复旦大学实验动物学实验报告
实验动物学实验报告
实验动物学实验报告一、实验动物：小鼠二、操作流程：抓取，固定，编号，给药，取血，麻醉，绝育，解剖。
三、具体操作1、抓取：抓取小鼠时，右手抓住小鼠尾巴，不要过于用力，以免惊吓小鼠。
左手从小鼠身体后部向前抓（以免小鼠向后缩咬伤自己），抓住小鼠颈部。
固定住小鼠后，将小鼠皮肤往上抓，尽量将小鼠背部皮肤抓住。
左手将小鼠腹部朝向自己，把小鼠尾巴用左手无名指和小指夹住，这时小鼠腹部皮肤紧绷，不能动弹。
2、固定：通常使用固定器进行固定。
将固定器拧开后，抓住小鼠尾巴，使其钻入固定器中，再将拧下的固定器部分装好，使小鼠尾部露出，再将可旋转的铁片固定住即可进行后续实验。
3、编号：编号方式有两种：①剪脚趾编号：把小鼠腹面朝上，在下的脚趾从左至右依次编为1~10号，剪10号脚趾加1~9号脚趾依次编为11~19号，在上的脚趾依次编为20,30,40,50,60,70,80,90号，其余编号与11~19号类似。
②打耳钉编号：耳钉上均有唯一编号，通过使用耳钉钳将耳钉打在小鼠耳朵上即可。
实验时通常使用的是第一种方式进行编号，第二种编号通常用于需要长距离运输的动物。
4、给药：常用的给药方式有：①口服给药：即灌胃。
将注射器装入药物溶液，装上灌胃针（灌胃针有直头和弯头两种，区别不大）。
如上所述，抓取小鼠后，使其头部朝上，尽量呈一直线，取灌胃针，从小鼠嘴角一侧缓缓插入（保持刻度在自己能看到的位置），顺着小鼠口腔食道的弧度让小鼠将针咽入，灌胃过程中如果遇到阻碍一定要及时拔出灌胃针，不可强行灌胃以免伤及小鼠食道以及肺部。
灌胃针顺利进入后基本与小鼠身体呈一条直线，注入适量体积后再顺着食道缓缓取出灌胃针。
②静脉注射：小鼠尾部有3条静脉和1条动脉，3条静脉非别位于背部，及两侧。
静脉注射时一般选取两侧静脉，因为其相对于背部静脉更为清晰饱满。
将小鼠固定后，用酒精擦拭其尾部静脉，使其充血，以便注射。
之后使注射器针孔处朝上，针与尾部呈约30°扎入尾部后向上轻挑，再向内扎入部分，此过程应该比较顺畅，没有阻碍，若阻碍较大则有可能扎入到了皮肤中。
实验动物学实验报告(共篇)(一)
实验动物学实验报告(共篇)（一）引言概述：实验动物学是研究动物行为、生理和遗传的学科，通过对动物进行实验来获取科学数据和知识。
本实验报告旨在总结一系列实验结果，探讨实验动物学领域的重要问题，并对其应用前景进行展望。
正文：1. 实验动物的选择：- 考虑实验目的和动物特征选择合适的实验动物；- 常用实验动物包括小鼠、大鼠、兔子等，每种动物具有独特的优势和限制；- 实验动物品种的选择需根据实验要求和研究领域确定。
2. 实验动物的饲养与环境：- 提供适宜的饲养环境，包括饲料、水源和温度控制等；- 动物饲养条件对实验结果有重要影响，需保证实验动物的健康和福利；- 定期进行环境监测和清洁，确保实验动物处于良好的生活环境。
3. 实验动物行为测试：- 利用行为学测试评估实验动物的认知和学习能力；- 常用的行为测试方法包括自由探索、空间记忆和条件反射等；- 结合行为学数据，分析实验动物的行为模式和特征，进一步探讨动物行为学的机制。
4. 实验动物遗传学研究：- 利用遗传学方法，研究实验动物的基因表达和突变；- 应用转基因技术构建基因改造的实验动物模型；- 分析实验动物遗传变异与行为学表现的相关性，深入了解动物行为与遗传之间的关系。
5. 实验动物生理研究：- 通过生理学指标评估实验动物的生物学状态和健康状况；- 分析实验动物的生理参数变化，揭示动物的生理机制；- 在药物研究和疾病模型中应用实验动物，探索潜在的治疗策略。
总结：实验动物学是研究动物行为、生理和遗传的重要学科，通过对实验动物进行一系列实验，我们可以深入了解动物的行为模式、生理机制和遗传特征。
通过合理选择实验动物、提供适宜的饲养环境、进行行为学测试以及遗传和生理研究，我们能够推动实验动物学的发展，为人类和动物健康领域的进展提供有力支持。
实验动物学实验报告鸡(3篇)
第1篇一、实验目的1. 了解鸡的生物学特性、生理功能及生长发育规律。
2. 掌握鸡的饲养管理技术，为实验动物学教学和科研提供基础。
二、实验材料1. 实验动物：鸡（品种、年龄、性别等）2. 实验器材：温度计、湿度计、饲料、饮水器、称重器、笼具等3. 实验试剂：消毒液、营养液等三、实验方法1. 观察鸡的外部形态结构，了解其生长发育规律。
（1）观察鸡的头部、颈部、胸部、腹部、尾部等部位，记录其形态、颜色、羽毛等特征。
（2）测量鸡的体长、体重、翼长等指标，了解其生长发育规律。
2. 观察鸡的生理功能。
（1）观察鸡的呼吸、心跳、排泄等生理现象。
（2）观察鸡的采食、饮水等行为。
3. 掌握鸡的饲养管理技术。
（1）了解鸡的饲料种类、营养成分、饲养方式等。
（2）观察鸡的饲养环境，包括温度、湿度、光照等。
（3）掌握鸡的消毒、防疫、疾病防治等技术。
四、实验结果与分析1. 鸡的形态结构（1）头部：鸡的头部呈椭圆形，有喙、眼、耳等器官。
（2）颈部：鸡的颈部细长，肌肉发达，有利于采食和呼吸。
（3）胸部：鸡的胸部宽大，有发达的胸肌，有利于飞行。
（4）腹部：鸡的腹部较宽，有利于消化和生殖。
（5）尾部：鸡的尾部较短，羽毛密实，有利于保温。
2. 鸡的生理功能（1）呼吸：鸡的呼吸以肺为主，气囊辅助呼吸。
（2）心跳：鸡的心脏四腔，心跳较快，有利于血液循环。
（3）排泄：鸡的排泄器官有肾脏、输尿管、泄殖腔等。
（4）采食：鸡的喙尖利，善于啄食。
（5）饮水：鸡的饮水需求较高，需保持充足的水源。
3. 鸡的饲养管理技术（1）饲料：鸡的饲料应富含蛋白质、碳水化合物、脂肪、维生素和矿物质等。
（2）饲养环境：鸡的饲养环境应保持适宜的温度、湿度、光照等，以利于其生长发育。
（3）消毒：定期对鸡舍、饲料、饮水等消毒，预防疾病传播。
（4）防疫：定期进行疫苗接种，预防疫病发生。
（5）疾病防治：发现病鸡应及时隔离治疗，防止疫情扩散。
五、实验总结本次实验通过对鸡的形态结构、生理功能及饲养管理技术的观察，使我们对鸡的生物学特性有了更深入的了解。
实验动物学实验报告
实验一大、小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血。
二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。
三、实验步骤1、抓取和固定1.1抓取：左手抓小鼠的尾根部1.2固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
1.3同样操作将大鼠抓取和固定2、性别鉴定：2.1抓取和固定小鼠2.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样）；雌性：距离短，毛发稀疏。
2.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。
3. 给药3.1 灌胃法3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。
3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。
3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。
3.1.3用大鼠重复同样操作3.2 注射给药3.2.1皮下注射3.2.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤，3.2.1.2右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注射部位隆起。
拨针时，以手指捏住针刺部位3.2.1.3用大鼠重复同样操作3.2.2腹腔注射3.2.2.1以左手固定小鼠，使腹部向上，3.2.2.2右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45 角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。
3.2.2.3用大鼠重复同样操作3.2.3尾静脉注射3.2.3.1先将动物固定在暴露尾部的固定器内，3.2.3.2用75％酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张，3.2.3.3以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠，右手持注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾末端处刺入。
实验动物学报告2
实验名称：大鼠的一般操作实验日期：姓名：学号：专业：一、实验目的和要求掌握大鼠的一般操作方法:抓取和保定、性别鉴别、给药、采血、处死、解剖等。
二、实验准备1、动物：SD大鼠，雌雄各一只。
2、器械：毛笔，解剖剪，解剖镊、眼科剪，眼科镊，解剖板，灌胃针，头皮针，注射器，干棉球、酒精棉球，50ul采血针3、药物：苦无酸，0.9%生理盐水及10%水合氯醛三、实验操作1、抓取和保定将大鼠放置于桌面，右手抓取其尾部，左手放在大鼠背部，左手食指和中指使其颈部保定，左手半握状，大拇指压住大鼠右前肢，四指压住大鼠左前肢，将大鼠翻转。
2、性别鉴定抓住大鼠后，观察动物肛门与生殖器之间的距离，距离远的为雄性，距离近的为雌性；观察生殖器附近，雄性成年大鼠睾丸降至阴囊内，有明显突起；成年雌性大鼠有6对乳头。
3、给药（1）灌胃：大鼠保定好后，右手持灌胃器，从大鼠左嘴角灌入，灌胃针轻压其上腭部，使其口腔与食道成一直线，灌胃针进入深度为2/3左右，右手食指轻推注射器是0.9%生理盐水缓慢进入大鼠胃内（2）腹腔给药：左手抓取和固定大鼠，右手持注射器，从左下腹部腹股沟上约0.5cm，腹中线旁外1cm进针，进针时针头与腹部平面形成45度，进针深度约1cm。
（3）静脉注射：①将大鼠放入固定的笼内，尾巴滞留在外，消毒尾部，并挤压尾根部用左右拇指和食指控制大鼠尾巴角度。
右手持注射器，使其与尾两侧的静脉平行（小于15°），从尾下1/5处（约距尾尖3-5cm）进针，将注射器外套置于拇指与中指交叉处，保持针头刺入点、血管、注射器成一条直线。
②向充盈的尾静脉刺入约5mm，保持针头刺入点、血管、注射器成一条直线，稍回抽见有回血，说明针头已经准确插入静脉内。
食指及中指夹住注射器外套，拇指推注射器，将0.9%生理盐水按一定速度推入。
刺入后先缓注少量生理盐水，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入，若注射时有较大阻力，说明针头未刺入血管，应重新向尾根部移动注射。
动物实验报告
动物实验报告实验动物学实验报告学院：学号：姓名时间：实验一：小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握小鼠的标记方法；4、掌握小鼠的基本采血技术；5、掌握小鼠的常用给药方法；6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠；2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛；三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。
幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。
另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。
3、小鼠的标记方法1）耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。
2）剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠；3）染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血1）剪尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。
将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。
也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。
动物实验实习报告
一、实习背景随着现代生物科学的不断发展，动物实验在医学、生物学、农学等领域的研究中发挥着越来越重要的作用。
为了提高自己的实验技能，加深对动物实验的理解，我参加了动物实验实习。
本次实习主要在实验室进行，实验动物为小鼠。
二、实习目的1. 掌握动物实验的基本操作技能，如动物抓取、固定、注射等。
2. 熟悉实验动物的生理、生化指标，学会正确采集和处理实验数据。
3. 了解动物实验的伦理问题，树立正确的实验态度。
三、实习内容1. 实验动物的选择与处理本次实习使用的小鼠为普通小白鼠，体重约20克。
实验前，首先对小鼠进行编号、称重，并观察其外观、行为等生理指标。
实验过程中，注意保持动物笼子的清洁，定时更换垫料，确保动物生活环境的舒适。
2. 实验操作技能培训（1）动物抓取：采用握尾法，轻轻握住小鼠尾部，使其身体悬空，避免造成动物损伤。
（2）动物固定：将小鼠放入固定盒中，用固定盒将小鼠四肢固定，使其不能随意活动。
（3）注射：根据实验要求，选择合适的注射部位和注射方法。
如腹腔注射、皮下注射等。
3. 实验操作与数据处理（1）实验操作：按照实验方案，对小鼠进行注射、观察、取样等操作。
（2）数据处理：记录实验数据，如体重、生理指标等，并进行分析。
4. 实验结果分析根据实验数据，分析实验结果，得出结论。
四、实习总结通过本次动物实验实习，我收获颇丰：1. 掌握了动物实验的基本操作技能，如动物抓取、固定、注射等。
2. 熟悉了实验动物的生理、生化指标，学会了正确采集和处理实验数据。
3. 认识到动物实验的伦理问题，树立了正确的实验态度。
4. 增强了团队协作能力，学会了与同学、老师沟通交流。
总之，本次动物实验实习使我受益匪浅，为今后从事相关研究奠定了基础。
在今后的学习和工作中，我将继续努力，不断提高自己的实验技能和科研素养。
实验动物学实验报告
实验动物学实验报告实验动物学实验报告引言：实验动物学是一门研究动物在科学实验中的应用和行为的学科。
通过对实验动物的研究，可以更好地理解动物的生理、行为、遗传等方面的特性，为科学研究提供重要的实验数据。
本篇实验报告将介绍一项关于实验动物的研究。
实验目的：本次实验的目的是探究实验动物在特定条件下的行为变化。
通过观察和记录实验动物在不同环境和刺激下的行为反应，我们可以了解动物对外界环境的适应能力和行为选择。
实验设计：在本次实验中，我们选择了小白鼠作为实验动物。
小白鼠是一种常见的实验动物，其生理特性和行为习性已经被广泛研究。
我们将小白鼠分为两组，分别置于两个不同的环境中进行观察。
实验过程：第一组小白鼠被置于一个充满明亮光线的环境中，我们观察到它们的行为表现。
小白鼠在明亮环境中表现出警觉性较高的行为，它们会频繁地嗅探周围的环境、四处张望，以及迅速移动。
这表明小白鼠对明亮环境的刺激产生了一定的警觉和适应反应。
第二组小白鼠则置于一个较为昏暗的环境中。
与第一组相比，我们观察到第二组小白鼠的行为表现有所不同。
它们在暗环境中表现出较为谨慎的行为，移动速度较慢，更多地停留在一个地方。
这表明小白鼠对暗环境的刺激产生了一种保护性的行为反应。
实验结果：通过对两组小白鼠的观察和行为记录，我们得出了以下结论：1. 小白鼠对明亮环境的刺激表现出警觉性较高的行为反应，包括频繁嗅探、四处张望和迅速移动。
2. 小白鼠对暗环境的刺激表现出较为谨慎的行为反应，包括移动速度较慢和更多地停留在一个地方。
讨论与分析：实验结果表明，实验动物在不同环境和刺激下表现出不同的行为反应。
这与动物的生存需求和行为适应有关。
在明亮环境中，小白鼠更需要保持警觉，以应对潜在的危险。
而在暗环境中，小白鼠更需要保持谨慎，以避免可能的伤害。
结论：通过本次实验，我们深入了解了实验动物在不同环境下的行为变化。
这对于进一步研究动物行为和生态适应具有重要意义。
实验动物学作为一门学科，为我们提供了更多了解动物行为和适应性的途径，为科学研究提供了重要的实验数据。
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复旦大学实验动物学实验报告实验报告一小鼠的一般技术操作一、实验目的和要求：通过实际操作，掌握小鼠实验的一般操作方法，包括动物的抓取和保定、性别鉴定、编号、给药、麻醉、采血、处死、解剖等方法。
二、实验基本步骤：（一）抓取和保定先用右手将小鼠的尾巴提起，至于鼠笼或粗糙的平面上，当小鼠向前挣扎行进时，再用左手的拇指和示指捏住小鼠两耳后颈部皮肤，翻转小鼠至于掌心，拉直后肢。
以小指拉住小鼠尾巴即可。
在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用专门的小鼠固定器进行保定。
（二）性别鉴定将小鼠抓取后，观察其肛门及生殖器之间的距离，距离远的为雄性，距离近的为雌性。
另外翻转小鼠观察生殖器附近，性成熟的雄性小鼠的睾丸降至阴囊内，会有明显的突起；雌性小鼠的肛门至会阴处有一条无毛覆盖的细线。
（三）编号方法常用的有染色法、耳缘打孔法、烙印法、挂牌法。
此外还有断趾法、剪尾法、被毛剪号法、笼子编号法等。
在本次实验中，我们小组使用的是染色法。
（四）去毛方法常用的有拔毛法、剪毛法、剃毛法、脱毛法。
（五）给药方法常用的有经口灌胃法、经呼吸道吸入、经皮肤吸收和注射给药法。
1．经口给药法（1）灌胃法：左手固定小鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从小鼠的一侧犬齿缺失处插入口中，灌胃针竖起靠向口腔后壁，使小鼠消化道成直线，沿咽喉壁缓慢插入食管，使其前段到达膈肌位置，灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食管或误入气管。
（2）口服法在本次实验中，我们小组使用的是灌胃法。
2.注射给药法（1）皮下注射（2）肌肉注射（3）腹腔注射（4）静脉注射在本次实验中，我们使用的是皮下注射、腹腔注射、静脉注射。
（六）采血方法1.断头取血2.眼眶后静脉丛穿刺采血3.尾静脉切割采血法4.摘眼球采血法5.心脏采血在本次实验中，我们小组使用的是眼眶后静脉丛穿刺采血、尾静脉切割采血、摘眼球采血法、心脏采血。
（七）麻醉方法1.常用局部麻醉剂：普鲁卡因、利多卡因2.常用全身麻醉剂：乙醚、苯巴比妥钠、戊巴比妥钠、硫喷妥钠、巴比妥钠、氨基甲酸乙酯。
在本次实验中，对小鼠采用腹腔注射麻醉，方法与腹腔注射给药一样，麻醉剂是2%水合氯醛，剂量为400mg/kg，注射量为0.5ml/25g。
（八）皮肤移植在本次实验中，在小鼠尾巴上切取长8mm，宽3mm的皮肤，切取效果不好。
（九）处死方法1.颈椎脱臼法2.断头法3.击打法4.急性大出血法5.药物致死法在本次实验中，我们小组采用的是颈椎脱臼法。
（十）解剖方法解剖步骤如下：动物尸体取仰卧位，将四肢固定，用水浸湿被毛。
从下颌中央开始到耻骨联合正中垂直切口，用骨剪把左右肋骨剪断后，将胸骨向前下方翻开，即可暴露胸、腹腔。
按胸腔、腹腔、颅腔的次序观察各脏器的位置、形状及彼此相互关系，然后分别取下。
先在胸腔入口处切断食管和气管，将心和肺一起取出；再依次摘除腹部脏器脾、肝、肾上腺、肾、胃、肠和盆腔器官，分别进行各脏器的检查。
在本次实验中，我们小组解剖了一只雄性小鼠和一只雌性小鼠。
在观察各个脏器之后，着重又观察了胸腺（在胸腔入口处，乳白色，由左右2叶组成）、胰腺（分散在十二指肠、胃底和脾门处，色淡红，不规则，似脂肪组织）、肾上腺（位于肾脏上级，白色，周围有较多脂肪组织包绕）、雌性小鼠的子宫（呈“Y”型，为双角子宫，分为子宫角、子宫体、子宫颈）、卵巢（位于双侧肾脏下缘附近，粉红色，为系膜包绕，不与子宫想通）、雄性小鼠的睾丸（椭圆形白色物质）、凝固腺（附着于精液腺内侧，呈半透明的半月形器官）。
实验报告二兔的一般操作技术一、目的和要求通过实际操作，基本掌握兔的抓取和保定、性别鉴定、灌胃、耳缘静脉采血注射、解剖、处死等操作技术。
二、实验基本步骤：（一）抓取和保定1.抓取：轻轻打开笼门，勿使兔受惊，当兔安静下来时，用手伸入笼内，从头前部阻。
它跑动，用右手把两耳轻轻压于手心内，抓住颈背部皮肤提起兔，然后用左手托住臀部，兔身的重量大部分落在左手掌上。
2.保定：将兔置于实验台上，待兔安静后。
双手各抓一侧兔前肢，肘部夹住兔后肢后向胸腹部靠拢，展开兔前肢，暴露兔雄部。
（二）性别鉴定使兔下腹部朝向观察者，将生殖器周围的皮肤拨开，可见一圆孔，里面暴露出阴茎，则为雄性，反之为雌性。
（三）给药方法1.灌胃2.耳缘静脉注射在本次实验中，我们小组采用的是灌胃给药法，由于没有固定器和开口器，灌胃给药由三人完成：第一人固定兔，将兔放于桌面，双手抓住兔的两前肢，前臂与兔身平行，用肘部夹住兔的身体；第二人用止血钳从兔嘴的一侧插入兔嘴中，并压住舌头，将嘴撑开；第三人取12号导尿管插入食管。
（四）采血方法1.耳静脉采血2.耳中央动脉采血3.心脏取血4.后肢颈部皮下静脉取血在本次实验中，我们小组采用的是耳缘静脉采血和心脏取血。
（五）处死方法常用的是空气栓塞法（六）解剖方法腹部朝上置于解剖盘中，将腹中线处的毛湿润，自生殖器开口稍前方提起皮肤，沿腹中线剪至颌底。
然后从颈部向左、向右横剪至耳廓基部。
以左手持镊子夹起颈部剪开的皮肤边缘，右手解剖刀小心的清楚皮下结缔组织。
按实验指导上的顺序观察：腺体、消化系统、呼吸系统、循环系统、生殖系统。
在本次实验中，我们小组解剖的是一只雄性兔，在观察各个脏器后，又着重观察了门齿（3对）、胸腔（与其他动物不同，中部纵膈将胸腔分为左右两室，互不相通，开胸后打开心包暴露心脏进行实验操作时动物不需作人工呼吸）、圆小囊（较黄、壁厚、在回肠和盲肠连接处）。
观察其他小组雌性兔的子宫（双子宫，2个子宫开口于单一的阴道）。
实验报告三豚鼠的一般技术操作一、实验目的通过实际操作，基本掌握豚鼠的抓取和保定、性别鉴定、心脏采血、处死、解剖等操作技术。
二、实验基本步骤（一）抓取和保定先用右手示指和中指轻轻夹住豚鼠颈部，拇指和示指抓住豚鼠左前肢，中指和无名指抓住豚鼠的右前肢，手掌抓住背部，拿起豚鼠，左手托住豚鼠臀部，并固定其后肢。
（二）性别鉴定抓取豚鼠后，翻转观察生殖器附近，雄性豚鼠的睾丸降至阴囊内，会有明显突起。
（三）采血的方法1.耳缘剪口采血2.心脏采血3.股动脉采血4.背中足静脉取血在本次实验中，我们小组采用的是心脏采血。
（四）处死方法心脏大量采血，造成豚鼠急性失血而死亡。
（五）解剖方法解剖操作：将豚鼠处死后，将其仰卧固定于解剖板上，用剪刀沿腹中线剪开腹部皮肤、腹肌和腹膜，暴露豚鼠腹部的内脏器官，先找到豚鼠的结肠，沿着结肠带寻找盲肠。
在本次实验中，我们小组解剖的是雄性豚鼠，在观察胸腔器官、腹腔器官、大脑、生殖系统、豚鼠颞骨后，又着重观察了胸腺（在颈部皮下气管两侧，于下颌骨角到胸腔入口中间，2个光亮淡黄色、细长成椭圆形、充分分叶的腺体）、睾丸（椭圆形、纵行稍向背外侧排列于阴囊）。
实验报告四大鼠的一般操作技术一、实验目的和要求通过实际操作，掌握大鼠实验的一般操作步骤，包括动物的抓取和保定、性别鉴定、给药、麻醉、采血、处死、解剖等方法。
大鼠急性肺水肿模型的复制；观察阴道涂片阴道涂片的制作及性周期观察。
二、实验基本步骤：（一）抓取和保定将大鼠放置于桌面，右手抓住其尾部，牵制大鼠的活动，左手放在大鼠背部，并迅速向前推移，从其颈部保定；迅速将大鼠翻转过来，同时左手作半握状，大拇指用力顶住大鼠下颌骨，并适当的压住大鼠前肢，力度要适当，以头不能抬、前肢不能挣扎为宜，其余四指在下顶住枕骨。
右手也做半握状，保定其后肢和大鼠尾巴，防止其挣扎，左右两手用力将大鼠身体拉直，力度适宜。
注意：大鼠尾巴覆有短毛和环状角质鳞片，大鼠尾巴表皮角质程度高于小鼠，抓取时应注意避免力度、抓取位置及不要让大鼠尾巴转圈，以免尾巴断裂。
（二）性别鉴定将大鼠抓取后，观察其肛门及生殖器之间的距离，距离远的为雄性，距离近的为雌性。
另外翻转大鼠观察生殖器附近，成年雄性大鼠的睾丸降至阴囊内，会有明显的突起；成年雌性大鼠有6个乳头。
（三）给药方法根据我们的实验目的和要求，对于实验的大鼠采取以下4种给药方法。
1.灌胃法2.腹腔注射3.肌内注射4.静脉注射在本次实验中，我们小组使用的是灌胃法、腹腔注射、静脉注射。
（四）采血方法1.腹主动脉采血法2.眼眶后静脉丛穿刺采血3.尾尖采血法4.颈静脉采血法5.心脏采血6.舌下静脉采血在本次实验中，我们小组使用的是尾尖采血法、心脏采血、舌下静脉采血法。
（五）麻醉方法一般采用腹腔注射麻醉，方法与腹腔注射给药一样，麻醉剂是10%水合氯醛，剂量为400mg/kg，用量为1ml/250g。
（六）处死方法大鼠处死方法可以采用引颈法，此法快速而痛苦小，对一般实验结果无影响。
在本次实验中，我们小组有1只雌性大鼠采用的是引颈法，1只雄性大鼠建立肺水肿模型后，采用引颈法处死。
（七）解剖方法固定大鼠，以下腹部最低点起始，V字开口，沿中线剪开皮肤至剑突，再剪开腹膜，暴露腹部盆腔器官。
腹腔内器官包括肝脏（无胆囊），脾脏，胰腺（位于中部与脾脏相连的分散的脂肪样结构），胃，肠道，肾脏（推开肠管可见），输尿管，膀胱，生殖器官（雌性：子宫和卵巢；雄性：将睾丸挤入盆腔内，即可见两个椭圆形白色睾丸）等，与人类器官位置相近。
继续剪开胸部皮肤和肋骨，见两侧肺脏（左1、右4）和心脏，向上有器官。
在本次实验中，我们小组解剖了一只雄性小鼠和一只雌性小鼠。
未剪开头部，没有观察大鼠的头部。
在了解大鼠的基本解剖结构、器官形态和特点，除了观察一般脏器如心脏、肺脏、脾脏等外，主要寻找并观察了胸腺（在胸腔入口处，乳白色，由左右2叶组成）、甲状腺（在颈部环状软骨高度，位于器官两侧，白色脂肪样物质，0.5-1mm，很小，不细分辨别很容易找不到或当成脂肪丢弃）、肾上腺（位于肾脏上级，距离肾脏大约0.3cm，为白色米粒样物质）。
（八）大鼠急性肺水肿模型的复制在本次实验中，我们小组雄性大鼠体重350g,注射8%的氯化铵3.5ml。
观察大鼠出现：口唇紫绀、眼睛突出、四肢无力、头向胸部弯曲及四肢抽搐。
采用引颈法处死，解剖观察，取出双肺称重2.1g，由于实验器材有限，在本次实验中并未计算肺重量系数。
（九）阴道涂片的制作及性周期观察保定大鼠，充分暴露阴道，用滴管吸生理盐水1ml，然后插入大鼠阴道深部反复冲洗4---5次，确保有吸到阴道分泌物。
将1滴冲洗液涂于载玻片上，用酒精灯烘干。
用姬姆萨染液染色20min，流水冲洗，在显微镜下观察。
常见3种细胞：角化上皮细胞的体积较大，呈片状，多变形；有核上皮细胞体积中等，圆形或椭圆形；白细胞体积较小、圆形、透亮。
采用阴道涂片法判断大鼠性周期，具有准确、简便、实用等优点。
实验报告五Beagle犬的常用操作技术的示教实验一、实验目的和要求通过示教和实际操作初步掌握Beagle犬的主要采血和注射给药等操作技术。
二、实验基本步骤（一）Beagle犬年龄的判断判断犬的年龄，主要依靠犬牙齿的磨损和脱落情况。