线栓法大鼠大脑中动脉阻断实验(MCAO模型)的经验
mcao拟血管性痴呆大鼠模型的建立3

mcao拟血管性痴呆大鼠模型的建立一、引言血管性痴呆(Vascular Dementia,VD)是一种由脑血管疾病引起的认知功能障碍,严重影响了患者的生活质量。
目前,VD的病理机制尚不完全清楚,因此建立可靠的动物模型对于深入研究VD的发病机制、早期诊断和治疗具有重要意义。
本研究旨在通过改进线栓法制备大脑中动脉阻塞(Middle Cerebral Artery Occlusion,MCAO)大鼠模型,以模拟VD的病理过程,为VD的研究提供一个新的工具。
二、材料与方法1. 实验动物选取健康雄性SD大鼠,体重在250300g之间,饲养于清洁级动物房,自由摄食和饮水。
动物实验符合动物伦理学要求。
2. MCAO模型的制备(1)手术准备:大鼠术前禁食12小时,不禁水。
术前10分钟腹腔注射10%水合氯醛(350mg/kg)麻醉。
麻醉后,将大鼠仰卧位固定于手术台上,剪去颈部毛发,消毒皮肤。
(3)模型评估:术后24小时进行神经功能缺损评分(Neurological Severity Score,NSS)和脑梗死体积测量。
NSS评分包括运动、感觉和平衡功能,总分018分,分数越高表示神经功能缺损越严重。
脑梗死体积通过TTC染色法测量,梗死体积百分比(%)=(梗死体积/半球体积)×100%。
3. 数据处理采用SPSS 22.0软件对数据进行统计分析。
计量资料以均数±标准差(±s)表示,组间比较采用t检验。
P<0.05为差异有统计学意义。
三、结果1. MCAO模型的制备成功率本实验共制备MCAO大鼠模型40只,成功率为95%(38/40)。
失败原因包括术中出血、术后死亡等。
2. 神经功能缺损评分术后24小时,MCAO组大鼠的NSS评分为(14.5±1.8)分,显著高于假手术组(1.8±0.5)分(P<0.01)。
3. 脑梗死体积术后24小时,MCAO组大鼠的脑梗死体积百分比为(38.5±5.2)%,显著高于假手术组(0.0±0.0)%(P<0.01)。
脑卒中动物模型实验原理

脑卒中动物模型实验原理
1.1 缺血性脑卒中
2.1.2 线栓法
实验动物:MCAO大鼠、MCAO小鼠
模型特点:利用线栓闭塞大脑动脉血管,无需开颅,缺血时间和部位易控制,并发症少,是目前使用最广泛的脑卒中模型。
获取方法:可直接购买商品化模型
2.1.2 光化学法
实验动物:大鼠、小鼠
模型特点:无需开颅,重复性较高,病灶部位可控,但缺乏缺血半暗带,无法模拟部分病例的生理变化,适用于慢性脑缺血研究。
获取方法:系统给与光敏剂后,利用高强度光源照射,以激活脑区的光敏剂,产生脑水肿和血小板微血栓,造成局部梗死。
2.1.3 开颅电凝法
实验动物:大鼠、小鼠
模型特点:缺血效果稳定,出血量少,是目前公认的标准大脑中动脉闭塞模型,但开颅存在一定风险。
获取方法:右侧颞下入路进行开颅,采用双极电凝将大脑中动脉闭塞后切断。
1.2 出血性脑卒中
2.2.1 自体注入法
实验动物:ICH大鼠
模型特点:采集自体股动脉血注射至大鼠右侧基底节制作ICH模型,操作简便,出血部位稳定,与人类脑出血病理过程相似。
2.2.2 自发脑出血
实验动物:大鼠
模型特点:将高血压与出血性脑卒中有机结合,适用于高血压引起的脑出血病理生理机制研究。
获取方法:对SHR(自发性高血压)大鼠进行大脑中动脉结扎处
理
2.2.3 胶原酶注入法
实验动物:大鼠、小鼠
模型特点:操作简便,重复性高,与临床脑出血病理生理相似性高,但实验影响因素较多,稳定性较差。
获取方法:将胶原酶通过微量注射器注射入动物尾壳核内。
浅谈小鼠mcao模型制作的心得体会

脑血管疾病(cerebrovascular disease,CVD)又名脑卒中,是危害人类健康与生命的常见病和多发病,指由各种原因引起的脑部血液循环障碍、导致的局部或全脑神经功能受损的一种疾病。
其中缺血性脑血管病(ischemic cerebrovasculardisease,ICVD)约占CVD的80%,具有发病率高、死亡率高、致残率高、并发症多等特点[1]。
ICVD中以大脑中动脉梗死最为常见[2]。
因此,在实验动物身上模拟人类大脑缺血性疾病时,选择合适的动物模型就十分重要。
脑缺血模型包括全脑缺血和局灶性脑缺血:全脑缺血模型就是对颈部大动脉进行结扎,所造成的弥漫性脑缺血模型;局灶性脑缺血模型则是对脑部特定血管给予栓子干预,根据栓子来源,可分为光化学诱导、线栓、自体血栓,由于线栓法制作简便,且可控制再灌注,故应用更为广泛[3]。
1986年Koizumi等[4]首先报道了利用线栓法制备短暂性大脑中动脉阻塞(middle cerebral artery occlusion,MCAO)模型,随后Longa等[5]于1989年在此方法上做了改进,现今已成为相对成熟的局灶性脑缺血模型。
本文旨在对该模型制作过程中多个细节进行探讨,希望能给广大临床科研工作者提供经验借鉴。
一、模型动物选择1.品系:建议选择C57BL/6小鼠。
国内外有很多专家学者选用sprague⁃dawley(SD)大鼠,认为大鼠易存活且术后抗感染能力强[6]。
但也有研究表明,相对大鼠,小鼠有更多的优势,如容易控制、遗传背景更为单一且便于饲养等特点。
更重要的是,更多基于C57BL/6背景的转基因小鼠被大量使用,存在着更多的科研价值和研究方向[7⁃8]。
因此,在技术条件允许的情况下,建议选择C57BL/6小鼠。
DOI:10.3877/cma.j.issn.2095⁃123X.2019.04.013基金项目:兰州市科技计划项目(2017⁃4⁃66);甘肃省中医药管理局科研项目(GZK⁃2019⁃42)作者单位:730000兰州,甘肃中医药大学临床医学院1;730000兰州,甘肃省人民医院麻醉手术科2;730000兰州,甘肃省人民医院重症医学一科3通信作者:袁媛,Email:lanzhouyy@ ·综述·浅谈小鼠MCAO模型制作的心得体会何天鹏1王冬2王东亮3赵婧3高欣3袁媛3【摘要】采用线栓法阻断大脑中动脉制作的短暂性大脑中动脉阻塞(MCAO)模型是目前国内外研究局灶性脑缺血最常用的动物模型,其特点为可重复、方便操作,而且成功的模型具有与人类脑血管病相似的临床症状,故得到众多科研人员与临床工作者的亲睐,从而得到广泛利用。
潘氏试验步骤范文

潘氏试验步骤范文潘氏试验也叫做MCAO试验,是一种常用的大脑中动脉阻塞模型,用于研究脑卒中及相关疾病的机制和治疗。
下面是潘氏试验的步骤:1.动物准备:首先,选择适当品种和年龄的小鼠或大鼠作为试验动物,常用的有Wistar大鼠和C57BL/6小鼠。
接着,根据试验目的和组织供血区域的需求,决定是选择一侧还是双侧中动脉进行阻塞。
最后,将动物进行麻醉,通常使用2-3%氟烷,基于体重注射适量的麻醉剂。
2.手术准备:在麻醉的动物上,消毒皮肤,并使用手术仪器和材料准备手术场地。
使用显微镜悬挂器,保持口腔张开,并用医用腔管将气管插入鼻孔或嘴巴,以确保正常呼吸。
继续用消毒剂清洁信号穴位以减少细菌感染。
3.大脑中动脉阻塞手术:在对中动脉进行阻塞的一侧或双侧颈部,做一个中线切口,用力提升颈部的皮肤,并对甲状软骨下沟以及胸骨下静脉穿刺位应力,以确保动脉的可见性。
用显微操术下手术刀尖在颈部的浅颈动脉和深颈动脉中脉中间的浅抹痕中,制作0.3mm的裂口,使应力更容易穿过血管。
切断颈动脉内和外肌肉层,直到难以穿过最外层。
4.确定血管闭塞:用注射泵将硬化硅胶塞注入颈动脉,直到栓子移动至脑大脑底动脉。
通过行为检查,观察动物的运动缺陷,如无力、步履不稳等,以确定血管是否被成功阻塞。
使用脑电图来检测脑电流的变化,以确保脑血流供应中断。
5.建立区域再灌注:在一定的时间后(通常是30分钟至2小时),将血管栓子缓慢地从颈动脉中拔出,以实现中动脉再灌注。
根据实验设计,在再灌注之前,可以通过实施一定的药物处理来评估脑损伤和治疗效果。
6.病理分析:在实验结束后,用生理盐水灌洗颈部静脉,然后将动物处死,分离出大脑。
使用石蜡包埋法制备脑组织切片,并使用不同的染色方法,如石蜡切片的苜蓿蓝染色法,来评估脑缺血损伤和再灌注的效果。
使用显微镜观察脑组织的细胞形态学和结构损伤,以及神经元损伤等指标。
通过以上步骤的实施,潘氏试验可以成功地通过中动脉阻塞模型来模拟脑卒中,并研究脑血管阻塞导致的损伤机制和潜在的治疗效果。
大鼠线栓(MCAO)模型+灌注取脑+TTC染色

第一部分 线栓模型制作1、实验器材(从左到右):第一行:干棉球、酒精棉球、10%水合氯醛+注射器、碘伏+棉签第二行:三种不同粗细的鱼线(鱼线最好在2.0、2.5mm处各用记号笔作好标记,便于观察进入距离)、弯盘内为手术器材第三行:记号笔、自制拉钩(皮筋+曲别针+大头针)2、麻醉:可用饮料瓶自制捕鼠器(适用于不敢手抓大鼠的),用于打麻药,根据大鼠的重量选择不同粗细的饮料瓶(太粗了大鼠可在瓶中回头)。
效果图3、麻倒后绑在手术台上。
4、剪去颈前的鼠毛,碘伏消毒。
5、沿经部正中切开皮肤。
说明:切开皮肤前最好将结扎动脉的线事先剪好(后面会用到)。
6、钝性分离皮下组织。
如图:大鼠腹侧可见事先剪好的结扎线。
7、分离到气管前肌后,沿右侧胸锁乳突肌腱向下分离,见到颈动脉鞘后可上拉钩。
8、分离动脉鞘。
如图:分离好后见光滑的颈总动脉。
9、分离出颈总、颈外、颈内动脉,结扎颈总、颈外动脉,注意中间那根线不要系紧,用来插鱼线时防止出血的。
10、夹闭颈内动脉,用眼科剪将颈总动脉剪一小口。
11、插入鱼线,鱼线进入颈内动脉后按图中注释方法插(成功率在90%以上)。
说明:(1)这一步鱼线选择是关键,根据大鼠重量(作的多了后根据动脉粗细就可选择了)选鱼线。
我们的经验是:250g以下的选0.26mm的线,250-300g的选0.26mm蘸腊的或0.28的都可以。
(2)如果遇到鱼线怎么也查不进去的情况,可让大鼠休息一会,换细点的鱼线再试,这种情况不一定都是进到翼腭动脉了,我曾解剖过4例这种情况的大鼠,有三例都是在如颅的地方卡住了,可惜我们手里没有0.24mm的鱼线。
(3)通过实践,我们认为结扎或夹闭翼腭动脉没有必要,按我们的方法,熟练的话,从切开到缝合完毕也就是15分钟,算上准备工作(如麻醉、消毒等)半小时也可以搞定了,这样一上午两人作10只大鼠不成问题。
(4)我们体会最好用蘸腊的鱼线作模型,好处是进线深度控制的好,不容易出现蛛网膜下腔出血。
线栓法大鼠脑缺血再灌注模型的制备

线栓法制备大鼠脑缺血再灌注模型的方法研究马贤德1孙宏伟1 柴纪严1 赵金茹1(1 辽宁中医药大学,辽宁沈阳 110032;)摘要①目的建立一种比较系统,操作简单,成功率高的大鼠大脑中动脉缺血(MCAO)再灌注动物模型,达到只要读者根据本文所述的方法操作就能制作出MCAO再灌注模型的目的。
②方法成年健康雄性 SD大鼠40只,参照Longa法并适当改进建立MCAO模型20只,假手术组20只。
本文将详细叙述手术过程以及再灌注时间点的合理选择。
最后利用行为学测试、四氮唑(TTC)染色对模型成功与否进行判定。
③结论线栓法是一种操作简单的制备MCAO 再灌注动物模型的方法,并且此方法的再灌注效果较为明显。
关键词动物模型;脑缺血;再灌注;线栓法Establishment a model of rat ischemia-reperfusion injury with intraluminal sutureMa Xian-de1 Sun Hong-wei1 Chai Ji-yan1 Zhao Jin-ru1(1.Liaoning University of Chinese Traditional Medicine, Shenyang, 110032) Abstract: Objective To establish a model of rat ischemia-reperfusion injury, in terms of the model, the operation will be simple, and the achievement ratio will be high. Methods: 40 Male Sprague-Dawley ( SD ) rats were separated into two groups randomly: 20 were model of rat ischemia-reperfusion injury based on Longa method, and the other 20 were sham-operated group. The process of the operation and the selection of different time point following ischemic-reperfusion were discussed in the paper. What’s more , the model was appraised by behavioral test and Triphenyl Tetrazolium Choloride(TTC)Staining. Conclusion: The operation of intraluminal suture method is very simple for the establishment of model of rat ischemia-reperfusion, what’s more, the effect of reperfusion is very obvious.Key words: Animal Model, ischemia, reperfusion, intraluminal suture脑缺血再灌注动物模型是研究缺血性脑血管病的一条重要途径,因为脑缺血再灌注动物模型具有很好的重复性并能最大程度模拟人类缺血性卒中的发生。
线栓法大鼠大脑中动脉阻断实验(MCAO模型)的经验

线栓法大鼠大脑中动脉阻断实验(MCAO模型)的经验本人现在正在做线栓法大鼠大脑中动脉阻断实验(MCAO模型),这方面的资料我查了一些,这个实验我也作了一段时间,不敢说很专业了,不过现在基本上我能在15min左右完成手术,而且手术过程中不出一滴血,造模后缺血程度基本一致。
虽然前面有很多前辈发了很多MCAO的很专业的贴子,不过我觉得比较凌乱,现在我把我的心得体会和以前的贴子的精华部分奉献给大家,希望这会对将要做这个实验的朋友有一丝的帮助。
虽然做实验总会有郁闷的时候,不过风雨之后总会见到彩虹的,这可以也是我的心得体会。
衷心祝福大家能把实验做的成功、完美!实验前准备麻醉剂:水合氯醛(应较好的控制大鼠体温)保温:60W白炙灯高度为37cm直接照射能使肛温保持在37℃栓线的制备:1.取熔点为56℃的固体石蜡一块,在瓷杯中加热熔化。
直径为o.24mm、长5cm的鱼线一端5mm长的一段,垂直在熔化的石蜡中迅速浸入并提起,立即凝固的一薄层石蜡可牢固地粘附在鱼线一端的表面,其直径为0.26mm。
就这样,普通的鱼线即可变成规相一致头端光滑圆钝的栓线。
2.在鱼线18mm的位置用涂改液标记一个白色点。
TTC的配制:用0.2mol/L磷酸缓冲液(PBS)配成2%TTC溶液(pH7.5),避光保存。
体重与栓线直径:线栓直径0.24mm采用的SD大鼠,体重250-300g。
实验方法:动物用10%水合氯醛(35mg/kg)腹腔注射麻醉。
仰卧位固定,颈正中线切口,沿胸锁乳突肌内缘分离肌肉和筋膜,分离左侧颈总动脉(CCA)、颈外动脉(ECA)和颈内动脉(ICA),在CCA远心端和近心端及ECA处挂线备用。
用微动脉夹暂时夹闭ICA,然后近心端结扎CCA、ECA。
然后在距CCA分叉部4mm处剪一小口,将拴线插入到ICA,这时用绕在CCA远心端的细线轻轻系牢拴线。
(不可过紧,否则近线困难,但松了又会出血。
)用眼科镊轻推拴线,从血管分叉处开始算距离,当插入深度在18 mm时(一定要将血管放松至原来状态, 且保证标记点在分叉处,由于标记的是白色的所以很容易看的),紧紧系牢CCA远心端的细线,此时的关键是动作轻柔,不要使ICA有任何的牵拉,否则栓线会脱出ACA,可能会造成缺血失败。
大鼠脑缺血模型制作

脑缺血模型分类及制备1.全脑缺血模型一般采用四血管闭塞法制作大鼠全脑缺血模型。
也有人通过结扎双侧颈动脉闭塞配合低氧或放血降压使全脑缺血。
但是全脑缺血模型与人类通常的脑梗死(多为单一血管闭塞)情形不一致, 且不能进行健患侧自身对照所以全脑缺血的动物模型在脑缺血研究中用的较少。
2. 局灶性脑缺血模型2.1.线栓法:大脑中动脉阻塞 (middle cerebral artery occlusion,MCAO) 是目前最常用的局灶性脑缺血模型,MCAO 模型先阻断颈外动脉(ECA)及其分支,且阻断翼腭动脉(PPA),以切断颅外来源的侧副循环血流。
从ECA插入尼龙线,经颈内动脉(ICA)到大脑前动脉(ACA),机械性阻断大脑中动脉(MCA)发出处的血供来建立大脑中动脉缺血模型。
此模型可在无麻醉状态下拔出尼龙线,恢复血流,实现再灌注。
线栓法具有不开颅、效果肯定、可准确控制缺血及再灌注时间的优点,用于研究神经元对缺血的敏感性、耐受性,药物疗效观察以及再灌注损害和治疗时间窗较为理想,同时也具有对全身影响小、动物存活时间长的特点,适于慢性脑损伤的研究。
控制好易变因素,可避免实验结果的不稳定性。
1.0实验动物1.2 SPF级SD大鼠,健康,雄性,体重为250g-300g1.3.建模方法1.4 颈部正中切口,暴露右侧颈总动脉,颈内动脉和颈外动脉。
使用6-0丝线在距离颈总动脉分叉4mm处结扎颈外动脉远心端,在颈外动脉穿入另一根6-0丝线,在靠近颈总动脉分叉处打一个活结。
3.使用动脉夹夹闭颈总动脉。
在距离颈总动脉分叉处3mm处的颈外动脉上剪一个小口,将一根头端处理过的0.33mm直径的尼龙线从小口中插入,进入颈内动脉,并向内插入大脑中动脉,尼龙线的插入深度距离颈总动脉分叉处约16±1mm。
4.缺血后90min拔掉线栓,用6-0丝线结扎外动脉近心端,用3-0丝线缝合颈部伤口,活力碘消毒伤口,将大鼠放在加热垫上,待清醒后放入恒温抚养箱饲养。
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线栓法大鼠大脑中动脉阻断实验(MCAO模型)的经验本人现在正在做线栓法大鼠大脑中动脉阻断实验(MCAO模型),这方面的资料我查了一些,这个实验我也作了一段时间,不敢说很专业了,不过现在基本上我能在15min左右完成手术,而且手术过程中不出一滴血,造模后缺血程度基本一致。
虽然前面有很多前辈发了很多MCAO的很专业的贴子,不过我觉得比较凌乱,现在我把我的心得体会和以前的贴子的精华部分奉献给大家,希望这会对将要做这个实验的朋友有一丝的帮助。
虽然做实验总会有郁闷的时候,不过风雨之后总会见到彩虹的,这可以也是我的心得体会。
衷心祝福大家能把实验做的成功、完美!实验前准备麻醉剂:水合氯醛(应较好的控制大鼠体温)保温:60W白炙灯高度为37cm直接照射能使肛温保持在 37℃栓线的制备:1.取熔点为56℃的固体石蜡一块,在瓷杯中加热熔化。
直径为0.24mm、长5cm的鱼线一端5mm长的一段,垂直在熔化的石蜡中迅速浸入并提起,立即凝固的一薄层石蜡可牢固地粘附在鱼线一端的表面,其直径为0.26mm。
就这样,普通的鱼线即可变成规相一致头端光滑圆钝的栓线。
2.在鱼线18mm的位置用涂改液标记一个白色点。
TTC的配制:用0.2mol/L磷酸缓冲液(PBS)配成2%TTC溶液(pH7.5),避光保存体重与栓线直径:线栓直径0.24mm采用的SD大鼠,体重250-300g。
实验方法:动物用10%水合氯醛(35mg/kg)腹腔注射麻醉。
仰卧位固定,颈正中线切口,沿胸锁乳突肌内缘分离肌肉和筋膜,分离左侧颈总动脉(CCA)、颈外动脉(ECA)和颈内动脉(ICA),在CCA远心端和近心端及ECA处挂线备用。
用微动脉夹暂时夹闭ICA,然后近心端结扎CCA、ECA。
然后在距CCA分叉部4mm处剪一小口,将拴线插入到ICA,这时用绕在CCA远心端的细线轻轻系牢拴线。
(不可过紧,否则进线困难,但松了又会出血。
)用眼科镊轻推拴线,从血管分叉处开始算距离,当插入深度在18 mm时(一定要将血管放松至原来状态, 且保证标记点在分叉处,由于标记的是白色的所以很容易看的),紧紧系牢CCA远心端的细线,此时的关键是动作轻柔,不要使ICA有任何的牵拉,否则栓线会脱出ACA,可能会造成缺血失败。
血管外的栓线不要留得过长,更不要缝在皮外,大鼠醒来后会自己拔出。
缝合伤口,单笼饲养观察。
如果需要再灌的话,就把拴线抽出即可,因为脑底有个动脉环,结扎一侧颈总动脉大脑不会缺血的。
注意事项:1.分离时要层次清楚:正中剪开SD大鼠颈部皮肤,分离皮下结缔组织时会发现该组织与颈部两侧鼓泡腺体(很多人误认为那是甲状腺)结合紧密,因此不必分离过于太细,直接在正中两侧鼓泡腺体之间分离,这样能不接触胸锁乳突肌而直接暴露颈前颈群且不会损伤腺体造成过多出血。
下一步是分开颈前肌群,这时候要注意用小钳子作撑开分离动作要在左右肌肉块之间而不是一块肌肉的肌纤维之间,虽然它们看起来很模糊,但这样能保证不会出现较多条索状细肌纤维条影响下一步颈内动脉的寻找与分离,并且能整块地向一侧牵开颈前肌群暴露颈动脉鞘。
见到颈动脉鞘了则要注意细致分离迷走神经,若损伤则可能影响其呼吸而死亡的。
2.分离血管时,要尽量将血管剥离的干净些,这样在用眼科剪剪口时就不会误剪外膜(误剪的话再剪就很容易把口剪大了或者剪断了,要注意口子越小越好插线),且要剪一个斜行的切口(眼科剪与血管约成45度),这样在血液刚流出时仍能看上翻的断口管壁,这样即容易插入栓线且血管受得了插线时一定的牵拉。
当然,切勿牵拉过猛,以免使血管发生痉挛,导致栓线不能顺利进入。
3.注意尽量不要损伤在颈内颈外分叉下的交感神经节。
4. 如果你用的是中长效麻醉剂,插线成功后,固定丝线,然后让其俯卧位,而且稍稍抬高其颈部,才能确保模型成功。
5. 栓线进入后颈内动脉后即可逐渐插入了,有时候很顺利一插到底,但有时候在中间就怎么也进不去了,这是因为在血管入颅穿过颅骨时有一个狭窄或者角度。
因此,碰上这种明显阻力时,一定不能盲目向前使力插,越插栓线前端变形越进不去且容易损伤血管。
这时候正确的作法是往外抽出较多栓线,也许会有一定的动脉血流出,不必慌,只要顺着血管走行调整一下进线角度轻柔的使劲,一般都能进去,反复试几次还不行最好换根栓线,很可能前端也经变形角度变了!颈内动脉的走向为内上方,可以用眼科镊夹住鱼线插,但进去后要注意,别太用力,要不血管就要破了。
6. 栓线不能在血管里反复进退,否则及容易造成蛛网膜下腔出血,而且很容易误解为模型成功,因为这时的神经功能改变也很明显,但并不是由于栓塞引起的。
7. 进线时,使栓线有一定程度的弯曲,且只要保证栓线向屋顶方向弯曲,一般都能将线插如颅内,决不会进入翼腭A。
8. 术后一定要注意保暖。
9. 插入线拴要轻柔熟练,速度尽可能快,以避免时间长了血管内血栓形成。
10.手术后评分的主观因素很大,有用5分制和11分制的,我个人认为用5分制比较准些。
舍去标准:⑴栓线插入深度不足18 mm,且无明显神经功能缺损表现或症状很轻的大鼠⑵蛛网膜下腔出血、MCA起始部或其附近的willis环动脉有凝血块的大鼠,因为这是出血性脑损伤或永久性脑缺血损伤,而非MCAO/Reperfusion损伤。
3)手术时出血较多,症状很重的动物死亡原因分析:首先要找出死亡原因,解剖死亡大鼠的脑,先看是否有蛛网膜下腔出血,如有出血,表明死因是插线太深,以后注意插线深度;如无出血,则还要再看是否有严重的半球水肿,如水肿严重,则表明死因是脑缺血时间太重,需要缩短缺血时间;如既无出血,又无明显的脑水肿,那就要注意动物状态或生活环境是否太差。
附带的其他说明:1. 线拴法存在一定的死亡率。
对于这情况我感觉比较头疼,也希望高手指点。
2. 模型成功率和评价指标是相关联的矛盾,手术后可根据动物的表现加以评分,确定模型是否成功,模型成功与否会对结果的评价带来影响。
有可能你模型没成功,结果判断为是药物的作用效果。
所以对手术后模型是否成功应该进行筛选的。
另一方面,如果你做了预防给药,药效的作用也容易被认为是模型不成功,这也需要后边进行脑组织染色和组织血检查进行验证。
脑组织检查时可剔除模型不成功以及SAH的个例。
故实验在手术后要进行行为学评分,试验结束时应对脑组织进行组织学检查或染色。
TTC染色是采用的宏观标本染色,确定梗死面积可采用体积法或面积法,但最好用扫描仪将脑组织切片进行扫描,选择合适的软件统计梗死面积。
3.大鼠大脑中动脉永久性闭塞性脑缺血模型,梗死体积出现的最小时间点可能为2h,体积随时间进行性增大,至12h 基本趋于稳定4. 整个试验是很费动物的,存在15-30%的淘汰率(如果你做的好),但注意严格控制自己淘汰的动物(纪录具体情况)。
5. 除了刚才说的蛛网膜下腔出血外,还有一些老鼠肺出血明显,整个肺暗红,我也想不出原因,不知道是不是医学临床所说的脑肺综合症.6.在颈内和颈外之间常常会有一个交通支,其位置也不太相同,一定要万分小心,我曾经因为不知有这个交通支而勿将其破坏,导致大鼠出血不止!7.手术示意图如下:线栓法大鼠脑缺血模型(MCAO)的制备技巧如何提高脑缺血的成功率?经常有朋友费了九牛二虎之力,做了几个大鼠MCAO模型,第二天一看,个个活蹦乱跳,毫无脑缺血症状,当场晕。
不成功的主要原因是栓线插入深度不够,即栓线的前端未进入大脑前动脉(ACA),拴线的粗细倒是次要的,0.20~0.26mm均可。
因此,保证栓线进入ACA并阻断对侧来的血流,而又不刺破血管是重中之重。
如图1尼龙线光滑的末端,不仅大大减轻了插线对血管内皮的损伤,降低了刺穿血管的可能性,而且可以更严密的阻断从大脑前动脉供应的来自对侧的血流,更为可贵的是,因为球端直径为0.32mm,插线时可以非常方便的插到位(如图2)。
用240~280g的大鼠,栓塞1h即可造成稳定的脑梗死。
图2 大鼠脑血管解剖示意图(红线表示栓线的插入位置)(一)制备技巧秘诀1:许多文献报道插入深度为18.5±0.5mm(270g左右大鼠),如果按这一标准去做,而不考虑大鼠的个体差异,后果是缺血的程度参差不齐,很多大鼠会出现症状较轻,甚至无症状。
建议当插线近18mm(做上标记)时,注意手的感觉,轻缓推进,直至感觉到阻力为止(当遇到阻力后,再插线会见到线弯曲)。
可能有人会说,把血管插破了也未感觉到阻力或线遇阻后的弯曲。
一个原因是线太硬,另一主要原因是当栓线从血管切口插入后为防止血液从此处流出,需要结扎一条细线,这条线结扎的松紧程度很关键,应在不流血的情况下尽可能的松,这样你会发现进线时很轻松,一旦遇到阻力,就会感觉到。
后者至关重要,请体会。
秘诀2:栓线一旦进入ACA,就要把上面提到的那根细线适度扎紧(“适度”很重要,会影响到再灌流时大鼠的生死存亡),此时的关键是动作轻柔,不要使ICA有任何的牵拉,否则栓线会脱出ACA,可能会造成缺血失败。
血管外的栓线不要留得过长,更不要缝在皮外,大鼠醒来后会自己拔出。
(二)如何避免栓线插入翼腭A大鼠仰卧时,ICA从CCA分出后下行(向背侧)约5mm又分为两支A,即走向乳突泡(Mastoid bulla)的翼腭A和进入颅内的ICA的延伸部分。
因为翼腭A的走向几乎和分支前的ICA走向相同,而ICA的延伸部分则是改向头侧走行,所以插线时会很自然的进入翼腭A,需反复拔插几次,碰巧后才能进入颅内,非常痛苦。
最初我干脆将翼腭A也分离,然后夹闭或结扎翼腭A的起始部,结果是手术很难操作,效果也不理想。
后来又改用另一方法,即在栓线将要插入翼腭A前,用镊子将ICA轻轻往头侧推一下,使ICA和其延长的分支成一直线,同时顺势插线,可很容易的进入颅内。
随着经验值的增加,发现完全可以通过改进栓线形状达到目的,即使栓线有一定程度的弯曲,插线时只要保证栓线向屋顶方向弯曲,闭着眼睛也能将线插如颅内,决不会进入翼腭A。
图3 0.24mm栓线阻断大鼠MCA1h再灌注24h的TTC染色尼龙线的使用说明1.实验开始前,将尼龙栓线用75%酒精擦洗干净,在距球端18.5 mm处做标记(用防水的蓝色或黑色记号笔),置0.9%的无菌生理盐水中备用。
2.将大鼠用10%水合氯醛生理盐水溶液麻醉(350mg/kg,ip),仰卧于手术台上。
颈正中切开皮肤,依次分离左侧颈总动脉(CCA)、颈外动脉(ECA)、颈内动脉(ICA),烙断ECA的分支动脉,结扎ECA远端并烙断。
3.用动脉夹夹闭CCA和ICA。
4.在ECA 剪一小口,用注射器注入60u肝素钠生理盐水溶液0.1ml(注射时,松开ICA的动脉夹。
注射后,再次夹闭)。
5.将尼龙栓线插入ECA,并用手术线轻轻用力结扎。
6.松开ICA的动脉夹, 将尼龙栓线顺势插入ICA ,插入18.5±0.5mm至大脑前动脉(ACA)起始部,阻断大脑中动脉(MCA)的血液供应。