、SMUP-PC生理信号处理系统、肌动器（肌槽）、张力换能器；任氏液。
【实验步骤】l.制备坐骨神经腓肠肌标本，在任氏液中浸泡10～15分钟。
2.实验装置坐骨神经-腓肠肌标本的股骨固定于肌槽插孔中。
坐骨神经放置在刺激电极上，将腓肠肌肌腱上的丝线系于张力换能器（全量程100克或50克）的着力点上，调节肌槽与换能器之间的位置和距离，使丝线垂直、松紧度合适，并令肌肉处于自然拉长的长度。
图2-1 仪器连接示意图按图2-1连接实验装置，打开微机、四路放大器的电源开关，指示灯亮，在菜单条目中选择“骨骼肌单收缩与复合收缩”程序，打开信号处理系统主界面，点击显示屏上快捷方式图标（也可运行中设置直接进行处理系统程序）。
肌肉收缩信号由压力放大通道输入处理系统。
四路放大器D/A-1或D/A-2输出接刺激电极，D/A-1或D/A-2的输出幅度，由电位器顺时针方向调节，强度在1～5V的范围内连续可调，也可由主界面右侧灰色三角按钮调整各项参数，上下三角表示设置量的增大或减小，数值由三角旁的数值框显示。
【结果整理及分析】程序参数设置如下：扫描控制触发扫描；扫描速度调节由“《”或“》”改变X轴的坐标时间。
一般0.4s/Div～0.8s/Div。
刺激器控制根据需要设置前延时，脉冲宽度为 0.1～0.3ms、调节脉冲强度、刺激时间。
1.不同刺激强度对腓肠肌收缩的影响按键盘空格键或单击“刺激”按钮，刺激脉冲输出，屏幕显示收缩曲线，改变脉冲强度，观察不同刺激强度对肌肉收缩力量之间的关系。
（1）确定本组所制备标本产生兴奋收缩所需阈强度，并辨认肌肉收缩的三个时期。
肌肉兴奋的外在表现是收缩。
肌肉收缩有两种形式，一种为等长收缩，另一种为等张收缩。
给活着的肌肉一个短暂的有效刺激，肌肉将发生一次（等张或等长）收缩，此称为单收缩。
单收缩的全过程以分为潜伏期、收缩期和舒张期。
其具体时间和收缩幅度可因不同动物和不同肌肉及肌肉当时的机能状态的不同而各不相同。
蟾蜍腓肠肌的单收缩共历时约0.12秒，其中潜伏期0.01秒，收缩期0.05，舒张期0.O6秒。
（2）逐渐增大脉冲强度，观察刺激强度与肌肉收缩力量之间的关系。
找到最适强度和最大刺激。
2.不同刺激频率对腓肠肌收缩的影响将刺激强度固定在最适强度，调整频率、刺激时间，给肌肉相继两个有效刺激，且使两个刺激的间隔时间小于该肌肉单收缩的总时程，则引起肌肉的收缩可以总和起来，出现一相继连续的两个收缩，称此为复合收缩。
当给肌肉一连串有效刺激时，可因刺激频率不同，肌肉呈现不同的收缩形式。
如果刺激频率很低，即相继两个刺激的间隔大于单收缩的总时程，肌肉出现一连串的在收缩波形上彼此分开的单收缩。
若逐渐增大刺激频率，使相继两个刺激的间隔时间小于单收缩的总时程，而大于其收缩期，肌肉则呈现锯齿状收缩波形，此称为不完全强直收缩。
再增大刺激频率，使相继两个刺激的间隔时间小于单收缩的收缩期，肌肉将处于完全的持续的收缩状态，看不出舒张期的痕迹，此称为完全强直收缩（如图2-2）。
强直收缩的幅度大于单收缩的幅度，并且在一定范围内，当刺激强度和作用时间不变时，肌肉的收缩幅度随着刺激频率的增加而增高。
在体骨骼肌的收缩都是强直收缩。
图2-2 骨骼肌单收缩和复合收缩曲线①单收缩；②不完全强直收缩；③完全强直收缩【注意事项】1.每次刺激后不管肌肉有无收缩，只要有刺激，都需要记录。
如有肌肉收缩，则待肌肉收缩完全恢复至基线后，再进行下一次刺激，使每次肌肉收缩的曲线起点均在同一水平上。
2.每两次刺激之间要让标本休息半分钟，并用任氏液湿润标本，以保持良好兴奋性。
【思考题】1.骨骼肌的收缩与刺激强度之间的关系如何？2.为什么在达到最大刺激之前，骨骼肌收缩会随刺激强度的增加而增大幅度？3.为什么刺激频率增加时，肌肉收缩幅度也增大？4.如果刺激直接施加在肌肉上会出现什么现象？为什么？实验4 反射弧的分析10月10日1-3节【目的和原理】在中枢神经系统参与下，机体对刺激所作的规律性应答称为反射(reflex)。