小鼠腹腔注射
小鼠腹腔注射实验报告
一、实验目的1. 掌握小鼠腹腔注射的操作方法。
2. 了解腹腔注射在实验动物给药中的优势和应用。
3. 观察药物在小鼠体内的吸收和分布情况。
二、实验材料1. 实验动物：清洁级雄性小鼠，体重20-25g。
2. 实验药物：生理盐水（0.9%氯化钠溶液）。
3. 实验器材：注射器、针头、75%酒精棉球、实验动物笼、天平等。
三、实验方法1. 实验动物处理：将小鼠放入实验动物笼内，适应环境1-2天。
2. 实验分组：将实验动物随机分为实验组和对照组，每组10只。
3. 实验组给药：使用1ml注射器，吸取0.1ml生理盐水，进行腹腔注射。
注射部位为小鼠腹中线两侧0.5cm处。
4. 对照组给药：不进行腹腔注射，仅作为观察。
5. 给药后观察：给药后，观察小鼠的精神状态、活动情况、进食情况等。
6. 实验指标：观察给药后小鼠的体重、饮水量、尿量等指标。
四、实验结果1. 实验组小鼠在给药后，精神状态良好，活动自如，进食正常。
2. 对照组小鼠在给药后，精神状态、活动情况、进食情况与对照组相似。
3. 给药后第1天，实验组小鼠体重较给药前有所下降，但与对照组差异不明显。
4. 给药后第2天，实验组小鼠体重有所回升，接近给药前水平。
5. 给药后第3天，实验组小鼠体重基本恢复至给药前水平。
6. 实验组小鼠饮水量和尿量与对照组相似。
五、实验讨论1. 腹腔注射是一种常见的实验动物给药方式，具有操作简便、给药剂量准确、药物吸收迅速等优点。
2. 本实验结果表明，腹腔注射生理盐水对小鼠无明显不良反应，小鼠在给药后能够正常活动、进食。
3. 在进行腹腔注射时，应注意以下几点：a. 注射部位选择：小鼠腹中线两侧0.5cm处。
b. 注射深度：进入皮下后，沿皮下向前推进2-3mm，再以45度角向腹腔内刺入。
c. 注射速度：缓慢推入药物，避免药物外漏。
d. 注射后观察：密切观察小鼠的精神状态、活动情况、进食情况等。
六、实验结论通过本次实验，我们掌握了小鼠腹腔注射的操作方法，并了解到腹腔注射在实验动物给药中的优势和应用。
小鼠注射
一、小鼠腹腔注射：腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。
常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。
1. 小鼠腹腔注射可以用2. 腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部，使小鼠的头部向下。
这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。
进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。
3. 尤其是对于体重较小的小鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。
液体外漏的主要原因是抓取小鼠时，腹部过紧而致腹内压过高所致，应该紧抓颈部但使其腹部皮肤松软，此时进针注射，不会外漏。
4. 小鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10ml/kg二、皮下注射给药将药液推入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环的过程。
作皮下注射常选项背或大腿内侧的皮肤。
操作时，常规消毒注射部位皮肤，然后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。
拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。
注射量约为0.1～0.3ml/10g体重。
三、皮内注射给药将药液注入皮肤的表皮河真皮之间，观察皮肤血管的通透性变化或皮内反应，接种、过敏实验等一般作皮内注射。
先将注射部位的被毛剪掉，局部常规消毒，左手拇指和食指按住皮肤使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连接4.5针头穿刺，针头进入皮肤浅层，再向上挑起并梢刺入，将药液注入皮内。
注射后皮肤出现一白色小皮丘，而皮肤上的毛孔极为明显。
注射量为0.1ml/次。
四、肌肉注射给药小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。
当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。
操作时1人固定小鼠，另一人用左手抓住小鼠的1条后肢，右手拿注射器。
小鼠腹腔注射
吸收、分布、代谢、排泄
药物代谢动力学 （Pharmacokinetics）
Pharmacokinetics Pharmacodynamics
Absorption
Drug Administration
Drug in Tissues of Distribution
Drug Concentration in
实验动物基本操作
大鼠灌胃
实验动物基本操作
（2）小鼠腹腔注射(i.p.) •右手持注射器，45度角刺入腹白线偏左的下腹部，进针 3mm左右有落空感时表示已进入腹腔，回抽无肠液、尿液 （有空气）即可注射。给药容积一般为5～10ml/kg。
注意：切误使针头向上 注射，以防针头刺伤内 脏；取药时略多，针头 向上赶去气泡后多余药 品放回原瓶。
观察指标
1. 记录进入翻正反射消失的时间； 2. 记录翻正反射的消失到恢复的时间； 3. 处死小鼠，解剖肝脏，肉眼观察正常小鼠和肝损小鼠肝
脏的病理变化（表面色泽和颗粒）。
实验结果
表1 异丙酚诱导正常小鼠与肝损小鼠睡眠时间的 比较（x±s ）
分组 样本 进入翻正反射消失 翻正反射消失至恢复的
(只) 的时间（min）
实注验意课事注项意事项
1.独立完成实验，不串岗，认真如实记录数据； 2.遵守实验室规制制度，离开实验室须经教师许可； 3. 数据资料用邮件发回，请不要使用移动存储器； 4.器具须用水擦洗、擦干，按原样整齐放置； 5.实验台须用湿的干净抹布擦拭干净。用品摆放整齐、关机； 6.每次实验后安排2个小组值日：督查各组善后工作；扫地、拖地，凳子
小鼠性别鉴别性别外生殖器与肛门之间雄性距离长有毛生长无纵行沟雌性距离短无毛生长能见到一条纵行沟实验动物随机分组no1234567891011121314151617181920randomnumber0437608802032417978156519234866082555133groupabaaababbbabaaaaabbb用excel产生随机数字将20只小鼠分为ab二组动物实验每组所需的样本数动物计量资料计数资料小小鼠大鼠蛙1030中兔豚鼠620大犬猫5102实验动物的捉持大小鼠小鼠的捉持
简述小鼠常用的给药方法
简述小鼠常用的给药方法小鼠是实验动物中应用最广泛的一种，常用于临床研究、基础医学研究以及药物筛选和毒性试验等。
在小鼠实验中，给药是一项非常重要的操作，不同的给药方法会对实验结果产生影响，因此选择适当的给药方法十分重要。
下面简述小鼠常用的给药方法。
1.口服给药口服给药是最常见的一种给药方法，对于口服给药，可将药物溶解在水中，然后将溶液装在饮用水瓶中，小鼠自由饮用。
也可将药物直接灌入小鼠的胃中，通过胃管或者针头灌胃。
此外，还可将固体药物制成胶囊或者将药物混合在食物或者糖水中，让小鼠自由进食。
2.注射给药注射给药是常用的给药方法。
根据给药部位的不同，可以分为皮下注射、肌肉注射、静脉注射和腹腔注射等。
皮下注射是将药物注射到小鼠皮下组织中，常用于给药量较少的情况。
肌肉注射是将药物注射到小鼠肌肉组织中，常用于给药量较大的情况。
静脉注射可通过尾静脉、颈静脉或者眼静脉注射，常用于需要迅速达到药物峰值浓度的情况。
腹腔注射是将药物注射到小鼠腹腔中，常用于需要药物迅速分布到全身的情况。
3.雾化给药雾化给药是将药物雾化成小颗粒，然后让小鼠吸入药物。
这种给药方法常用于呼吸系统疾病的治疗研究，如哮喘、肺炎等。
它可以通过雾化器产生药物雾化剂，并将药物送到小鼠呼吸道中。
4.皮肤给药皮肤给药是将药物直接涂抹在小鼠的皮肤上，通过皮肤吸收给药。
这种给药方法常用于局部药物治疗，如局部感染等。
5.喂食给药喂食给药是将药物混合在食物中，让小鼠通过进食的方式进行给药。
这种给药方法适用于口服给药困难的情况，但需要注意药物与饲料的兼容性。
以上是小鼠常用的给药方法，根据实验的需要和研究的目的选择合适的给药方法是十分关键的。
此外，在给药之前需要对小鼠进行适当的处理，如禁食、麻醉等，以确保给药的准确性和实验的可靠性。
小鼠注射
一、小鼠腹腔注射：腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。
常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。
1. 小鼠腹腔注射可以用2. 腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部，使小鼠的头部向下。
这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。
进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。
3. 尤其是对于体重较小的小鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。
液体外漏的主要原因是抓取小鼠时，腹部过紧而致腹内压过高所致，应该紧抓颈部但使其腹部皮肤松软，此时进针注射，不会外漏。
4. 小鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10ml/kg二、皮下注射给药将药液推入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环的过程。
作皮下注射常选项背或大腿内侧的皮肤。
操作时，常规消毒注射部位皮肤，然后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。
拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。
注射量约为0.1～0.3ml/10g体重。
三、皮内注射给药将药液注入皮肤的表皮河真皮之间，观察皮肤血管的通透性变化或皮内反应，接种、过敏实验等一般作皮内注射。
先将注射部位的被毛剪掉，局部常规消毒，左手拇指和食指按住皮肤使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连接4.5针头穿刺，针头进入皮肤浅层，再向上挑起并梢刺入，将药液注入皮内。
注射后皮肤出现一白色小皮丘，而皮肤上的毛孔极为明显。
注射量为0.1ml/次。
四、肌肉注射给药小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。
当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。
操作时1人固定小鼠，另一人用左手抓住小鼠的1条后肢，右手拿注射器。
小鼠腹腔注射观后感
小鼠腹腔注射观后感
最近学习了一篇文章，名字叫《小鼠腹腔注射》。
从中我知道了老师为什么要这样做。
刚开始时，我对此有些疑惑。
为什么不直接给它们吃药呢？后来听妈妈说：“在动物医院里面，你可以看到一个圆筒状的东西，那就是注射用的针头；而将注射器推入体内的人，也被称之为‘大夫’”。
从那天起，我就特别关心生活中与动物相关的事情。
比如去动物园时会留意狮子、老虎等猛兽的情况；发现幼儿园新增设的游戏项目——喂食小鸡；甚至还学着和妈妈一起照顾过生病的金鱼……我觉得自己更喜欢动物了！
第二步：取腹腔注射器，抽取腹水，量好深度及分离细胞；第三步：手术台上进行处理动脉，使之出血并结扎好，因为注射部位离大脑太近，怕影响神经系统。
再插入几根试管来测定溶液浓度；再次消毒。
第四步：保存及标记，全部放回实验室保存。
第五步：观察和记录……“原来解剖小鼠是这么麻烦啊！幸亏平时我有养小动物的爱好呀！不然的话，真不知道该怎样才能让小鼠成功地吐出白色的泡沫或是没法顺利排便哩！这个实验还挺危险，多亏我穿了防护服。
看似简单的一只小白鼠，其实包含着很复杂的科学知识呢！”当把动画片看完后，我想起了老师的话语。
确实，世界上有很多美妙的事物都需要通过亲身的实践去感受。
只有自己亲自体验了，才能获得真正的收获。
- 1 -。
小鼠注射方式的缩写符号
小鼠注射方式的缩写符号1.腹腔注射（Intraperitoneal Injections，IP）小鼠腹腔注射的位置在下腹部腹中线两侧0.5cm处，未免伤及脏器，保定小鼠时需使其头部稍向后仰，以使其下腹部脏器上移。
（1）抓取小鼠，使其头部稍向后仰。
（2）以75%酒精棉球消毒注射部位。
（3）先将注射器针头刺入皮肤，进入皮下后，向下倾斜针头，以约45度刺入小鼠腹腔。
注意：穿透腹膜后，针尖的阻力消失。
（4）回抽针栓，如无回血或液体即可注入药物。
注意：腹腔注射麻醉操作与此操作相似。
2.尾静脉注射（Intravenous Injections，IV）小鼠尾部背侧及两侧各有一根静脉，由于两侧的静脉易于固定，可用于注射及采血。
（1）将小鼠用专门的保定器保定，使其尾部充分暴露。
（2）将其尾部用酒精棉球反复擦拭，并轻轻捏住尾根部，轻弹注射位置，以使血管充盈扩张，或用45-50℃的温水浸泡30秒。
（3）用拇指和食指固定住尾部。
（4）右手持注射器，沿与静脉平行方向，在鼠尾后1/4处进针。
（5）针头刺入至少3mm后，轻推针栓，如无阻力，即可注射。
注意：如阻力较大，或注射时有隆起，则说明注射到了皮下。
此时应迅速抽出注射器，轻轻在原注射位点稍上的位置再次注射。
（6）注射后，以干棉球按压止血或把尾部向注射侧弯曲以止血。
如需反复注射，应从尾部末端开始，逐渐向尾根方向移动。
3.肌肉注射（intramuscular injection，IM）固定小鼠后，用小指和大鱼际固定住后肢，XX%酒精消毒注射部位，斜着XX度角进针入后肢大腿根部。
回抽针栓，以确定没有注射入血管内。
假如没有回血，慢慢注射药物。
4.皮下注射（Subcutaneous Injections，SQ）固定小鼠后，用拇指和食指绷紧背颈部皮肤，用70%酒精消毒注射部位，斜着插入注射针头。
针头应沿着皮肤平行的方向插入，5.皮内注射（Intradermal Injections，ID）固定小鼠后，用70%酒精消毒注射部位，斜着插入注射针头，之后几乎和皮肤平行的方向在皮下走行3-5mm，注射药物。
大鼠小鼠腹腔注射的操作方法5篇
大鼠小鼠腹腔注射的操作方法5篇第1篇示例：大鼠小鼠腹腔注射的操作方法一、引言腹腔注射是实验动物体内注射给药的一种常用方法，通常用于药物毒性和药效学研究。
在实验过程中正确的操作方法对于实验结果的准确性至关重要。
本文将介绍大鼠小鼠腹腔注射的操作方法，以供参考。
二、仪器与药品准备1. 注射针：选择适合体积的注射针，常见的有1ml、2ml、5ml 等多种规格，根据实验需要选择合适的规格。
2. 注射器：选择与注射针匹配的注射器，确保注射器的稳定性和操作性。
3. 消毒酒精：用于消毒注射针和注射器。
4. 实验动物：选择健康状况良好的大鼠或小鼠作为实验对象。
5. 麻醉剂：根据实验需要选择合适的麻醉剂，通常可以选择异氟醚或氯仿等。
三、操作步骤1. 准备工作a. 消毒操作台面和工具，保持实验环境清洁。
b. 准备好实验动物，并进行术前麻醉。
（注意：麻醉剂应根据实验动物的种类、体重和实验需要进行选择）c. 准备好需要注射的药品，并按照规定的剂量准备好。
2. 动物定位a. 将实验动物取出并放置于注射操作台上，保持动物处于仰卧位。
b. 用消毒酒精擦拭动物的腹部，保持清洁。
3. 注射操作a. 将注射器连接至注射针，并通过推杆将空气排出，确保注射器内无空气。
b. 用消毒酒精擦拭注射部位，定位后将注射针垂直刺入动物腹部。
c. 缓慢注射所需药品，确保药液完全注入。
4. 结束操作a. 缓慢拔出注射针，用干净的消毒纱布轻压注射部位，以防止药液溢出。
b. 将动物放置在温暖通风的环境中，观察动物的状态，并在必要时进行恢复护理。
四、注意事项1. 操作前需对动物进行术前麻醉，确保动物处于无痛苦状态。
2. 注射时需注意注射的速度和力度，以免伤害到动物内脏器官。
3. 在操作前后要做好手部消毒，并确保注射器和注射针的清洁和消毒。
4. 对于实验动物的选择需遵循伦理规范，确保其健康和人道对待。
五、结语以上就是关于大鼠小鼠腹腔注射的操作方法，正确地操作可以保证实验结果的准确性，同时也能够保护实验动物的健康。
实验一、小鼠腹腔注射筒箭毒碱ED - 长尾 S
参与实验。此步筛选的目的在于排除假阳性；
（2）称重、标记；
（3）给药观察：腹腔注射筒箭毒碱。每组分别给予相应的剂量。
（4）计算阳性率：阳性反应标准：给药后 20 分钟内自铁丝网上掉落 3 次者为阳性。
记录表格示例 1（每组用）
No.
Weight of Volume of
Time:
Time: end Times of +/-*
实验一、小鼠腹腔注射筒箭毒碱 ED50 的测定 Experiment 1. Determination of Cl-Tubocurarine’s
median effective dose （ED50）
【相关理论】 1．什么叫量反应？质反应？ED50 属于什么反应资料？ 量反应是指在个体身上反应的强度，可以用连续性的数值来表示，例如血压、尿量等。 质反应是指群体中所观察到的某一效应的出现，如生或死，有效或无效等，以阳性反应率或 百分数来表示（全或无，阳性率）。ED50 是质反应的参数。 2．什么是 ED50，LD50，治疗指数？ 能使群体中有半数个体出现某一效应的剂量，称为半数效应量，若此效应为有效，则 为半数有效量 ED50，若此效应为死亡时，则为半数致死量 LD50。 治疗指数= LD50/ ED50=TI，该值越大越好，说明药物越安全。 可用机率单位正规法或点斜法求出 LD1 ，ED99 ；LD5 ，ED95。 3．量效曲线。
即 r = (n−1) Dmax Dmin = 1.1 ~ 1.6
分别计算出各组应注射的剂量，见下表：
Group
1
2
3
4
5
6
…
No.
Dose
Dmin R·Dmin r2·Dmin r3·Dmin r4·Dmin Dmax = r5·Dmin …
小鼠腹腔注射方法
小鼠腹腔注射方法
小鼠腹腔注射是一种将药物或其他物质注射到小鼠腹腔内的方法。
以下是一般的小鼠腹腔注射步骤：
1. 首先，准备所需的药物溶液。
将需要注射的药物溶解在适当的溶剂中，并制备所需的药物浓度。
2. 将小鼠放置在手套箱中，使用适当的麻醉方法使小鼠处于无痛苦的状态。
3. 使用消毒剂消毒小鼠腹部。
通常使用70%的酒精或碘酒来消毒。
4. 使用注射器和适当的针头吸取所需的药物溶液。
确保将针头垂直插入药物溶液中，以避免吸入空气。
5. 将注射针缓慢且轻轻地插入小鼠腹腔。
选择适当的注射点时要小心，以确保不会损伤内脏器官。
6. 慢慢注射药物溶液。
注射速度应适中，避免快速注射引起不必要的伤害。
7. 将针头缓慢地从小鼠腹腔中拔出，避免药物溶液溢出。
8. 让小鼠自然恢复，直到它完全清醒。
将小鼠放回适当的住所，并监测其行为
和反应。
需要注意的是，小鼠腹腔注射可能需要经过专业培训和获得伦理审批，以确保符合动物福利和伦理要求。
在进行任何动物实验前，应该遵循相关的规定和指南。
- 1、下载文档前请自行甄别文档内容的完整性，平台不提供额外的编辑、内容补充、找答案等附加服务。
- 2、"仅部分预览"的文档,不可在线预览部分如存在完整性等问题,可反馈申请退款(可完整预览的文档不适用该条件!)。
- 3、如文档侵犯您的权益，请联系客服反馈,我们会尽快为您处理(人工客服工作时间：9:00-18:30)。
实验动物基Байду номын сангаас操作
大鼠的捉持: 捉持和固定方法基本同小鼠，无经验者可戴 上防护手套，并应动作轻柔。 •用右手捉住鼠尾，放在鼠笼盖上，向后轻拉鼠尾；
•左手掌面向鼠背，食指和中 指压住鼠的头顶，拇指和无 名指分别从鼠的两腋下插入， 将鼠的两前肢卡住；或拽紧 鼠后颈及后背皮肤即可。
实验动物基本操作
3、实验动物的给药方法（大、小鼠） （1）小鼠灌胃（i.g.） •将小鼠固定后，使颈部拉直，右手持装有灌胃针头的注射 器，自口角插入口腔，压其头部，使口腔与食道成一直线， 沿上腭壁向鼠口腔的后下方轻轻插入食道。如遇阻力，可 将针头抽出再插，以免刺破食管或误入气管。一般给药量 为0.1～0.3ml/10g（体重）。
实验动物基本操作
大鼠腹腔注射 (0.1 - 0.2 ml/100 g)
实验方法
实验动物基本操作
（3）小鼠尾静脉注射(i.v.) •小鼠置于套桶，用左手抓住小鼠尾巴中部。拔去沿尾部静 脉走向的毛，置尾巴于45～50℃温水中浸泡几分钟或用 75%酒精棉球反复擦拭尾部，以达到消毒和使尾部血管扩张 及软化表皮角质的目的。 •持4号针头注射器，使针头与静脉平行(小于30°角)，从尾巴 的下1/4处进针注射量为0.05～0.1ml/10g体重。拔出针头 后，用拇指按住注射部位轻压1～2min，防止出血。
实验动物基本操作
大鼠灌胃
实验动物基本操作
（2）小鼠腹腔注射(i.p.) •右手持注射器，45度角刺入腹白线偏左的下腹部，进针 3mm左右有落空感时表示已进入腹腔，回抽无肠液、尿液 （有空气）即可注射。给药容积一般为5～10ml/kg。
注意：切误使针头向上 注射，以防针头刺伤内 脏；取药时略多，针头 向上赶去气泡后多余药 品放回原瓶。
作用、作用机制
吸收、分布、代谢、排泄
药物代谢动力学 （Pharmacokinetics）
Pharmacokinetics Pharmacodynamics
Absorption
Drug Administration
放整齐；清洁洗涤台、将动物尸体送动物中心； 7.动物尸体和一般实验垃圾必须严格分开放置； 8.实验报告在2周内提交。
药注理意学事与项药物研发
内容
1
实验1：介绍实验药理学，常用动物试验方法，肝功能对药物代 谢的影响实验。
2 实验2: M胆碱受体和H1受体激动药对离体豚鼠回肠的作用
3 讨论课1：新药发现案例讨论
4 讨论课2：心血管用药案例讨论
5 讨论课3：抗生素案例讨论
本次课安排
一、动物实验的基本技能和实验技术基础 1. 实验动物的标记,捉持,给药方法（大、小鼠）和处死 2.示教
二、肝功能对药物代谢的影响实验 1.讲解和讨论 2.自主实验 3.讨论：实验设计, 原理, 结果及其意义
实验动物基本操作
1、 实验动物的标记 •大、小鼠和白色家兔的标记常用3～5％黄色苦味酸溶液 涂于皮毛上标号。
4、实验动物给药量的计算
例：小鼠体重22g，腹腔注射A药10mg/kg,药物浓度为0.1%, 应注射多少毫升? 药物浓度：0.1%=0.1g/100ml=100mg/100ml=1mg/ml 给药剂量：10mg/kg=10ml/kg 小鼠体重：22g=0.022kg
10ml/kg×0.022kg=0.22ml 或换算成ml/10g：10ml/kg=0.1ml/10g。
4、实验动物给药量的计算
几种动物不同给药途径的常用注射量（ml）
注射途径 腹腔 肌肉 静脉 皮下
小鼠 0.2-1.0 0.1-0.2 0.2-0.5 0.1-0.5
大鼠 1-3 0.2-0.5 1-2 0.5-1.0
豚鼠 2-5
家兔 5-10
0.2-0.5 0.5-1.0
1-5 0.5-2
3-10 1.0-3.0
实注验意课事注项意事项
1.独立完成实验，不串岗，认真如实记录数据； 2.遵守实验室规制制度，离开实验室须经教师许可； 3. 数据资料用邮件发回，请不要使用移动存储器； 4.器具须用水擦洗、擦干，按原样整齐放置； 5.实验台须用湿的干净抹布擦拭干净。用品摆放整齐、关机； 6.每次实验后安排2个小组值日：督查各组善后工作；扫地、拖地，凳子
小鼠性别鉴别
性别 雄性 雌性
外生殖器与肛门之间 距离长 ，有毛生长，无纵行沟 距离短，无毛生长，能见到一条纵行沟
实验动物随机分组
用Excel产生 随机数字
No.
Random number Group
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 04 37 60 88 02 03 24 17 97 81 56 51 92 34 86 60 82 55 51 33
a ba a a ba bbba ba a a a a bbb
将20只小鼠分为A,B二组
动物实验每组所需的样本数
动物 小(小鼠、大鼠、蛙)
中(兔、豚鼠) 大(犬、猫)
计量资料 ≥10 ≥6 ≥5
计数资料 ≥30 ≥20 ≥10
实验动物基本操作
2、实验动物的捉持（大、小鼠） 小鼠的捉持: 右手抓鼠尾→ 鼠尾略向后拉→左手的拇指和 食指抓住小鼠两耳后项背部皮毛→ 以无名指及小指夹住鼠 尾→ 左手翻转使鼠腹部朝上,头略朝下。
狗 5-15 2-5 5-15 3-10
5、实验动物的处死方法
(1) 颈椎脱臼法 常用于小鼠。 (2) 空气栓塞法 常用于家兔的处死。 (3) 击打法 适用于豚鼠等。 (4) 断头法 适用于蛙、蟾蜍、小鼠和大鼠。
肝功能对药物作用的影响
实验目的 了解肝脏在药物代谢中的重要性
药物效应动力学 （Pharmacodynamics）
实验方法
实验动物基本操作
小鼠尾静脉注射(i.v)
实验动物给药方法
实验动物给药方法
实验动物给药量的计算
（1）药物浓度的表示方法 溶液的质量（g）
百分浓度（％）=————————— ×100% 溶液的体积（ml）
（2）实验动物给药剂量一般按mg/kg(或g/kg)计算。为 了方便，大鼠和豚鼠可按每100g计算，小鼠可按每10g 计算。 给药剂量=药物浓度×给药体积 （3）给药容量的计算：从已知药的浓度和已知给药剂量 算出相当于每1kg体重应给药的毫升数（ml）。