细胞毒性实验方案
细胞毒性实验总结
细胞毒性实验总结一、抗HBV药物细胞毒性实验背景知识 (1)二、细胞毒性实验方案的确立 (3)三、细胞毒性实验方法稳定后的部分数据 (4)四、细胞毒性实验质量评价指标 (5)五、细胞毒性实验SOP (6)（一）目的 (6)（二）适用范围 (6)（三）责任人 (6)（四）规程 (6)1. 试验准备 (7)2. 试验操作 (8)3．数据处理和分析 (8)六、总结 (9)一、抗HBV药物细胞毒性实验背景知识细胞毒性是化学物质（药物）作用于细胞基本结构和/或生理过程，如细胞膜或细胞骨架结构，细胞的新陈代谢过程，细胞组分或产物的合成、降解或释放，离子调控及细胞分裂等过程，导致细胞存活、增殖和/或功能的紊乱，所引发的不良反应。
按作用机制可分3种类型：①基本细胞毒性，涉及一种或多种上述结构或功能的改变，作用于所有类型的细胞；②选择细胞毒性，存在于某些分化细胞上，主要通过化学物质的生物转化，与特殊受体结合或特殊的摄入机制所引发；③细胞特殊功能毒性，对细胞结构和功能损伤轻微，但对整个机体损伤非常严重。
类似毒性作用可通过细胞因子、激素和递质的合成、释放、结合和降解影响细胞与细胞间的交流或特殊的转运过程而实现。
毒性作用也可能来自化学物质对细胞外过程的干扰，任何一种非动物检测系统对多种因素都应加以考虑。
1983年Ekwall提出“基本细胞功能”的概念，即多数化学物质毒性作用是对细胞功能的非特异性损伤，却可引起器官功能的特异性改变甚至机体死亡。
有研究显示化学物质体外细胞毒性与其引起的动物死亡率及人体死亡的血药浓度之间都存在良好的相关性。
化学物质产生的损伤和死亡，最终可表现为细胞水平上的改变，由此推测体外细胞毒性可以预测体内急性毒性。
体外方法有助于预测化学物质急性暴露引发的全身和局部影响，并评估体内毒性浓度。
目前较为理想的抗HBV药物有拉米夫定（3TC）、恩替卡韦（ETV）等。
3TC是核苷左旋对呋体，早期用于艾滋病的治疗。
细胞毒试验流程
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乳酸脱氢酶(LDH)细胞毒性检测试剂盒一站式解决方案
乳酸脱氢酶（LDH）细胞毒性检测试剂盒一站式解决方案乳酸脱氢酶（lactate dehydrogenase，LD 或LDH ，EC1.1.1.27 ）是一类NAD依赖性激酶，有LDHA、LDHB、LDHC三种亚基，可构成6种四聚体同工酶。
动物乳酸脱氢酶是由4个亚单位组成的四聚体，常见的A、B 两种亚基构成的5种LDH同工酶（LDH1-5），C亚基则仅组成一种LDH同工酶即LDH-C4。
乳酸脱氢酶为含锌离子的金属蛋白，分子量为135-140kD，是糖无氧酵解及糖异生的重要酶系之一，可催化丙酸与L-乳酸之间的还原与氧化反应，也可催化相关的α-酮酸。
LDH广泛存在于人体组织中，以肾脏含量最高，其次是心肌和骨肌。
红细胞内LDH约为正常血清的100倍。
一、乳酸脱氢酶分类1.根据结合辅酶的不同，微生物体一般包含两种乳酸脱氢酶，NAD-依赖型乳酸脱氢酶（NAD-dependent lactate dehydrogenases，nLDHs）和NAD-非依赖型乳酸脱氢酶（NAD-independent lactate dehydrogenases，iLDHs）两大类。
2.按其催化底物的构型不同，NAD-依赖型乳酸脱氢酶可以分为NAD依赖型-L-乳酸脱氢酶（L-NAD-依赖型乳酸脱氢酶）和NAD依赖型-D-乳酸脱氢酶（D-NAD-依赖型乳酸脱氢酶）两大类，分别催化丙酮酸合成L-乳酸和D-乳酸。
3.根据天然电子受体的不同，可以将NAD-非依赖型乳酸脱氢酶分为三类。
第一类为膜蛋白，利用膜醌类作为外部的电子受体；第二类直接利用O2作为电子受体，根据氧化终产物的不同，又将其细分为乳酸氧化酶（Lactate oxidase，LOX）和乳酸单氧酶（Lactate monooxygenases，LMO），其中前者产生丙酮酸和H2O2，而后者产生乙酸、CO2和H2O；第三类是硫胺b2（flavocytochrome b2），存在于真菌中，它天然的电子受体为细胞色素c。
sp方案化疗
sp方案化疗SP方案化疗概述SP方案化疗是一种常用的细胞毒性化疗方案，由紫杉醇（S）和顺铂（P）两种药物组成。
该方案主要用于治疗多种恶性肿瘤，包括乳腺癌、卵巢癌、肺癌等。
SP方案化疗通过同时使用两种不同作用机制的药物，发挥协同作用，提高肿瘤的治疗效果。
药物成分紫杉醇（S）紫杉醇是一种微管抑制剂，通过阻断肿瘤细胞的有丝分裂，抑制肿瘤细胞增殖。
紫杉醇是一种天然植物中提取的化合物，在临床中被广泛应用于治疗恶性肿瘤。
紫杉醇的主要不良反应包括骨髓抑制、神经病变、过敏反应等。
顺铂（P）顺铂是一种铂类细胞毒性药物，通过与肿瘤细胞DNA结合，干扰DNA复制和转录过程，从而抑制肿瘤细胞的增殖和分裂。
顺铂是一种广谱抗肿瘤药物，常用于治疗包括卵巢癌、肺癌等恶性肿瘤。
顺铂的主要不良反应包括骨髓抑制、肾毒性等。
治疗方案SP方案化疗一般在专科医生的指导下进行，其治疗方案可以根据患者的具体情况进行调整。
适应症SP方案化疗主要适用于以下类型的恶性肿瘤：- 乳腺癌：包括早期和晚期乳腺癌；- 卵巢癌：包括卵巢上皮癌、卵巢原发性淋巴瘤等；- 肺癌：包括非小细胞肺癌、小细胞肺癌等。
剂量和给药周期SP方案化疗的药物剂量和给药周期可以根据患者的具体情况进行调整。
一般来说，紫杉醇的剂量为每平方米体表面积175mg/m²，顺铂的剂量为每平方米体表面积75mg/m²。
药物一般通过静脉输注给予，给药周期一般为21天，连续治疗4-6个周期。
不良反应和处理方法SP方案化疗可能会引起一些不良反应，包括骨髓抑制、恶心呕吐、脱发、神经病变等。
对于不同的不良反应，可以采取相应的处理方法：- 骨髓抑制：需要定期进行血常规检查，确保血细胞计数在安全范围内。
如果出现严重的骨髓抑制，可能需要暂停化疗或减少剂量。
- 恶心呕吐：可以通过口服或静脉给予抗呕吐药物进行缓解。
- 脱发：脱发是化疗常见的不良反应，通常是暂时性的。
可以通过戴假发、佩戴头巾等方式减轻脱发的影响。
药物免疫毒性试验实验报告
药物免疫毒性试验实验报告实验目的：本实验旨在评估某药物对免疫系统的潜在毒性，通过一系列体外和体内实验，确定药物对免疫细胞功能的影响，为药物安全性评估提供科学依据。
实验材料：1. 药物样品2. 小鼠脾细胞3. 人外周血单核细胞(PBMCs)4. 细胞培养基5. 细胞计数板6. 酶联免疫吸附试验(ELISA)试剂盒7. 流式细胞仪8. 实验动物：BALB/c小鼠9. 其他必要的实验试剂和设备实验方法：1. 细胞培养：将小鼠脾细胞和人外周血单核细胞(PBMCs)在适宜的细胞培养基中培养。
2. 药物处理：将药物以不同浓度加入细胞培养体系中，进行不同时间的处理。
3. 细胞活性测定：采用MTT法测定药物处理后细胞的活性。
4. 细胞增殖能力测定：通过细胞计数板计数细胞数量，评估细胞增殖情况。
5. 细胞因子释放测定：使用ELISA试剂盒测定药物处理后细胞释放的细胞因子水平。
6. 细胞凋亡检测：采用Annexin V-FITC/PI双染色法检测细胞凋亡情况。
7. 免疫细胞功能测定：通过流式细胞仪检测药物处理后免疫细胞表面标志物的表达情况。
8. 动物实验：将药物以不同剂量给药于BALB/c小鼠，观察药物对小鼠免疫器官的影响，并进行免疫细胞功能的相关检测。
实验结果：1. 细胞活性：药物处理后，细胞活性随药物浓度的增加而降低，表明药物具有一定的细胞毒性。
2. 细胞增殖：药物处理组的细胞增殖能力较对照组有所下降，说明药物可能影响细胞的增殖。
3. 细胞因子释放：药物处理后，部分细胞因子的释放水平发生显著变化，提示药物可能影响免疫细胞的功能。
4. 细胞凋亡：药物处理组的细胞凋亡率较对照组有所增加，说明药物可能诱导免疫细胞凋亡。
5. 免疫细胞功能：药物处理后，免疫细胞表面标志物的表达发生变化，表明药物可能影响免疫细胞的活化和功能。
6. 动物实验：药物给药后，小鼠免疫器官的重量和形态发生改变，免疫细胞功能检测结果显示药物对小鼠免疫系统有影响。
毒性试验
遗传毒性研究在药物研发中处于比较的重要位置，尤其是在药物筛选阶段，在很大程度上遗传毒性试验结果将影响到药物开发的进程。
一般而言，根据其检测的遗传学终点可分为4种类型：检测基因突变；检测染色体畸变；检测染色体组畸变；检测DNA原始损伤。
长期毒性试验
长期细胞毒性试验一般是在急性毒性试验结果的基础上，观察评价动物反复给予受试物后，机体产生毒性反应的特征及其毒性损害的严重程度，以及主要毒性靶器官及其损害的可逆性。
急性毒性试验
急性毒性试验是指在24小时内动物接受药物1-2次（间歇时间为6-8小时），观察给药后动物7-14天内所产生的急性中毒反应。
急性毒性试验可确定被研究药物的毒性程度，即剂量和不良反应之间的关系，亦可以比较被研究对象与其他已知急性毒性物的相对毒性程度，通过对不同给药途径出现毒性作用的比较研究， 就可以确定药物不同接触途径的相对危害。
受试物长期毒性试验的目的是提供受试物的无毒性反应剂量和临床主要检测指标，为制定人用安全剂量提供参考资料。
因此长期毒性试验的设计 最好能包括神经病理学、生理学、生物化学及相关的形态学指标的监测，还应注意受试物再组织中可能的蓄积，以及通过其他机制产生的延缓毒性作用等。
北校区北门2205师母,13515209736
致畸敏感期毒性试验大鼠致畸敏感期毒性试验：按受试品剂量分组，对雌性大鼠受孕后的第6-15天连续给药。观察受试品对胎仔外观、体重、身长、尾长、内脏和骨骼等的影响，并与生理盐水对照组比较。
围产期毒性试验大鼠围产期毒性试验：按受试品剂量分组皮下注射给药，给药时间为孕鼠妊娠15天开始至分娩后28天，观察受试品大、中、小三个剂量组，对大鼠胚胎后期生长发育、母鼠分娩、以及新生F1代大鼠的生理发育指标、神经反射发育指标和生殖功能，并与生理盐水对照组比较。
细胞毒性实验方案
细胞毒性实验设计方案1.准备材料：DMEM(高糖) 胰酶双抗(青霉素/链霉素）DAPIMTT(5mg/mL) DMSO PBS 4%多聚甲醛指甲油 6孔培养板96孔培养板超薄载玻片培养瓶(25mL) 一包0.45μm滤膜灭菌： 50mL，10mL，5mL离心管两种枪头2.实验方案本实验所用的材料为载药的通过二硫键桥连透明质酸的夹心二氧化硅（SiO2-SS-HA/DOX），在高谷胱甘肽条件下，二硫键断裂，透明质酸脱离，同时夹心二氧化硅中药物得以释放。
本实验的目的为测定透明质酸修饰的夹心二氧化硅（SiO2-SS-HA/DOX）的细胞毒性。
实验组为SiO2-SS-HA/DOX、SiO2-SS-HA、DOX，空白对照组为纯细胞,分别采用HepG2人肝癌细胞为肿瘤细胞模型和L929成纤维细胞为正常细胞模型。
采用HepG2人肝癌细胞为肿瘤细胞模型，实验组为SiO2-SS-HA/DOX、SiO2-SS-HA、DOX，空白对照组为纯细胞。
培养基中含有10% (v/v) FBS和1% (w/v)双抗(青霉素/链霉素)。
配制不同浓度的SiO2-SS-HA/DOX、SiO2、HA、DOX药物载体培养基溶液。
(1).以HepG2人肝癌细胞为肿瘤细胞模型:培养基的配置：双抗 1% 血清12% DMEM 87%具体操作步骤：细胞的复活：①将冻存于液氮中的细胞取出，迅速放入37℃温水中，使细胞快速溶解。
②将悬浮的细胞移至离心管中，加5mL无血清培养基，1000rmp,5min离心去上清，再加5mL有血清培养基，转移至培养瓶中。
（每次转移时，将之前的离心管洗涤，并用移液枪来回吸，使液体混合均匀。
）③将培养瓶放入培养箱中培养。
细胞的传代：将0.25%的胰酶分装至小离心管中，每个管中2mL，冻存于-20℃，每次使用一管，避免反复冻融。
①将培养瓶从培养箱中取出，盖子旋紧，喷75%的酒精放入超净台。
②将培养液倒入废液缸，残留培养基用吸管吸干净，操作完成后，培养瓶口用火烧。
细胞毒性实验方案
细胞毒性实验设计方案1.准备材料：DMEM(高糖) 胰酶双抗(青霉素/链霉素）DAPIMTT(5mg/mL) DMSO PBS 4%多聚甲醛指甲油 6孔培养板96孔培养板超薄载玻片培养瓶(25mL) 一包0.45μm滤膜灭菌： 50mL，10mL，5mL离心管两种枪头2.实验方案本实验所用的材料为载药的通过二硫键桥连透明质酸的夹心二氧化硅（SiO2-SS-HA/DOX），在高谷胱甘肽条件下，二硫键断裂，透明质酸脱离，同时夹心二氧化硅中药物得以释放。
本实验的目的为测定透明质酸修饰的夹心二氧化硅（SiO2-SS-HA/DOX）的细胞毒性。
实验组为SiO2-SS-HA/DOX、SiO2-SS-HA、DOX，空白对照组为纯细胞,分别采用HepG2人肝癌细胞为肿瘤细胞模型和L929成纤维细胞为正常细胞模型。
采用HepG2人肝癌细胞为肿瘤细胞模型，实验组为SiO2-SS-HA/DOX、SiO2-SS-HA、DOX，空白对照组为纯细胞。
培养基中含有10% (v/v) FBS和1% (w/v)双抗(青霉素/链霉素)。
配制不同浓度的SiO2-SS-HA/DOX、SiO2、HA、DOX药物载体培养基溶液。
(1).以HepG2人肝癌细胞为肿瘤细胞模型:培养基的配置：双抗 1% 血清12% DMEM 87%具体操作步骤：细胞的复活：①将冻存于液氮中的细胞取出，迅速放入37℃温水中，使细胞快速溶解。
②将悬浮的细胞移至离心管中，加5mL无血清培养基，1000rmp,5min离心去上清，再加5mL有血清培养基，转移至培养瓶中。
（每次转移时，将之前的离心管洗涤，并用移液枪来回吸，使液体混合均匀。
）③将培养瓶放入培养箱中培养。
细胞的传代：将0.25%的胰酶分装至小离心管中，每个管中2mL，冻存于-20℃，每次使用一管，避免反复冻融。
①将培养瓶从培养箱中取出，盖子旋紧，喷75%的酒精放入超净台。
②将培养液倒入废液缸，残留培养基用吸管吸干净，操作完成后，培养瓶口用火烧。
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细胞毒性实验设计方案
1.准备材料：DMEM(高糖) 胰酶双抗(青霉素/链霉素）DAPI
MTT(5mg/mL) DMSO PBS 4%多聚甲醛指甲油 6孔培养板
96孔培养板超薄载玻片培养瓶(25mL) 一包0.45μm滤膜
灭菌： 50mL，10mL，5mL离心管两种枪头
2.实验方案
本实验所用的材料为载药的通过二硫键桥连透明质酸的夹心二氧化硅
（SiO
2
-SS-HA/DOX），在高谷胱甘肽条件下，二硫键断裂，透明质酸脱离，同时
夹心二氧化硅中药物得以释放。
本实验的目的为测定透明质酸修饰的夹心二氧化
硅（SiO
2-SS-HA/DOX）的细胞毒性。
实验组为SiO
2
-SS-HA/DOX、SiO
2
-SS-HA、DOX，
空白对照组为纯细胞,分别采用HepG2人肝癌细胞为肿瘤细胞模型和L929成纤维
细胞为正常细胞模型。
采用HepG2人肝癌细胞为肿瘤细胞模型，实验组为SiO
2
-SS-HA/DOX、
SiO
2
-SS-HA、DOX，空白对照组为纯细胞。
培养基中含有10% (v/v) FBS和1% (w/v)
双抗(青霉素/链霉素)。
配制不同浓度的SiO
2-SS-HA/DOX、SiO
2
、HA、DOX药物载
体培养基溶液。
(1).以HepG2人肝癌细胞为肿瘤细胞模型:
培养基的配置：双抗 1% 血清12% DMEM 87%
具体操作步骤：
细胞的复活：
①将冻存于液氮中的细胞取出，迅速放入37℃温水中，使细胞快速溶解。
②将悬浮的细胞移至离心管中，加5mL无血清培养基，1000rmp,5min离心去上清，再加5mL有血清培养基，转移至培养瓶中。
（每次转移时，将之前的离心管洗涤，并用移液枪来回吸，使液体混合均匀。
）
③将培养瓶放入培养箱中培养。
细胞的传代：
将0.25%的胰酶分装至小离心管中，每个管中2mL，冻存于-20℃，每次使用一管，避免反复冻融。
①将培养瓶从培养箱中取出，盖子旋紧，喷75%的酒精放入超净台。
②将培养液倒入废液缸，残留培养基用吸管吸干净，操作完成后，培养瓶口
用火烧。
③加入2mL胰酶将瓶底铺满，消化2-3min，于显微镜下观察细胞形态，呈圆形，即消化完毕，加入2mL 12% DMEM终止消化，用枪吹打，使细胞悬浮。
④将细胞悬浮液移入10mL离心管中，1000rmp,5min,离心。
⑤迅速倒掉上清，加入6mLDMEM培养基，分装至两个培养瓶中，再各加入
培养箱中培养48h。
2mLDMEM，至5mL，于37℃，5%的CO
2
⑥下一次传代步骤同①-⑤。
细胞存活率测定方法（布板，加样）：
①同传代步骤①-④。
②给每个离心管中加入定量的培养基，并用移液枪来回吸，使液体混合均匀，将所有含有细胞的培养基转移到一个50mL离心管中，最终使液体体积为30mL。
③96孔板中每个浓度设计5个复孔，每块板设一组空白调零孔，内加培养液，不含细胞与药物，一组空白对照组，只加培养基和细胞，不加药物。
除过空白调零孔，每孔加入100μL含细胞的培养基。
将孔板放入培养箱中，培养箱保
，温度保持在37℃，培养22小时。
持一定的湿度，5% (v/v) CO
2
④将0.03g谷胱甘肽加入到10mL培养基，充分溶解，浓度为0.003g/mL,取2微升的0.003g/mL谷胱甘肽溶液加入到10mL的培养基中，将这两个浓度含谷胱甘肽的培养基替换部分原来的培养基，作为对照，不需要加谷胱甘肽的孔换上
，温新鲜培养基，将孔板放入培养箱中，培养箱保持一定的湿度，5% (v/v) CO
2
度保持在37℃，培养2小时，具体的加样孔见图一。
-SS-HA/DOX样品溶到3mL的培养基中，分成两份，其中
⑤将1.2mg的SiO
2
一份里加入1.5mL的培养基，再将稀释后的含液样的培养基分成两份，其中一份加入1.5mL新鲜培养基，依此类推，便得到一个浓度梯度的SiO
-SS-HA/DOX样
2
-SS-HA样品的浓度配制方法同上。
品。
SiO
2
⑥将0.918mg的SiO
-SS-HA/DOX样品溶到3mL的培养基中，剩下的步骤同
2
⑤。
⑦将配制好的载体溶液替换原来96孔板中的培养基，如图1所示。
将孔板放入培养箱中，培养箱保持一定的湿度，5% (v/v) CO
，温度保持在37℃，培养
2
24小时。
⑧配制5 mg/mL的MTT溶液，将孔板中的培养更换成MTT溶液，将孔板放
入培养箱中，培养箱保持一定的湿度，5% (v/v) CO
，温度保持在37 ℃。
培养
2
4小时后，将孔板中的培养基取出，用PBS溶液清洗3次，然后向每孔加入100 μL 的DMSO，溶解孔中的甲瓒，采用酶标仪测定，波长设定为490nm
图1药物载体布板示意图
⑵.以L929 成纤维细胞为正常细胞模型:
实验组为SiO
2-SS-HA/DOX、SiO
2
-SS-HA、DOX，空白对照组为纯细胞。
实验
目的为测定药物载体溶液对正常细胞的细胞毒性。
培养基的配置：双抗 1% 血清12% DMEM 87%
具体操作步骤：
细胞的复活：
①将冻存于液氮中的细胞取出，迅速放入37℃温水中，使细胞快速溶解。
②将悬浮的细胞移至离心管中，加5mL无血清培养基，1000rmp,5min离心去上清，再加5mL有血清培养基，转移至培养瓶中。
（每次转移时，将之前的离心管洗涤，并用移液枪来回吸，使液体混合均匀。
）
③将培养瓶放入培养箱中培养。
细胞的传代：
将0.25%的胰酶分装至小离心管中，每个管中2mL，冻存于-20℃，每次使用一管，避免反复冻融。
①将培养瓶从培养箱中取出，盖子旋紧，喷75%的酒精放入超净台。
②将培养液倒入废液缸，残留培养基用吸管吸干净，操作完成后，培养瓶口用火烧。
③加入2mL胰酶将瓶底铺满，消化2-3min，于显微镜下观察细胞形态，呈圆形，即消化完毕，加入2mL 12% DMEM终止消化，用枪吹打，使细胞悬浮。
④将细胞悬浮液移入10mL离心管中，1000rmp,5min,离心。
⑤迅速倒掉上清，加入6mLDMEM培养基，分装至两个培养瓶中，再各加入2mLDMEM，至5mL，于37℃，5%的CO
2
培养箱中培养48h。
⑥下一次传代步骤同①-⑤。
细胞存活率测定方法（布板，加样）：
①同传代步骤①-④。
②给每个离心管中加入定量的培养基，并用移液枪来回吸，使液体混合均匀，将所有含有细胞的培养基转移到一个50mL离心管中，最终使液体体积为12mL。
③96孔板中每个浓度设计5个复孔，每块板设一组空白调零孔，内加培养液，不含细胞与药物，一组空白对照组，只加培养基和细胞，不加药物。
除过空白调零孔，每孔加入100μL含细胞的培养基。
将孔板放入培养箱中，培养箱保
持一定的湿度，5% (v/v) CO
2
，温度保持在37℃，培养22小时。
④将所有加样的孔换成新鲜培养基，作为与癌细胞④的对照。
将孔板放入培
养箱中，培养箱保持一定的湿度，5% (v/v) CO
2
，温度保持在37℃，培养2小时。
⑤将0.4mg的SiO
2
-SS-HA/DOX样品溶到1mL的培养基中，分成两份，其中一份里加入0.5mL的培养基，再将稀释后的含液样的培养基分成两份，其中一份
加入0.5mL新鲜培养基，依此类推，便得到一个浓度梯度的SiO
2
-SS-HA/DOX样
品。
SiO
2
-SS-HA样品的浓度配制方法同上。
⑥将0.306mg的SiO
2
-SS-HA/DOX样品溶到1mL的培养基中，剩下的步骤同⑤。
⑦将配制好的载体溶液替换原来96孔板中的培养基，如图2所示。
将孔板
放入培养箱中，培养箱保持一定的湿度，5% (v/v) CO
2
，温度保持在37℃，培养24小时。
⑧配制5 mg/mL的MTT溶液，将孔板中的培养更换成MTT溶液，将孔板放
入培养箱中，培养箱保持一定的湿度，5% (v/v) CO
2
，温度保持在37 ℃。
培养4小时后，将孔板中的培养基取出，用PBS溶液清洗3次，然后向每孔加入100 μL 的DMSO，溶解孔中的甲瓒，采用酶标仪测定，波长设定为490nm
细胞存活率采用百分比表示:细胞存活率=(OD
treated --OD
blank
/OD
control
-OD
blank
)
×100%。
OD
blank 是只有培养液，没有细胞的培养孔的吸光值，0D
control
为不含药物
载体含细胞和空白培养基的培养孔中所测吸光值，ODtreated为含药物载体培养孔所测吸光值。
细胞相对存活率根据吸光值计算。
图2正常细胞组的药物载体布板示意图。