大鼠腹主动脉采血技巧
实验小鼠腹主动脉采血方法
实验小鼠腹主动脉采血方法
小鼠是科研实验中常用的实验动物，但由于其体积小，血管细，采血难度大，进而影响采血的质量，小编简要总结了实验小鼠腹主动脉采血方法，仅供参考：
优点：采血法取血量大、不易溶血，血液质量较好，适用于多项目检测，且不损伤器官，有利于病理组织学检查。
缺点：操作比较复杂，应注意掌握适宜的麻醉深度，防止心跳骤停，同时防止大鼠躁动。
本方法造成的出血速度快，易造成出血性的心脏停跳，故要防止采血过程中出血。
且本方法采血过程中如多次采血不宜拔出针头。
将大鼠腹腔注射麻醉剂后，直到身体全身变软，把大鼠仰卧固定在手术台上，背部可以放置—粗试管以充分暴露腹主动脉。
常规消毒后用手术剪刀沿腹正中线剪开腹腔，用小镊子轻轻扒开血管周围脂肪，再用棉球把覆盖在血管的多余脂肪擦干净，直到清晰看清血管为止（用棉球可以尽量减少小血管破裂出血，影响接下来进针时的视线）。
找腹主动脉（粉）在脊柱上面，腹腔静脉血管（比腹主动脉粗，黑）旁，找到后，术者先固定血管，尽可避免血管移位，左手拇指和食指固定住血管两旁的脂肪及其它脏器，无名指按住血管进针点的上端，降低血压，可以避免血液溅出。
右手持穿刺针，针尖斜面朝下，人针角度约（小于）30度左右，朝向心端方向刺人，深度以5m左右为宜，进针后可以用止血夹夹住针头，可以避免麻醉不够挣扎导致血管被针头戳破。
取完血后，用棉球轻压针眼处，快速拔出针头，可以反复采集多管的血样进行不同项目的测试（一般体重200~300g大鼠可采血液8~10mL）。
大鼠取血方法
大鼠取血方法1. 割（剪）尾采血：当所需血量很少时采用本法。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml ,大鼠0.3〜0.5ml。
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先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉, 拔出针头时即有血滴出，一次可采集10〜50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3. 眼眶静脉丛采血：体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml ;体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml ,可适用于某些生物化学项目的检验。
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大鼠和小鼠的采血方法
大鼠和小鼠的采血方法1.麻醉方法：在采血前，先给大鼠或小鼠进行麻醉，以减少它们的疼痛感受。
常用的麻醉方法有以下几种：-静脉麻醉：将合适剂量的麻醉剂通过尾静脉或背静脉注射给大鼠或小鼠，使其进入麻醉状态。
-吸入麻醉：将麻醉气体或气溶胶通过麻醉箱或麻醉罩给大鼠或小鼠吸入，达到麻醉效果。
-局部麻醉：将麻醉剂涂抹在采血部位的皮肤上，使局部麻木，减少疼痛感。
2.采血部位：常用的大鼠采血部位有尾静脉、颈静脉、眼眶突静脉等，而小鼠采血部位则有尾静脉、颈静脉、眼眶突静脉、前肢静脉等。
3.采血工具和器材：-采血针：选择合适大小的采血针，不同大小的动物需要选择不同规格的针头。
-注射器：用于抽取和储存血液样本的容器。
常用的有离心管、毛细管等。
-注射器插管：将采集到的血液导入注射器中储存。
4.采血方法：-尾静脉采血：将大鼠或小鼠的尾巴用温水浸泡，使其尾部静脉扩张。
然后用酒精消毒尾巴，用手指轻轻压住尾部静脉靠近尾根的部位，使尾尖鼓胀，再用采血针针尖刺破尾尖的皮肤，顺着静脉方向将血吸入注射器中。
-颈静脉采血：将大鼠或小鼠定位于侧卧位，用酒精消毒颈部的皮肤。
手指轻轻压住颈侧的静脉，使其充血，然后用采血针针尖针插入触及到静脉，将血液吸入注射器中。
-眼眶突静脉采血：先给大鼠或小鼠进行眼眶突的局部麻醉，随后用消毒酒精将眼眶突部分消毒。
再用适当大小的针头插入眼眶突静脉，将血液抽取到注射器中。
5.采血后的处理：-停血：采血后需用无菌棉球或无菌纱布轻轻按住针刺处，让血液凝结停止流血。
-保存：将采集到的血液样本转入离心管中，用离心机离心，分离血浆和血细胞。
将血浆或血细胞储存在冷冻管中，冷冻保存。
以上就是大鼠和小鼠采血的最全方法。
在进行采血操作时，需要注意动物的麻醉和疼痛管理，操作要轻柔、快速、准确，以减少动物的痛苦和疼痛。
另外，为了确保采血的科学性和准确性，还需要遵守实验室的相关规范和伦理要求，确保实验与动物实验道德的合理性。
实验动物给药和采血方法
实验动物给药和采血方法1.割(剪）尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
再将尾擦干，用锐器（刀或剪刀）割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时（仅做白细胞计数或血红蛋白检查），可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部（大鼠采血需带上纱手套），应防止动物窒息。
当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。
右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈（3～4cm）硬质玻璃滴管（毛细管内径0.5-1.0mm），使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。
刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。
当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。
若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。
若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。
左右两眼轮换更好。
体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。
4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大（小）鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。
右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。
药物代谢动物实验基本操作注意事项
动物实验的基本操作
订实验动物 一般计划要做药理实验后，先订动物，饲养中心送动物 过来需要时间，如果动物供应紧张的时候，很可能等的
粪便温孵法 肠菌酶法
单一菌种温孵法
肝微粒体的制备
差速离心法
通过高速离心 使微粒体与其他成 分分离，操作简单， 无需其他试剂辅助， 但需要的时间长， 对设备的整体要求 高。
CaCl2沉淀法 制备肝微粒体， 即在离心前额外加入 CaCl2 ， 促 进 微 粒 体 的聚集和沉降。这种 方法对设备要求降低， 而且缩短了实验所需 的时间，是研究药物 体外代谢，制备微粒 体的常用方法。
药物代谢-生物转化
一相代谢
氧化，还原，水解反应； CYP450酶
二相代谢
内源性物质结合反应； UGTs，SULTs, NAT, GST, MT
药物代谢研究方法
体内代谢法 综合地考虑各种体内 因素对药物的影响,能 够真实全面地反映药 物代谢的体内整体特 征 药物在生物体内的分 布比较广，加上代谢 转化的器官和酶系的 多样性，使药物及其 代谢产物在体内的浓 度低，代谢产物的检 测具有一定的难度
要从尾部下四分之一处进针,血管表浅,好扎,而且如果 万一没打进,还可以向上找位置再打
进针后, 有没有回血很重要,回血肯定扎进了,如果没 有自动回血的话,轻轻回抽下,有回血的话就注射,扎进 血管,注射通畅,没有阻力。如果很难推进，一般是没 扎进，就不要再推了，打到组织里面会水肿，然后整 个血管就看不清了，无法注射。自己觉得没回血最好 别注射，换位置，一般是没进。 注射完毕一定要止血，不然药物可能随血流出来，给 药量不准了。
采血方法
查看文章实验动物的取血方法2007-11-10 11:01采血方法（1）小鼠和大鼠①尾尖取血将动物装在固定筒内，露出尾巴。
将尾共剪掉1～2mm(小鼠)或5cm(大鼠)，然后自尾根向尖端按摩，血自尾尖流出。
亦可先将鼠尾泡于500C热水中，揩干后剪去尾尖，取血后用棉球压迫止血。
此法可反复多次取血，小每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
②眶动脉和眶静脉取血将动物头部按住并压迫眼球使突出充血后，以止血钳迅速钳取眼球后。
眼眶内很快流出血液，将血滴入玻璃器皿内，达到所需采用量后用棉球压迫眼眶止血。
此法所取血量较多，小鼠每次可采血0.2～0.3ml，大鼠每次可采血0.5～lml，动物可存活。
间隔数日后可自另一侧眼眶取血。
③眼眶后静脉丛取血用一长约7～lOcm的玻璃毛细管(内径约1mm)，另端渐扩大呈喇叭形，将其尖端折断。
折断端锋利，预先将玻璃管浸入l％肝素溶液，取出干燥。
取血时左手抓住鼠两耳间头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，使眼球充分外突，眼眶后静脉丛充血。
右手持毛细管，将其尖端插入眼睑与眼球之间并向眼底方向移动，稍加吸引，血液即流入玻璃管中。
取血完毕拔出毛细管，左手放松出血即停止。
毛细管就叫“玻璃毛细管”，是硬质中性玻璃，内径：0.9--1.1mm, 壁厚0.1--0.15mm 管长120mm。
④股静脉(或股动脉)取血麻醉动物背位固定，切开左或右腹股沟的皮肤，作股静脉或股动脉分离手术。
注射针穿刺股动脉或股静脉抽血，也可在颈静脉或颈动脉处穿刺取血。
此法小鼠可采血0.2～0.8ml，大鼠约0.4～0.6ml。
⑤断头取血用剪刀剪掉鼠头，立即将鼠头向下，提起动物，将血滴入容器内。
小鼠可采用0．8～1.2ml，大鼠5～lOml。
（2）豚鼠①心脏取血豚鼠背位固定，左手触摸心脏搏动最明显处。
一般在胸骨左缘第4～6肋间隙，用注射针刺入心脏。
血液即进入注射器内，取血宜迅速，以防血液凝固。
本法取血量多，可达15～20ml。
大鼠腹主动脉采血技巧
动脉采血有一定的难度，采血失败常导致或影响动脉血气分析化验结果的准确性。
临床对患者常选择：股动脉、桡动脉、足背动脉进行动脉采血。
大鼠一般采用腹主动脉采血法，腹主动脉采血法适用于取血量大，不易溶血，不损伤器官，不会出现因操作不当造成的气栓与淤血。
一、其具体操作步骤是：
1. 将大鼠腹腔注射10%水合氯醛以0.03 mL /kg 麻醉；
2. 仰卧固定在大鼠手术台上,背部放置一粗试管以充分暴露腹主动脉,常规消毒后用手术剪刀沿腹正中线剪开腹腔；
3. 准备采血时，先用棉花把肠管推开，将腹主动脉暴露完全（参见下图）；
4. 在腹主动脉分叉处向心端1～3 mm处最佳穿刺点。
术者右手持穿刺针，针尖斜面朝下，入针角度约25°～30°，朝向心端方向刺入，深度以5 mm左右为宜；
5. 针进血管后尽量不要抖动，缓慢抽血。
一般体重200～300 g大鼠可采血液5 mL以上，当然要技术熟练以后~一般测血气，可能需要0.2-0.5ml的血液，具体问问你们单位的检验部门。
动物实验取血
血液1.动物方面如果是动态取血，那么就只能静脉取血。
如果是一次性取血，大鼠采用腹主动脉取血，小鼠可以采用心脏取血或者腹主动脉取血。
血清做代谢组学效果会更好，因为血浆中的抗凝剂引起的基质效应会对结果造成影响。
但是由于在凝血过程中，（尤其是因为时间地点不同造成的）因操作以及凝血时间的不一致，引起的外源性多肽与黄嘌呤类物质在各样本中出现较大变化，从而导致代谢数据受到影响。
所以对于临床样本，是建议用血浆2.动脉血是在体循环（大循环）的动脉中流动的血液以及在肺循环（小循环）中从肺回到左心房的肺静脉中的血液。
动脉血含氧较多，含二氧化碳较少，呈鲜红色。
由于是刚从心脏发出的，因而动脉血管壁承受血压较高。
动脉血是肺泡中的氧气到身体其它组织的运输载体（准确来说应该是动脉血中红细胞的血红蛋白是载体）。
当经过其它组织将氧气吸收并将二氧化碳释放时，动脉血就会转变为静脉血；静脉血液通常指的是在体循环的静脉中流动的血液。
即大循环中静脉中流动的血液以及在肺循环（小循环）中右心房到的肺动脉中的血液。
动脉血和静脉血在含氧量、氧饱和度和外观颜色上有明显区别，也就是说除了血气分析外的其他生化检测一般结果大致相同。
（即血常规区别几乎没有,生化指标如PH,CO2,PO2少数指标有较大差别）3.全血、血清、血浆的区别1）血液经抗凝处理后的全部血液为全血；离心除去血细胞后所得到的淡黄色液体为血浆。
如血液不经抗凝处理，让其自行凝固，则在抽血后的一段时间内，血液会自动在一系列凝血因子的作用下发生凝集，血液首先凝固成一个整体，再经过一段时间或用离心机离心，血液中凝固的部分会与一些清澈淡黄色的液体分离开，这些液体称为血清。
血清与血浆从表面上看似乎没有什么不同，但其内在的主要区别是血清中不含纤维蛋白原，是未经抗凝处理过的血液凝固后得到的。
抽血做化验中常遇到某些化验要求用血清测定、用全血测定、用血浆测定，即是指血液标本的三种主要处理方式和要求。
2）用途不同：血清多用于血液生化、免疫等方面的测定；血浆多用于凝血等方面的测定；全血则多用在血细胞、血常规、血沉等方面的测定。
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动脉采血有一定的难度，采血失败常导致或影响动脉血气分析化验结果的准确性。
临床对患者常选择：股动脉、桡动脉、足背动脉进行动脉采血。
大鼠一般采用腹主动脉采血法，腹主动脉采血法适用于取血量大，不易溶血，不损伤器官，不会出现因操作不当造成的气栓与淤血。
一、其具体操作步骤是：
1. 将大鼠腹腔注射10%水合氯醛以0.03 mL /kg 麻醉；
2. 仰卧固定在大鼠手术台上,背部放置一粗试管以充分暴露腹主动脉,常规消毒后用手术剪刀沿腹正中线剪开腹腔；
3. 准备采血时，先用棉花把肠管推开，将腹主动脉暴露完全（参见下图）；
4. 在腹主动脉分叉处向心端1～3 mm处最佳穿刺点。
术者右手持穿刺针，针尖斜面朝下，入针角度约25°～30°，朝向心端方向刺入，深度以5 mm左右为宜；
5. 针进血管后尽量不要抖动，缓慢抽血。
一般体重200～300 g大鼠可采血液5 mL以上，当然要技术熟练以后~一般测血气，可能需要0.2-0.5ml的血液，具体问问你们单位的检验部门。