细胞划痕试验
细胞划痕实验
细胞划痕实验它是检测细胞运动中一种成本极低又简单易行的体外试验方法。
原理：当细胞长到融合成单层状态时，在融合的单层细胞上人为制造一个空白区域，称为“划痕”。
划痕边缘的细胞会逐渐进入空白区域使“划痕”愈合。
在细胞迁移过程中在开始和定期捕获图像，通过比较图像以确定细胞迁移速率。
实验步骤：1.划线：先用marker笔在6孔板背后，用直尺比着，均匀的划横线，大约每隔0.5~1cm一道，横穿过孔。
每孔至少穿过5条线2.铺板：处于对数生长期的细胞，胰蛋白酶消化成单细胞悬液，接种于6孔培养板；细胞铺板6×105个细胞/孔，确保第二天细胞能够长满，每孔最终的培养基总量2mL；3.细胞培养37℃、5％CO2培养箱中培养24h4.划痕：第二天用*头比着直尺，尽量垂直于背后的横线划痕，*头要垂直，不能倾斜(不同孔之间最好使用同一只*头)5.清洗：PBS洗细胞3次，去除划下的细胞，加入无血清培养基6.拍照：4倍镜下进行拍照，保证划痕居中且垂直，注意背景一致，可按0，6，12，24h时间点取样，拍照(具体时间依实验需要而定但是！在此之前有个非常重要的步骤，选择细胞一定要注意：1.避免选择生长特别缓慢的细胞（例：内皮细胞）（内皮细胞）2.避免选择贴壁不牢的细胞（例：神经母细胞瘤）(神经母细胞瘤)3.避免选择堆积生长或长不满的细胞（例：巨噬细胞）(巨噬细胞）实验过程中出现的一些常见问题及解决方案：问题 1 ：细胞划痕时发现细胞没有长满，或是长的太满？解决1 ：铺板时的数量须根据细胞的形态、增殖速度、大小进行调节，细胞较小或增殖速度慢，铺板数量需多于6 ×105个细胞/孔；细胞较大或增殖速度较快则需少于6 ×105 个细胞/ 孔；问题2 ：细胞铺板时，前面铺的孔细胞密度稀，后面铺的孔细胞密度密？解决2 ：细胞铺板，细胞单细胞悬液混合后，铺板过程中需要边铺板边晃动管子，保证细胞在悬液中均匀分布；问题3 ：拍出来的照片背景颜色不一或亮度不一？解决3 ：在拍照前进行白平衡；固定曝光时间。
划痕实验原理和目的及操作流程
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细胞划痕实验实验报告
实验目的：细胞划痕实验是一种常用的细胞迁移和侵袭能力检测方法。
本实验旨在通过细胞划痕实验评估细胞在不同条件下的迁移能力，为进一步研究细胞迁移的分子机制提供实验依据。
实验材料：1. 细胞：待测细胞系（如A549细胞）2. 培养基：DMEM培养基3. 细胞培养试剂：胎牛血清、青霉素、链霉素4. 划痕工具：一次性无菌划针5. 镜头：倒置显微镜6. 显微摄影设备：数码相机7. 数据分析软件：ImageJ实验方法：1. 细胞培养：将待测细胞系接种于6孔板，在37℃、5%CO2的条件下培养至对数生长期。
2. 细胞划痕：将细胞用胰酶消化后，用含胎牛血清的DMEM培养基重悬，接种于6孔板，使细胞密度达到70-80%。
用无菌划针在细胞层上划一条直线，用吸水纸吸去划痕周围的细胞。
3. 划痕修复实验：将细胞分为实验组和对照组。
实验组加入不同浓度的药物或处理因素，对照组加入等体积的DMEM培养基。
在37℃、5%CO2的条件下培养24小时。
4. 观察与拍照：用倒置显微镜观察划痕愈合情况，并用数码相机拍照记录。
5. 数据分析：使用ImageJ软件对划痕愈合区域的面积进行测量，计算划痕愈合率。
实验结果：1. 实验组与对照组的划痕愈合率存在显著差异（P<0.05）。
2. 随着药物浓度的增加，划痕愈合率逐渐升高。
3. 不同处理因素对划痕愈合率的影响存在差异。
实验讨论：细胞划痕实验是一种简单、快速、灵敏的细胞迁移和侵袭能力检测方法。
本实验结果表明，药物或处理因素对细胞迁移能力具有显著影响。
以下是对实验结果的讨论：1. 划痕愈合率与细胞迁移能力密切相关。
本实验中，划痕愈合率越高，表明细胞迁移能力越强。
2. 药物或处理因素对细胞迁移能力的影响可能与细胞骨架重组、细胞黏附、细胞外基质降解等因素有关。
3. 本实验结果表明，不同药物或处理因素对细胞迁移能力的影响存在差异，可能与药物或处理因素的分子靶点、作用机制等因素有关。
实验结论：本实验通过细胞划痕实验评估了药物或处理因素对细胞迁移能力的影响。
细胞划痕实验
细胞划痕实验
细胞划痕实验是一种常用的细胞迁移实验方法，通过创造人工“划痕”来观察细
胞在愈合过程中的迁移和增殖情况，从而研究细胞间的相互作用、信号传导和细胞迁移的机制。
实验原理
在细胞划痕实验中，首先在细胞培养皿中种植一层细胞，在细胞形成单层后，
用刮刀等工具在细胞层中划一条“刀痕”，即人工划伤细胞层。
然后观察细胞在划痕
区的迁移和增殖情况，通过比较划痕前后细胞的变化，可以研究细胞迁移、增殖和愈合过程中的生物学机制。
实验步骤
1.预处理细胞：培养所需的细胞株，并保证细胞活性和纯度。
2.细胞接种：将细胞接种在培养皿中，培养至细胞形成单层。
3.划痕操作：使用刮刀等工具在细胞层中划一条“刀痕”，注意操作要轻
柔并且一致。
4.图像记录：立即在划痕前后拍摄图像，并在不同时间点继续记录细胞
迁移和增殖的情况。
5.数据分析：根据不同时间点的图像，量化分析细胞迁移距离和细胞密
度等指标。
结果解读
通过细胞划痕实验，可以观察到划痕区域细胞的迁移、增殖及愈合情况。
通常，划痕后细胞会向划痕区域迁移，填补伤口，形成新的细胞层。
通过比较不同处理组的细胞迁移速度、距离和形态等指标，可以揭示细胞因子、信号通路等对细胞迁移的调控机制。
应用领域
细胞划痕实验在癌症转移、组织再生、损伤修复等研究领域具有广泛的应用。
在癌症转移研究中，可以通过划痕实验检测抗转移药物的疗效；在组织工程和再生医学中，可以评估生物材料对细胞迁移和愈合的影响。
细胞划痕实验是一种简单有效的细胞迁移实验方法，虽然存在一些局限性和技
术挑战，但在研究细胞迁移和增殖等问题上仍具有重要的应用意义。
细胞划痕实验
细胞划痕实验
一、实验原理
细胞划痕（wound healing）法是简捷测定细胞迁移运动和修复能力的方法，类似体外伤口愈合模型，在体外培养皿或平板培养的单层贴壁细胞上，用微量枪头或其它硬物在细胞生长的中央区域划线，去除中央部分的细胞，然后继续培养细胞至实验设定的时间，取出细胞培养板，观察周边细胞的生长迁移能力，实验通常需设定正常对照组和实验组，实验组是加了某种处理因素或药物、外源性基因等的组别，通过不同分组之间的细胞对于划痕区修复能力的不同，可以判断各组细胞的迁移与修复能力。
二、实验步骤
1、所有要灭菌，直尺和marker笔在操作前紫外照射30min。
2、 1）先用marker笔在6孔板背后，用直尺比着，大约每隔0.5-1cm一道，横穿过孔，每孔至少穿过5条线。
2）在空中加入约5×105个细胞（具体数量因细胞不同而不同，掌握为过夜能铺满），37℃培养箱培养。
3）第二天用10µl枪头比着直尺，与标记线垂直的方向划两条平行线，枪头要垂直，不能倾斜。
4）用PBS洗细胞3次，去除划下的细胞，加入无血清培养基。
培养箱，按0、6、12、24h倒置显微镜观察，拍照。
5）放入37℃ 5% CO
2
三、注意事项
1、在用PBS缓冲液冲洗时，注意贴壁慢慢加入，以免冲散单层贴壁细胞，影响实验拍照结果。
2、一般做划痕实验，都是无血清或者低血清（<2%），否则细胞增殖就不能忽略。
（也可用丝裂酶处理一小时）
3、按照6孔板背后画线的垂直方向划痕，可以形成若干交叉点，作为固定的检测点，以解决了前后观察时位置不固定的问题。
精品文档资料
资料。
简述细胞划痕实验步骤。
简述细胞划痕实验步骤。
细胞划痕实验是一种用于观察细胞形态、结构和功能的实验方法,常用于研究细胞的生长、分裂、代谢和信号转导等生理和病理过程。
下面是细胞划痕实验的基本步骤:
1. 准备材料:准备细胞培养物(如细胞样本、细胞培养液等)、划痕笔、显微镜、光学显微镜观察设备、盖玻片等。
2. 将细胞培养物制成涂片:将细胞培养物涂覆在盖玻片上,用刮刀或吸盘将细胞培养物涂得太厚,以免观察时产生失真。
3. 用划痕笔轻轻地在盖玻片表面划痕:将划痕笔的笔尖在盖玻片表面轻轻划痕,形成一条痕。
4. 用显微镜观察细胞划痕:将划痕部位放在显微镜视野下,观察细胞划痕的形态、颜色和形态结构等特征。
5. 分离细胞:使用分离器等设备,将划痕部位周围的细胞分离出来,用于后续的实验。
6. 细胞培养:将分离出来的细胞应用于后续培养和观察。
细胞划痕实验的步骤虽然简单,但其中涉及到的细胞形态、结构和功能等特征的变化,可以对细胞生理和病理过程的研究提供重要的线索和依据。
此外,细胞划痕实验还可以应用于其他许多领域,如药物研发、疾病诊断和治疗等。
细胞划痕实验
细胞划痕实验
一、实验原理
细胞划痕（wound healing）法是简捷测定细胞迁移运动和修复能力的方法，类似体外伤口愈合模型，在体外培养皿或平板培养的单层贴壁细胞上，用微量枪头或其它硬物在细胞生长的中央区域划线，去除中央部分的细胞，然后继续培养细胞至实验设定的时间，取出细胞培养板，观察周边细胞的生长迁移能力，实验通常需设定正常对照组和实验组，实验组是加了某种处理因素或药物、外源性基因等的组别，通过不同分组之间的细胞对于划痕区修复能力的不同，可以判断各组细胞的迁移与修复能力。
二、实验步骤
1、所有要灭菌，直尺和marker笔在操作前紫外照射30min。
2、 1）先用marker笔在6孔板背后，用直尺比着，大约每隔0.5-1cm一道，横穿过孔，每孔至少穿过5条线。
2）在空中加入约5×105个细胞（具体数量因细胞不同而不同，掌握为过夜能铺满），37℃培养箱培养。
3）第二天用10µl枪头比着直尺，与标记线垂直的方向划两条平行线，枪头要垂直，不能倾斜。
4）用PBS洗细胞3次，去除划下的细胞，加入无血清培养基。
培养箱，按0、6、12、24h倒置显微镜观察，拍照。
5）放入37℃ 5% CO
2
三、注意事项
1、在用PBS缓冲液冲洗时，注意贴壁慢慢加入，以免冲散单层贴壁细胞，影响实验拍照结果。
2、一般做划痕实验，都是无血清或者低血清（<2%），否则细胞增殖就不能忽略。
（也可用丝裂酶处理一小时）
3、按照6孔板背后画线的垂直方向划痕，可以形成若干交叉点，作为固定的检测点，以解决了前后观察时位置不固定的问题。
细胞划痕实验
细胞划痕实验细胞划痕实验是一种常用的生物实验方法，用于研究细胞迁移和迁移方向的变化。
在该实验中，主要通过人为划伤细胞培养皿表面，观察细胞对划伤区域的反应和移动情况，从而研究细胞迁移的机制和影响因素。
实验原理细胞划痕实验通常在细胞培养皿中进行。
首先，培养一定密度的细胞群落，使其形成一层单细胞层。
然后使用细胞刮刀或其他工具在细胞层上人为划伤直线或网状形式的划痕，形成一个空白区域。
随后观察并记录细胞在划伤区域的移动情况，包括细胞迁移速度、方向及迁移方式等。
实验意义细胞划痕实验可以帮助我们更好地理解细胞迁移的调控机制。
通过这一实验，我们可以研究细胞间相互作用、细胞迁移的信号通路以及细胞迁移受到的外界因素影响等。
同时，该实验方法简单易行，成本较低，适用于许多不同种类的细胞，因此被广泛运用于生物学研究中。
实验步骤1.培养细胞至一定密度，将其种植在培养皿中形成单细胞层。
2.利用细胞刮刀在细胞层上以一定压力划伤直线或网状形式的划痕，形成空白区域。
3.使用培养基冲洗划伤区域，去除游离的细胞并促进细胞重新排列。
4.定时观察细胞在划伤区域的移动情况，记录细胞迁移速度、方向和迁移方式。
5.结合实验数据，分析细胞迁移的规律及影响因素。
结论细胞划痕实验是一种有效的研究细胞迁移的方法，通过这一实验可以揭示细胞迁移的调控机制和影响因素。
在实验过程中，不仅可以观察细胞的移动情况，还可以研究细胞间相互作用对迁移的影响。
因此，细胞划痕实验在生物学研究中具有重要的意义和应用前景。
希望通过深入研究和探索，可以进一步揭示细胞迁移的机制，为相关领域的疾病治疗和药物研发提供重要的理论支持和实验依据。
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直尺20微升枪头（灭菌）无血清培养基PBS准备：所有能灭菌的器械都要灭菌，直尺和marker笔在操作前紫外照射30min（超净台内）流程：1。
先用marker笔在6孔板背后，用直尺比着，均匀得划横线，大约每隔0.5~1cm一道，横穿过孔。
每孔至少穿过5条线。
2。
在空中加入约5X105个细胞，具体数量因细胞不同而不同，掌握为过夜能铺满。
3。
第二天用枪头比着直尺，尽量垂至于背后的横线划痕，枪头要垂直，不能倾斜。
4。
用PBS洗细胞3次，去处划下的细胞，加入无血清培养基。
5。
放入37度5%co2培养箱，培养。
按0，6，12，24小时取样，拍照。
NOTE6空板可以保证有相当距离的平直划痕，我觉得挺不错的。
而且因为有5条定位线，与划痕相交，这样就有10个可固定监测点，不作重复，误差也很小。
如果你连续监测24小时，你需要考虑到划痕缩小是细胞迁移和细胞繁殖共同作用的结果，而不是单纯的细胞迁移。
如果你要单纯的考虑细胞迁移，你可以先用丝裂霉素（1ug/ml）处理一小时，抑制细胞的分裂，这样你的结果就是细胞迁移的作用了。
照片拍完之后，可以用image J 来测量划痕区域的像素定量比较细胞迁移的速度。
无血清的话，应该一个细胞周期内，增殖可以忽略吧。
而且我定点监测的话，差不多可以对应到每个细胞。
好像没有看见很明显的增殖现象。
丝裂霉素貌似很贵的说。
如果用这个还不如直接用transwell呢。
另，image J 哪里有下载么？谢谢。
ImageJ 下载网址：/ij/download.html无血清培养，确实细胞增殖可以忽略了，不过由于细胞内信号传导系统整体性的下调节，细胞迁移的速度也会慢很多。
不知道是不是大多数文献都用无血清培养状态下作划痕实验呢？目前最好的方法还是transwell法一般做划痕实验，都是无血清或者低血清（《2%）否则细胞增殖就不能忽略。
一般认为细胞周期是24小时，但对于一些特殊的细胞系来说，生长可能会快一点。
因此好像还没看见用带血清培养，短时间检测的。
不过我会去试试看。
可能是个好方法。
划痕法的意义在于，价格低廉，操作简单。
还有很重要的一点在于细胞外围环境简单单纯，容易控制。
（比如做加药的，可能会和血清的组分有反映，而且受血清批次的影响，造成误差。
如果是铺了ECM物质的，组分就更复杂了。
）划痕法的不足也很明显，适用的细胞系很窄，一般只能用于上皮，纤维样细胞系。
因为1。
这些细胞本身有迁移能力，且较强。
2。
细胞有极性，方便测量，观察。
3。
细胞对无血清有较强的忍受力（至少24小时），因此很多肿瘤细胞系是不适合做划痕的，很多肿瘤细胞系在无血清培养下，12小时细胞凋亡就超过50%。
这也就是transwell发展的最大要求。
而一些上皮样细胞系甚至可以忍受高达72小时的无血清实验。
足以弥合划痕。
wuushark wrote:现在好多SCI杂志都不认这个实验了，要求做transwell了。
这个方法无法进行精确定量，前期做起来容易，后期数据处理比较麻烦，还得附图，SCI杂志照片之昂贵，远超过了transwell的价格。
Photoshop 6.0以前的版本有个直方图的功能可以直接反映选择区域的象素多少，用来做面积分析应当很好用，用于做划痕修复的实验应当也很好用，当然，有更专业的Image Pro Plus 的话PS就没必要了。
tacthgin wrote:本人正打算投稿呢，其中就包括划痕实验，能否请wuushark 指点一下哪些SCI杂志不认这个实验呢？我个人认为选择scratch assay 或者是transwell assay 是根据所研究的细胞系的特点来决定的。
上皮细胞，癌细胞，角质细胞，在生理状态下，形成单层或者复层上皮，当病理状态下，比如创伤愈合，细胞迁移的时候，以侧向运动为主，scratch assay 很好的模拟了这种运动形式，是很好的模型。
neutrophil, monocyte/macrophage, mesenchymal stem cell, 这类细胞在生理状态下并不形成monolayer, 病理状态下的细胞迁移是在细胞因子或趋化因子的影响下在基质中纵向运动，transwell assay 模拟了这种运动形式，是适合的模型。
非常同意，tacthgin战友的思想。
其实在伤口弥合中，fibroblast的向创口处迁移就是典型的侧向爬行。
但是其实癌细胞的迁移倒不是侧向爬行那么简单，我觉得应该是综合效应，而且要看是什么类型的肿瘤。
因为对于远端病灶的转移，显然是通过血液运输的。
这是一个细胞去黏附和再黏附的过程。
其实transwell也不能很好的模仿这个过程。
只是transwell matrigel可以模仿肿瘤细胞融解基质，侵入到正常组织的这个过程。
也就是侵袭。
所以对于做cancer的来说，可能transwell会更好些。
但我觉得并不能就简单否定scar assay。
细胞的迁移作为细胞的一个正常生理活动，是表征细胞生理变化的一个重要指标。
这点是很主要的意义。
(3).肿瘤细胞迁移实验常用8.0、12.0µm膜，上室种肿瘤细胞，下室加入FBS或某些特定的趋化因子，肿瘤细胞会向营养成分高的下室跑，计数进入下室的细胞量可反映肿瘤细胞的迁移能力。
(4).肿瘤细胞侵袭实验常用8.0、12.0µm膜，原理与肿瘤细胞迁移实验类似。
上室种肿瘤细胞，下室加入FBS或某些特定的趋化因子，肿瘤细胞会向营养成分高的下室跑，但与肿瘤细胞迁移实验不同的是，聚碳酸酯膜上室侧铺上一层基质胶，用以模仿体内细胞外基质，细胞欲进入下室，先要分泌基质金属蛋白酶（MMPs）将基质胶降解，方可通过聚碳酸酯膜。
计数进入下室的细胞量可反映肿瘤细胞的侵袭能力。
．步骤2．1 Transwell小室制备2．1．1 无基质胶Transwell小室制备① 包被基底膜：用50mg/LMatrigel 1:8稀释液包被Transwell小室底部膜的上室面，4℃风干。
如果需要在下室面铺FN的话，可将200ul枪头的尖端剪掉,吸取FN均匀涂抹在小室的下面。
用胶原（collagen）的话，一般配成0.5mg/ml，直接用枪吸了涂在膜上。
② 水化基底膜：吸出培养板中残余液体，每孔加入50ul含10g/LBSA的无血清培养液，37℃，30min。
另有tianjin_glioma战友提供的方法：在上室的聚碳酸酯膜上加入稀释后的Matrigel (3. 9ug/ul) 60-80µl (注意体积不可太大，以刚把聚碳酸酯膜浸湿为最好)，置37℃ 30min使Matrigel聚合成凝胶。
2．1．2 有基质胶的Transwell小室制备Chemicon公司的ECM550系列说明书要求，将小室放入培养板中，在上室加入300µl预温的无血清培养基，室温下静置15－30min，使基质胶再水化。
再吸去剩余培养液。
2．2 制备细胞悬液① 制备细胞悬液前可先让细胞撤血清饥饿12－24h，进一步去除血清的影响。
但这一步并不是必须的。
② 消化细胞，终止消化后离心弃去培养液，用PBS洗1－2遍，用含BSA的无血清培养基重悬。
调整细胞密度至1－10×105，个人认为不要超过5×105。
具体实验时采用密度要自己摸索，因为不同细胞，其侵袭能力是不同的。
个人经验，细胞量过多，穿过膜的细胞会过多过快，如果最后用计数法统计结果的话将难以计数；而过少的话，可能还没到检测的时间点，所有的细胞都已穿过，因此最少也要保证在收样的时候，上室内还要有一定量的细胞存在。
个人认为，对照组和处理尽量不要分开计数，因为细胞数目的差异会严重影响实验结果。
如果需要对细胞预处理而不得不分开计数，那么计数一定要多重复几次，力求准确，尽量保证对照组和处理组细胞密度一致。
2．3 接种细胞① 取细胞悬液100－200µl加入Transwell小室，不同公司的、不同大小的Transwell小室对细胞悬液量有不同要求，请参考说明书。
24孔板小室一般200µl。
② 24孔板下室一般加入500µl含FBS或趋化因子的培养基，不同的培养板加的量有不同要求，具体请参考说明书。
这里要特别注意的是，下层培养液和小室间常会有气泡产生，一旦产生气泡，下层培养液的趋化作用就减弱甚至消失了，在种板的时候要特别留心，一旦出现气泡，要将小室提起，去除气泡，再将小室放进培养板。
③ 培养细胞：常规培养12－48h（主要依癌细胞侵袭能力而定）。
时间点的选择除了要考虑到细胞细胞侵袭力外，处理因素对细胞数目的影响也不可忽视。
以我的课题为例，我使用的药物不仅会抑制肿瘤细胞侵袭力，还对细胞增殖有明显抑制。
我选择的药物浓度是用MTT筛选出的72h的IC50。
用这个浓度处理细胞，24h内对细胞增殖并无明显抑制，但24h后，抑制作用就开始出现了。
所以，用这个浓度来做Transwell，处理时间也必须限定在24h内，否则一旦药物抑制了细胞增殖或者诱导出凋亡，使处理组细胞数目少于对照组，那么就难以肯定穿过膜的细胞比对照组少，究竟是由于侵袭被抑制引起，还是处理后细胞数目本身就比对照组少而引起的了。
时间过长不可以，同样，过短也不行，因为细胞内会有一定量的MMPs储存，短时间内可能侵袭能力不会有太大改变。
同时从药物被吸收进去，进而发挥作用，影响MMPs表达，到最后释放到培养基中，还需要一个过程。
时间点的选择可尽量长点，也可选择多个时间点研究时间依赖效应，但前提是这个时间范围内细胞数目不能有明显变化。
另外，我看到细胞在小室内的形态不是正常培养贴壁的形态，而是圆形的，仍是悬浮时的形态，不过会聚集成团，所以看到细胞不正常贴壁也不要紧张，是正常现象在培养过程中，膜下会逐渐有少量小气泡产生，这是正常现象，可不予处理，但我遇到过培养一段时间后，膜下出现了大气泡，幸亏及时发现，否则后果将非常严重。
因此，个人建议，最好接种细胞后1－2h把培养板从培养箱里拿出来看看，确信没有大气泡产生。
2．4 结果统计检测穿过的细胞数有两种方法：2．4．1 直接计数法2．4．1．1 “贴壁”细胞计数这里所谓的“贴壁”是指细胞穿过膜后，可以附着在膜的下室侧而不会掉到下室里面去。
通过给细胞染色，可在镜下计数细胞① 用棉签擦去基质胶和上室内的细胞② 染色：常用的染色方法有结晶紫染色、台肦蓝染色、Giemsa染色、苏木精染色、伊红染色等。
个人推荐采用0.1%结晶紫染色，这种方法有如下优势：(1). 不需要固定细胞，直接染色即可。
(2). 配制简单方便。
(3). 染色后可以用33%醋酸脱色，将结晶紫完全洗脱下来，洗脱液可在酶标仪上570nm 测其OD值，间接反映细胞数。
个人认为这是结晶紫染色最大的优势所在。
因为，虽然经过准确的细胞计数，往往穿过膜的细胞数仍难以准确控制，可能某一批实验穿过的细胞会特别多，以致细胞成堆，这种情况下就难以计数了，这种情况下就可以用醋酸脱色后用酶标仪检测。