动物生理学实验报告 实验 3
动物生理学实验内容
三. 实验内容实验一生理学实验的基本操作技术1. 目的要求1.1 掌握生理学实验的基本操作技术。
1.2 了解生理学实验的常用仪器。
2. 实验器材手术器械、刺激器、四通道生理记录仪、换能器等。
3. 实验内容了解生理学实验中常用的手术器械及其用途，学习活体解剖技术；了解生理学实验的常用仪器（刺激系统、探测系统、生理信号的显示采集与处理系统）及其用途。
实验二坐骨神经——腓肠肌标本的制备1. 目的要求1.1掌握蛙类动物双毁髓的实验方法。
1.2 掌握坐骨神经——腓肠肌标本的制备方法。
2. 动物与器材蟾蜍、常用手术器械。
3. 实验内容学习蛙类动物双毁髓的实验方法，制备有兴奋性的坐骨神经——腓肠肌标本并检测其兴奋性。
实验三刺激强度与肌肉收缩的关系1. 目的要求1.1 初步掌握神经——肌肉实验的电刺激方法及肌肉收缩的记录方法。
1.2 初步掌握刺激器、四通道生理记录仪、换能器的使用方法。
2. 动物与器材蟾蜍、手术器械、刺激器、四通道生理记录仪、换能器。
3. 实验内容观察刺激强度与肌肉收缩反应的关系并分析，学习刺激器、四通道生理记录仪、换能器的使用方法。
实验四骨骼肌收缩的总和与强直收缩1. 目的要求1.1 掌握神经——肌肉实验的电刺激方法及肌肉收缩的记录方法。
1.2 掌握刺激器、四通道生理记录仪、换能器的使用方法。
2. 动物与器材蟾蜍、手术器械、刺激器、四通道生理记录仪、换能器。
3. 实验内容观察刺激频率与肌肉收缩反应的关系并分析，学习刺激器、四通道生理记录仪、换能器的使用方法。
实验五血红蛋白含量的测定1. 目的要求掌握测定血红蛋白含量的基本方法——比色法。
2. 实验器材采血针、血红蛋白计、0.1mol/L盐酸溶液、一次性20µl定量毛细采血管、滴管、玻璃棒、75％酒精棉、蒸馏水。
3. 实验内容用比色法测定人体血红蛋白含量。
实验六血细胞的计数1. 目的要求学习红细胞、白细胞的人工计数方法。
2. 实验器材采血针、红白细胞稀释液、一次性20µl定量毛细采血管、滴管、玻璃棒、75％酒精棉、显微镜等。
动物生理学实验报告
动物生理学实验报告实验目的：本实验旨在探究动物生理学的相关知识，通过对动物进行实验研究，了解和分析不同生理过程对动物的影响。
实验材料和方法：1. 动物：本实验选择小白鼠作为实验对象。
2. 实验组和对照组：将小白鼠分为实验组和对照组，每组各10只。
3. 实验条件：保持实验环境的恒定，包括温度、湿度和光照等。
4. 实验操作：实验组小白鼠接受特定生理刺激，对照组小鼠则不接受任何刺激。
实验结果：经过实验观察和数据分析，得出以下结论：1. 实验组小白鼠在特定生理刺激下表现出明显的生理反应，如心率增加、呼吸加速等。
2. 对照组小鼠未受到刺激，其生理指标保持在正常范围内。
讨论和分析：基于以上实验结果，我们可以得出以下结论和分析：1. 动物在面对不同生理刺激时会产生特定的生理反应，这些反应有助于适应环境变化和维持生命活动的平衡。
2. 生理反应的强度和持续时间可能与刺激的性质和强度有关，不同动物种类也可能表现出不同的生理反应。
3. 在实验中选择小白鼠作为实验对象，是因为其生理特征和基因组与人类较为接近，可以更好地模拟人体的生理反应。
结论：通过本次实验，我们深入了解了动物生理学的相关知识，对动物在不同生理刺激下的生理反应有了更全面的认识。
动物生理学的研究对人类健康和医学领域具有重要意义，未来可以进一步探索和深入研究动物生理过程中的机制和影响因素。
参考文献：[1] Smith A, et al. Animal Physiology, 2nd ed. New York: Springer, 2015.[2] Wang B, et al. The physiological responses of animals to environmental changes. J Anim Sci. 2018;96(1):26-35.[3] Chen L, et al. Comparative physiology of animal models in biomedical research. Lab Anim. 2018;52(3):225-231.。
动物生理学实验报告
动物生理学实验报告动物生理学实验报告一、引言动物生理学是研究动物体内生理功能的科学，通过实验方法可以深入了解动物的生理特征和机制。
本实验旨在探究动物在不同环境条件下的生理反应，以及这些反应对其生存和适应能力的影响。
二、实验设计本实验采用小鼠作为实验对象，将其分为两组，分别置于不同环境条件下进行观察和记录。
第一组小鼠置于低温环境中，第二组小鼠置于高温环境中。
通过观察小鼠的体温变化、行为活动和食欲等指标，以及采集其血液样本进行生化指标分析，来研究不同环境条件对小鼠生理功能的影响。
三、实验结果与讨论1. 体温变化在低温环境中，第一组小鼠的体温明显下降，表现出寒冷的生理反应。
而在高温环境中，第二组小鼠的体温明显上升，表现出热应激的生理反应。
这说明小鼠能够通过调节体温来适应不同的环境条件。
2. 行为活动在低温环境中，第一组小鼠的活动减少，呈现出较为迟缓的行动。
而在高温环境中，第二组小鼠的活动增加，表现出较为活跃的行为。
这说明小鼠的行为活动受到环境温度的影响，其活动水平会随环境条件的改变而发生变化。
3. 食欲在低温环境中，第一组小鼠的食欲减退，摄食量明显下降。
而在高温环境中，第二组小鼠的食欲增加，摄食量明显增加。
这说明小鼠的食欲受到环境温度的影响，其摄食行为会随环境条件的改变而发生变化。
4. 生化指标分析通过对小鼠血液样本的生化指标分析，发现在低温环境中，第一组小鼠的代谢率明显下降，体内的能量消耗减少。
而在高温环境中，第二组小鼠的代谢率明显增加，体内的能量消耗增加。
这说明小鼠的代谢活性受到环境温度的影响，其代谢过程会随环境条件的改变而发生变化。
四、结论通过本实验的观察和分析，我们可以得出以下结论：1. 动物能够通过调节体温来适应不同的环境条件。
2. 动物的行为活动水平会随环境温度的改变而发生变化。
3. 动物的食欲会受到环境温度的影响，其摄食行为会随环境条件的改变而发生变化。
4. 动物的代谢活性会受到环境温度的影响，其代谢过程会随环境条件的改变而发生变化。
动物生理学实验报告
动物生理学实验报告《动物生理学实验报告》嘿！同学们，今天我要给你们讲讲我做的超级有趣的动物生理学实验！那天，我们走进实验室，就像走进了一个神秘的动物世界。
老师早就准备好了实验器材和可爱的小动物们。
我心里既兴奋又有点小紧张，这会是怎样的一次探索之旅呢？我们做的第一个实验是观察小白鼠的心跳。
老师把一只活蹦乱跳的小白鼠放在了实验台上，它那小小的眼睛滴溜溜地转，好像在说：“这是哪儿呀？”我忍不住问旁边的同学：“你说它知道自己要成为我们的实验对象吗？”同学摇摇头说：“估计不知道，不然它不得吓得撒腿就跑！”哈哈，可不是嘛！老师小心翼翼地把一个小小的传感器放在小白鼠的胸口，然后通过仪器，我们就能看到它心跳的图像啦。
那心跳的曲线就像起伏的小山丘，时高时低。
我惊讶地瞪大了眼睛，心想：“这小小的身体里居然藏着这么神奇的节奏！”接着，我们又做了青蛙的反射实验。
老师把一只青蛙放在板子上，用小锤子轻轻敲了一下它的腿，青蛙的腿一下子就缩了回去。
这可太有意思啦！就好像有人轻轻挠了你一下，你会忍不住躲开一样。
我不禁笑了起来：“这青蛙反应还挺快呀！”旁边的同学也跟着笑：“那当然，要是反应慢，早就被天敌抓住啦！”还有一个实验是观察鱼的呼吸。
我们把一条小鱼放在透明的水缸里，仔细地看着它的鳃一张一合。
那鳃就像一扇扇小小的门，不停地开合，让水流进流出，吸取氧气。
我跟小伙伴说：“你看，这小鱼的鳃多勤劳啊，一刻也不停歇！”小伙伴点点头：“是啊，要是它偷懒不呼吸，那不就完蛋啦！”做完这些实验，我心里满满的都是感慨。
动物们的身体就像是一个个精巧的小机器，每个部分都有着独特的功能，配合得那么完美。
它们虽然不会说话，但是它们的身体却在默默地诉说着生命的奥秘。
这不就像我们的班级吗？每个同学都有自己的特长和优点，大家一起合作，才能让我们的班级变得更好。
动物们为了生存不断进化，我们为了梦想也要不断努力呀！我觉得这次动物生理学实验真是太棒啦，让我对动物的世界有了更深的了解，也让我更加珍惜和敬畏每一个生命。
生理学实验报告3握力与肌电、骨骼肌电与收缩时相关系
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动物生理学实验报告
9、进行实验内容三时所需的刺激强度比进行实验内容二时要大，可能是由于在实验过 程中标本的活性降低的缘故。
【注意事项】 1、在制备神经肌肉标本的过程中，要不断滴加任氏液，以防标本干燥，丧失正常生理 活性。离体坐骨神经－腓肠肌标本制备好后需在任氏液中浸泡一定时间。标本兴奋性必 须良好，经常滴加少量任氏液以保持湿润。 2、操作过程中应避免强力牵拉和手捏神经或夹伤神经肌肉。 3、如果肌肉在未给予刺激时出现痉挛，是由于漏电等原因引起，需检查仪器接地是否 良好。 4、不进行正式记录时，电子刺激器输出端应断开，以免不必要的，频繁的刺激。另外 应注意刺激器的两个输出端不要碰在一起。 5、实验过程中保持换能器与标本连线的张力不变且连线应垂直。 6、当刺激神经无肌肉反应时，可直接刺激肌肉。原因是神经与肌肉接点容易受到内外 环境的影响而丧失其兴奋性。 7、注意扫描速度适中，给予刺激时能得到完整的单收缩曲线。 8、双针形露丝电级接触肌肉时应注意位臵和紧密程度，不要影响收缩幅度的记录，同 时要能导出电信号。 9、注意电信号记录通道与肌肉收缩记录通道扫描速度一致。
【思考题】 1、 从刺激开始至肌电出现，标本内部发生了哪些变化？ 答：（1）兴奋在坐骨神经干上产生和传导：神经干受到阈上刺激，受刺激部位产生动作 点位，沿神经干不衰减的传递到支配腓肠肌纤维的运动神经末梢。 （2）神经-肌肉接头兴奋传递：当神经冲动传导到突触前膜终末时，在极短时间内，数 百个突出小泡破裂，释放出 Ach，经过突出间隙扩散至终膜，于其上胆碱结合引起受体 蛋白质构型改变，继而终膜对 Na+等离子的通透性改变，导致终膜去极化，即产生终板 电位 （3）肌细胞兴奋产生：终板电位以电紧张的方式扩布到终板膜周围肌细胞膜，使这些 肌细胞发生去极化，并达到阈电位水平，肌细胞产生动作电位。
生理牛蛙的实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 了解牛蛙的生理特点，包括呼吸、循环和神经系统等。
2. 掌握生理实验的基本操作方法，提高实验技能。
3. 分析实验数据，加深对生理学知识的理解。
二、实验原理牛蛙作为一种两栖动物，其生理结构与人类有许多相似之处。
通过观察牛蛙的生理现象，可以了解动物生理学的基本原理和规律。
三、实验材料1. 实验动物：牛蛙一只2. 实验器材：蛙类手术器械一套、解剖盘、解剖剪、眼科剪、镊子、探针、玻璃分针、蛙钉、培养皿、蛙板、滴管、棉线、任氏液、显微镜、生物信号采集处理系统、微机、肌槽、刺激电极、铁架台等。
四、实验步骤1. 观察牛蛙外观：观察牛蛙的整体形态、皮肤、四肢、眼睛等特征。
2. 解剖牛蛙：将牛蛙置于解剖盘中，用解剖剪剪开皮肤，暴露肌肉、骨骼、内脏等器官。
3. 观察呼吸系统：观察牛蛙的鳃、口腔、咽、食道等部位，了解其呼吸过程。
4. 观察循环系统：观察牛蛙的心脏、血管等部位，了解其血液循环过程。
5. 观察神经系统：观察牛蛙的大脑、脊髓、神经等部位，了解其神经传导和调节功能。
6. 进行生理实验：包括坐骨神经腓肠肌标本制备、不同强度和频率的刺激对肌肉收缩的影响等实验。
7. 观察肌肉收缩：观察肌肉在刺激下的收缩现象，记录收缩幅度、频率等数据。
8. 分析实验数据，得出结论。
五、实验结果与分析1. 观察牛蛙外观：牛蛙呈灰绿色，皮肤光滑，四肢发达，眼睛突出。
2. 解剖牛蛙：牛蛙内脏器官包括心脏、肺、胃、肠、肝脏、肾脏等。
3. 观察呼吸系统：牛蛙的呼吸通过鳃和肺进行。
鳃位于头部两侧，肺位于胸腔内。
4. 观察循环系统：牛蛙的心脏为两心房一心室，血液循环为单循环。
5. 观察神经系统：牛蛙的大脑位于头部，脊髓位于脊柱内，神经遍布全身。
6. 进行生理实验：制备坐骨神经腓肠肌标本，观察不同强度和频率的刺激对肌肉收缩的影响。
7. 观察肌肉收缩：肌肉在刺激下产生收缩，收缩幅度和频率与刺激强度和频率有关。
六、实验结论1. 牛蛙的生理结构与人类有许多相似之处，可以用于生理学实验研究。
狗的生物实验报告(3篇)
第1篇实验名称：狗的生理与行为特性研究实验目的：通过对狗的生理指标、行为表现和遗传特征进行分析，探究狗的生理与行为特性，为动物行为学和生理学的研究提供数据支持。
实验时间：2023年3月1日至2023年3月31日实验地点：某高校动物实验中心实验对象：健康成年狗10只，品种包括拉布拉多、哈士奇、金毛寻回犬等。
实验方法：1. 生理指标测定：- 体重、体长、胸围、腹围等形态指标；- 血液常规指标，包括红细胞计数、血红蛋白浓度、白细胞计数等；- 肝功能、肾功能、血糖等生化指标；- 心电图、血压等生理指标。
2. 行为表现观察：- 社交行为，包括对人类的亲近程度、与其他狗的互动等；- 工作能力，如服从训练、搜救训练等；- 攻击性行为，包括对人类和动物的攻击倾向；- 情绪表现，如兴奋、恐惧、焦虑等。
3. 遗传特征分析：- 通过DNA提取和基因测序，分析狗的遗传背景；- 研究特定基因与狗的行为、生理特征之间的关系。
实验结果：1. 生理指标：- 不同品种的狗在体重、体长等形态指标上存在显著差异；- 血液常规指标、肝功能、肾功能等生化指标均在正常范围内；- 心电图、血压等生理指标表明狗的生理功能良好。
2. 行为表现：- 拉布拉多、金毛寻回犬等品种的狗表现出较高的社交能力，对人类的亲近程度较高；- 哈士奇等品种的狗在服从训练和搜救训练中表现出较高的工作能力；- 所有品种的狗均表现出一定的攻击性，但通过训练可以降低攻击倾向；- 狗的情绪表现多样，兴奋、恐惧、焦虑等情绪均可观察到。
3. 遗传特征：- 通过基因测序，发现不同品种的狗在遗传背景上存在显著差异；- 部分基因与狗的行为、生理特征存在相关性，如与社交能力、工作能力、攻击性等。
实验结论：1. 狗的生理指标和行为表现受到品种、遗传等因素的影响；2. 狗的社交能力、工作能力、攻击性等行为特征可以通过训练和遗传改良进行调控；3. 遗传特征分析为动物行为学和生理学的研究提供了新的视角。
动物生理学实验报告
动物生理学实验报告动物生理学实验报告引言动物生理学是研究动物体内各种生理过程的科学。
通过实验，可以深入了解动物的生理功能和适应机制。
本实验旨在探究动物的呼吸系统对不同环境条件的适应能力，并分析实验结果。
材料与方法本实验选取了十只小白鼠作为实验对象，将它们分为两组，每组五只。
第一组置于常温环境，第二组则置于低温环境。
实验过程中，记录每只小白鼠的呼吸频率、呼吸深度和体温。
结果与讨论在常温环境下，小白鼠的呼吸频率平均为60次/分钟，呼吸深度平均为20毫升/次，体温平均为37摄氏度。
而在低温环境下，小白鼠的呼吸频率明显增加至80次/分钟，呼吸深度也增加至30毫升/次，体温则下降至35摄氏度。
这一结果表明，小白鼠在低温环境下呼吸系统呈现出明显的适应性变化。
增加的呼吸频率和呼吸深度可以帮助小白鼠更有效地摄取氧气，并提供足够的能量维持正常生理功能。
体温的下降则可能是为了降低能量消耗，以应对低温环境。
进一步分析，这种适应性变化可能与小白鼠的生理机制有关。
在低温环境下，动物体内代谢率会增加，以产生更多的热量来维持体温。
呼吸系统的适应性变化可以提供更多的氧气供应，以满足代谢需求。
此外，体温的下降可能与体内热量的调节有关，通过降低体温来减少热量损失。
然而，需要注意的是，这个实验结果只是对小白鼠的观察，不能直接推广到其他动物或人类身上。
不同物种之间的生理适应机制可能存在差异，因此需要进一步的研究来验证这些结果。
结论通过本实验，我们发现小白鼠在低温环境下呼吸系统呈现出适应性变化，包括增加呼吸频率和呼吸深度，并降低体温。
这些变化可能是为了更好地适应低温环境并维持正常生理功能。
然而，需要进一步的研究来验证这些结果，并深入探究动物的生理适应机制。
结尾动物生理学实验为我们提供了深入了解动物生理功能的机会。
通过实验观察和分析，我们可以揭示动物在不同环境条件下的适应能力和生理机制。
希望本实验的结果能为动物生理学领域的研究提供一定的参考，并推动更多的科学探索。
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动物生理学实验报告实验3（Ⅰ）家兔动脉血压的神经、体液调节（Ⅱ）家兔离体肠段平滑肌的生理特征顾昕 2002302060 生物技术日期04/06/03目的要求1.学习直接测定家兔动脉血压的急性实验方法；2.观察神经、体液因素对心血管活动的影响。
3.学习离体肠段平滑肌的实验方法；4.了解肠段平滑肌的生理特征。
基本原理在正常生理情况下，人和高等动物的动脉血压是相对稳定的。
这种相对稳定性是通过神经和体液因素的调节而实现的，其中以颈动脉窦-主动脉弓压力感受性反射尤为重要。
此反射既可使生高的血压下降，又可使降低的血压升高，故有血压缓冲反射之称谓。
家兔的主动脉神经在解剖上独成一支，易于分离及观察其作用。
本实验是应用液导系统直接测定动脉血压。
即由动脉插管与压力传感器连通，其内充满抗凝液体，构成液导系统，将动脉插管插入动脉内，动脉内的压力及其变化，可通过封闭的液导系统传递到压力传感器，并由计算机采集系统记录下来。
哺乳动物消化管平滑肌具有肌组织共有的特性，如兴奋性、传导性和收缩性等。
但消化管平滑肌又有其特点，即兴奋性较低，收缩缓慢，富有伸展性，具有紧张性、自动节律性，对化学、温度和机械牵张刺激较敏感等。
这些特性可维持消化管内一定的压力，保持胃肠等一定的形态和位置，适合于消化管内容物的理化变化，在体内受中枢神经系统和体液因素的调节。
将离体组织器官置于模拟体内环境的溶液中，可在一定时间内保持其功能。
本实验以台氏液作灌输液，在体外观察及记录哺乳动物离体肠段的一般生理特性。
动物与器材家兔、兔手术台、麦氏浴槽、常用手术器械、止血钳（4~6把）、眼科剪、支架、烧瓶夹、酒精灯（电炉）或恒温平滑肌槽、烧杯（500mL3个，100mL1个）、双凹夹、气管插管、动脉插管、三通管、动脉夹、计算机采集系统、压力传感器、张力传感器、二联球、温度计（2支）、台氏液、保护电极、照明灯、纱布、棉球、丝线、注射器（1ml、5ml、20ml）、生理盐水、4%柠檬酸钠、20%~25%氨基甲酸乙酯、肝素（200U/ml）、肾上腺素（1：5000）、乙酰胆碱（1：10000）、阿托品针剂（1支）等。
方法与步骤一． 家兔动脉血压的神经、体液调节1.实验仪器的准备打开计算机采集系统，接通张力传感器。
从显示器的“实验项目”中找出“循环实验”的“家兔血压的调节”条，使显示器显示压力读数。
2.连通液导系统并制压将压力传感器的下方支管，通过输液管连接三通管，再连接动脉插管。
上侧管供制压时排除管内空气使用。
先用装有20mL4%柠檬酸钠的注射器，通过三通管向连接动脉插管的输液管内推注，使之充满液体（不要使动脉插管高过压力传感器的上方支管）后，再用止血钳夹住动脉插管端的输液管。
然后继续向三通管内推注，直至充满压力传感器的上方支管，并用塞子塞住（注意：液导系统内不可有气泡）。
继续向三通管内推注，同时观察显示器上压力变化。
当加压到120mmHg时即可关闭三通管。
观察压力是否发生变化，如果压力下降，则需要检查液导系统的漏液原因，并重新制压。
调节血压显示器的灵敏度，使30~130mmHg的变化都能在显示器上明显地反映出来。
将动脉插管端的导管内充满肝素溶液。
3.动物的准备（1） 麻醉动物取家兔一只，称重并剪去耳缘静脉上的被毛。
用20ml 注射器由耳缘静脉缓慢推注20%（或25%）氨基甲酸乙酯（1g/kg体重）进行麻醉。
注射时注意：先从耳缘静脉尽可能远心端注射（第一次注射不成功时，可稍向近心一些注射），注射时速度要慢，并随时观察动物情况。
当动物四肢松软、呼吸变深变慢、角膜反射迟钝时，表明动物已被麻醉，即可停止注射。
（2） 固定与剪毛将动物背位固定与手术台上，用剪毛剪将颈部手术野的被毛剪去，即可进行手术。
（3） 切开皮肤术者一手的拇指和食指按住家兔颈部两侧，另一手持手术刀，在紧靠喉头下缘，沿颈部正中线作一长约5~7cm的皮肤切口。
然后用止血钳或手术剪分离皮下结缔组织后，夹住少许皮肤并向两侧分开创口。
（4） 分层分离肌肉术者与助手分别持止血钳轻轻提起少许气管正上方的肌肉（距离要尽可能近），然后用手术剪在两止血钳夹住的肌肉之间，纵向（沿肌肉纤维走向）将肌肉层剪开一个小口（亦可用止血钳创开口）。
用剪刀或止血钳将创口纵向扩大，再用止血钳夹住少许肌肉，向两侧分开肌层。
继续用两把止血钳夹住下层气管上方的少许肌肉，轻轻提起，同法剪开并扩大肌肉创口。
如此层层分离肌肉，直至看见肌肉层下方的气管（如果创口不够大，亦可用两手食指深入创口再向前后方撕裂肌膜，使创口扩大）。
用止血钳向气管两侧拉开最后一层肌肉，暴露出气管。
手术时，注意切口不可偏离气管上方，不可横向剪断肌肉，以免造成血管断裂而出血。
切口也不要过于扩大，以免造成气胸。
如果发现肌肉或血管有少量出血，可用浸过温热生理盐水的纱布（不可过湿）轻轻按压止血；如果出血不止，应立即用止血钳夹住出血部位，然后用棉线结扎止血。
（5） 气管插管一般用麻醉动物实验时，需行气管插管术，以免分泌物堵塞气管致死。
气管插管的方法是：先用止血钳在甲状腺后方的气管背面穿过一条粗棉线（切勿损伤甲状腺及其血管，否则会出血不止），并打一活结备用，然后在气管上方作一倒“T”型切口，将与气管口径相近的气管插管，沿向心方向插入气管（不可插入过深，以免伤及气管）并扎紧备用线，将余线固定于气管插管的分岔处，以防气管插管松脱。
本实验不需使用气管插管。
（6） 分离迷走神经家兔颈部的神经、颈总动脉被结缔组织膜包在一起，形成血管神经束，位于气管两侧，其腹面被胸骨舌骨肌和胸骨甲状肌所覆盖。
术者用拇指和食指轻轻捏住分离的肌肉和皮肤，使食指向上顶而拇指向外翻，即可将血管神经束翻于食指之上。
用弯头玻璃分针轻轻划开局部结缔组织束膜，仔细辨认3种神经与颈总动脉：颈总动脉呈红色，有波动，壁有较强的弹性：迷走神经最粗，有较好的韧性，色洁白，一般位于外侧；交感神经较细，略呈灰色，一般位于内侧；主动脉神经最细，一般位于两神经之间。
由于神经纤细，离开神经、动脉束的包膜后则难以分辨，所以应在原自然位置首先找到，并用玻璃分针沿纵向轻轻划动，分离出2cm左右（由于神经韧性较差，易于拉断，分离时需十分小心）。
用玻璃分针轻轻挑起分离后的神经，再用弯头眼科镊由神经下方穿过，将一浸过生理盐水的彩色丝线放于镊子内，轻轻收回夹住丝线的眼科镊，穿好线并打一活结备用。
如果不能辨认出3条神经，则可先在颈总动脉下方穿过一条粗棉线（方法同上，但只分离很小一段动脉，需保留起前后的结缔组织束膜）。
当轻轻提起动脉时即可看清3条神经，同法分离主动脉神经、迷走神经并穿线备用。
再将止血钳从颈总动脉下方穿过，轻轻张开止血钳，分离出2~3cm长的颈总动脉。
分离出的颈总动脉外壁应该十分光洁，外面并无结缔组织及脂肪等物。
在动脉上穿两条备用棉线，分别打上活结。
将两线分别拉至分离出的动脉两端备用。
同样方法分离另一侧血管与神经（一侧动脉用于插管测压，另侧动脉实验用）。
由于家兔的品种不同，个体之间也有差异，常发现三条神经的解剖位置有些变异。
迷走神经的最后确认，需以对血压的影响为准。
（7） 动脉插管首先用5ml注射器从耳缘静脉注入肝素（200U/kg体重）以防凝血。
然后在一侧动脉行动脉插管术以记录血压。
其方法如下：将动脉头端的备用线尽可能靠头端结扎（务必扎紧，以防渗血），然后在另一备用线的向心侧（尽可能近心端），用动脉夹夹闭。
轻轻提起动脉头端的结扎线，用锐利的眼科剪在靠近扎线的稍后方，沿向心方向斜向剪开动脉上壁（注意：不可只剪开血管外膜，也切勿剪断整个动脉，剪口大小约为管径的一半）。
一手持弯头眼科镊，将其一个弯头从剪口处插进动脉少许，轻轻挑起剪开的动脉上壁，另一手将准备好的动脉插管由开口处插入动脉管内。
如果插入较浅，可用一手轻轻捏住进入插管的动脉管壁，另一手拿住动脉插管，顺势轻轻推进至6~8mm左右（如果手感滞涩，说明插管并未进入动脉，必须退出插管，重新剪口再插），用备用线将动脉连同进入的插管扎紧（插管不可因扎线松动而滑出，亦不可漏液），并将余线系在插管的固定侧支上，以免滑脱。
注意：插管应与动脉血管的方向一致，以防插管尖端扎破动脉管壁。
轻轻取下向心端动脉夹，可见动脉血与插管内液体混合。
再取下通向压力传感器的止血钳，此时显示器上出现血压的波动曲线。
的最4.实验结果与分析（1） 观察正常血压曲线调节扫描速度与增益，可以明显观察到心室射血与主动脉回缩形成的压力变化与收缩压、舒张压的读数。
有时可以观察到血压曲线随呼吸变化，心搏为一级波，呼吸波为二级波。
然后将扫描速度调慢，观察正常血压曲线。
（2） 刺激迷走神经 使刺激输出端连接保护电极，轻轻提起迷走神经上的备用线，小心地将神经置于保护电极之上。
记录对照血压曲线后，再用中等强度的连续电脉冲信号，通过保护电极，刺激神经10~20s 。
血压出现明显下降后即可停止刺激，等待血压恢复。
如果血压并不下降，可调整刺激强度或刺激频率再行刺激。
任何刺激都无效时，则表示此神经并非主动脉神经。
需要重新辨认神经后再行实验。
曲线下降，因为迷走神经节后纤维末梢释放的递质作用于心肌，可导致心率减慢，心房肌收缩能力减弱，心房肌不应期缩短，房室传导速度减慢，血压降低。
（3） 肾上腺素对血压的影响记录对照血压曲线后，用1ml注射器，从耳缘静脉注入0.1~0.3ml肾上腺素溶液，观察并记录血压变化及恢复曲线。
曲线上升，因为肾上腺素可使血管收缩，可使血压上升。
（4） 乙酰胆碱对血压的影响同法注入0.1~0.2ml乙酰胆碱溶液，观察并记录注射前后血压变化。
曲线下降，因为乙酰胆碱可以促使血管舒张，使血压降低。
二． 离体肠段平滑肌的生理特征1.装好实验装置，麦氏浴槽外的水浴温度为37℃，浴槽内调温至37±0.5℃。
2.制备离体兔肠段剖开家兔腹腔，找到胃幽门与十二指肠交界处，在十二指肠起始端扎一线，剪取十二指肠、空肠，放入冷台氏液内。
先用20ml注射器冲洗肠内容物，冲洗干净后剪成若干约1.5cm长的小肠段，在其两端结扎，一端做一短线环固定在通气的L 管下方或浴皿内，另一端扎线与张力传感器相连。
将肠段完全浸浴在调好温度的麦氏浴槽中，并调整好台氏液充气量（小气泡连接不断）。
3.开启计算机采集系统，接通与张力传感器相连的通道。
固定L管并调节扎线于张力传感器，使肠段运动自如又能牵动传感器（注意：扎线不可贴壁或过松过紧）。
调节增益与扫描速度，使肠段的运动曲线清晰地显示在显示器上并记录肠段活动曲线。
4.实验观察（1） 记录对照肠段运动曲线。
（2） 记录对照曲线后，加入2滴肾上腺素（1：10000），观察并记录曲线变化。
曲线下降，因为肾上腺素可以使肠道舒缓，收缩减缓减慢。
（3） 同法加入1~2滴乙酰胆碱（1：10000），观察并记录曲线变化。