肺癌PDX动物模型建立
PDX模型的构建、应用及不足
PDX模型的构建、应用及不足传统抗肿瘤药物筛选是将肿瘤细胞系接种在免疫缺陷小鼠皮下，但临床药效相关性不到5%。
大约20年前德国人开始尝试直接接种新鲜的肿瘤组织块到小鼠皮下，建成人源肿瘤异种移植模型（Patient Derived Xenograft model，PDX模型），过去10余年药厂做了很多系统的研证，甚至前瞻性临床实验，结论是PDX药效结果与临床相关性高达90%。
目前欧美日各大药厂无一例外，都广泛普遍的用PDX做临床前抗肿瘤药物研发。
2016年2月美国国家癌症研究院（NCI）把PDX和人源肿瘤细胞系（Patient Derived Cell line，PDC）放入指南，建议大家放弃使用传统的NCI-60或ATCC 的肿瘤细胞系，改为PDX和PDC。
PDX 模型是指将病人的新鲜肿瘤组织移植到免疫缺陷小鼠体内，依靠小鼠提供的环境生长的一种异种移植模型。
这种模型保留了原代肿瘤的微环境和组织病理学及遗传学特征，对于筛选抗癌药物以及预测患者疗效、毒副作用、吸收程度等具有重要意义；此外，PDX模型可以保留原代病人肿瘤的特性，可以作为活体肿瘤用于保存和传代，为肿瘤学研究提供非常宝贵的研究标本。
PDX模型平台是精准医疗中不可或缺的重要技术手段，如果说二代测序（NGS）技术能解决25%病人的药物选择问题，PDX模型等功能性药敏检测则解决另外75%病人的精准用药问题。
个体化的PDX模型将成为肿瘤治疗中的一大助力，帮助医师为患者制定独一无二，最为适宜的治疗方案。
PDX模型的构建PDX模型的建立方法是将新鲜外科手术肿瘤组织或活检组织通过皮下或原位种植到免疫缺陷的小鼠身上，也有将肿瘤种植到血供更为丰富的肾包膜下。
皮下移植因其操作简单、容易观察、方便定期测量和适合传代等优点被广泛使用，但成功率相对较低，约40-60%，而且皮下异种移植瘤模型一般局限于皮下成团生长，很少出现转移扩散和转移瘤。
肾包膜下移植因其血供比较丰富，成功率能达到95%以上，但肾包膜移植技术要求较高，受体小鼠的手术损伤较大，小鼠肾脏较小且肾包膜脆弱，操作容易失败，且易导致感染，肾包膜下移植不能直接观察肿瘤的大小也局限了其应用范围。
肿瘤动物模型“新宠“——PDTX篇
肿瘤动物模型“新宠“——PDTX篇导读近年来，随着“肿瘤精准医疗”概念的提出，一种新的肿瘤模型应运而生，并被称为“目前最接近人类临床实际情况的肿瘤模型”，它对肿瘤新药研发、靶点筛选及个性化治疗起着重大推动作用。
它就是我们本期主角：人源肿瘤组织异种移植模型（PDTX），本文就为大家详细介绍这种PDTX模型的应用和常见PDTX模型的建立。
什么是PDTX模型？PDTX（Patient-derived tumor xenograft）即人源性肿瘤组织异种移植模型，又名PDX。
指将肿瘤患者的新鲜肿瘤组织移植（异位或原位）到免疫缺陷鼠（NOD/SCID、NRG小鼠等）上，在小鼠上培育出人的肿瘤组织。
该模型保持了人源肿瘤的原始多样性，更好地模拟了肿瘤细胞在人体内的生长环境[1]。
PDTX模型与CDTX比较，优势在哪里？CDTX（肿瘤细胞系移植模型）一直是我们往期内容的主角，它因易构建、成瘤率高、周期短等优点而被广泛应用，然而却依然存在一些缺陷而无法接近临床病人肿瘤的实际情况。
最大的缺陷就是CDTX缺乏肿瘤异质性！CDTX也可称为传统的荷瘤模型，即使用传统的体外处理过的永生化肿瘤细胞系移植小鼠，由于这类细胞的同质性，缺少细胞外基质、非肿瘤细胞等肿瘤微环境，使得肿瘤移植后难以有临床组织病理特征。
因此所得出的药物剂量范围、疗效与实际临床会有较大出入[2]。
就在去年，美国国家癌症研究所（NCI）宣布被全世界使用了25年的NCI-60（在培养基中生长的60种人类癌细胞系）从其药物筛选程序中“退休”，并决定将启动一个得到更新的、来源于病人新鲜样本的癌症模型库。
如下表为PDTX与CDTX的比较：PDTX的应用1. 药物筛选：经过近几十年的研究，发现PDTX模型进行药物筛选的结果跟临床的相关性非常高，所以很多研究单位和制药企业都纷纷采用PDTX模型进行肿瘤药物的筛选和评估，得出更加合理有效的治疗方案[3]。
2. 肿瘤个性化治疗：同一肿瘤在不同患者上发展情况不同，加上同一肿瘤还有许多分型，因此选择的治疗方法也不相同。
pdx模型构建方法
pdx模型构建方法
PDX模型是一种在癌症研究中广泛应用的模型，它通过将患者的原始肿瘤移植到小鼠体内，再将小鼠用于药物研究，从而模拟人体内的癌症反应和治疗效果。
构建PDX模型需要以下步骤：
1. 收集肿瘤样本：从患者手术或活检中收集癌症组织样本，保持其完整性和活性。
2. 移植肿瘤：将肿瘤样本移植到小鼠体内，通常是裸鼠或免疫缺陷小鼠。
3. 观察肿瘤生长：观察移植的肿瘤是否生长，并记录肿瘤的大小和形态。
通常要等到肿瘤达到一定大小后，才能用于药物研究。
4. 维持PDX模型：定期观察小鼠的健康状况，并通过再次移植肿瘤样本来维持PDX模型。
PDX模型具有多个优点，如更真实地反映患者的癌症特征和治疗反应，可以提供个性化治疗方案等。
但同时也存在一些挑战，如肿瘤维持率较低、构建周期长、费用较高等。
- 1 -。
小细胞肺癌可视化PDOX肿瘤动物模型免疫表型Ki-67表达的研究进展
小细胞肺癌可视化PDOX肿瘤动物模型免疫表型Ki-67表达的研究进展作者：吴柳盛李小强来源：《中国医学创新》2021年第25期【摘要】小细胞肺癌（SCLC）是肺癌所有病理类型中预后最差的一种，患者生存周期极短，死亡率极高。
虽然SCLC对化疗药物敏感，临床上抗肿瘤药物治疗成为主流，但有循证医学研究发现在临床中不同的患癌个体之间对抗肿瘤药物的敏感性和耐受性存在着差异，这给临床治疗带来了困难和挑战。
因此，人们急需要一种能高度模拟体内肿瘤细胞生长微环境，能与患者进行同步化动态观察抗肿瘤药物应答的理想动物模型。
可视化PDOX肿瘤动物模型满足了这些需求，这也是目前国际上最前沿的肿瘤动物模型构建技术，避免了个体差异，为临床治疗提供了个性化思路，同时Ki-67免疫表型表达的监测为早期SCLC的诊断提供了有效帮助。
现对最近国内外SCLC可视化PDOX肿瘤动物模型构建技术和免疫表型Ki-67表达监测的研究进展以及该模型对临床上不同个体之间抗肿瘤药物应答差异做全面综述。
【关键词】小细胞肺癌可视化PDOX肿瘤动物模型 Ki-67[Abstract] Small cell lung cancer （SCLC） has the worst prognosis among all pathological types of lung cancer. The survival cycle of patients is very short and the mortality rate is very high. Although SCLC is sensitive to chemotherapy drugs and anti-tumor drug therapy has become the mainstream in clinical practice， evidence-based medicine studies have found that there are differences in the sensitivity and tolerance of anti-tumor drugs among different cancer patients in clinical practice， which brings difficulties and challenges to clinical treatment. Therefore， there is an urgent need for an ideal animal model that can highly simulate the microenvironment of tumor cell growth in vivo and can dynamically observe the response to antitumor drugs in synchronization with patients. Visualized PDOX tumor animal model meets these needs， which is also the most advanced tumor animal model construction technology in the world at present. It avoids individual differences and provides personalized ideas for clinical treatment. Meanwhile， the monitoring of Ki-67 immunophenotype expression provides effective help for the diagnosis of early SCLC. In this paper，the research progress of visualized PDOX tumor animal model construction technology and immunophenotype Ki-67 expression monitoring of SCLC at home and abroad， as well as the clinical differences of anti-tumor drug response among different individuals in this model are comprehensively reviewed.[Key words] SCLC Visualized PDOX tumor animal model Ki-67First-author’s address： Peking University Shenzhen Hospital， Shenzhen 518036， Chinadoi：10.3969/j.issn.1674-4985.2021.25.042小細胞肺癌（small cell lung cancer，SCLC）占全部肺癌的15%～17%[1]，病情恶化快，可迅速出现远处内脏肿瘤转移，生存寿命短，死亡率极高，同时在临床上不同肿瘤患者个体之间存在着抗肿瘤药物的耐受差异，给临床治疗与疗效评估带来了困难。
pdx模型
PDX模型
PDX模型是一种常用于癌症研究的实验模型，其全称是Patient-Derived Xenograft Model。
这种模型通常通过将患有癌症的患者的癌细胞移植到实验动物
中来研究癌症的发病机制，药物治疗效果等问题。
PDX模型的建立通常包括以下
几个步骤：
1.样本采集：首先，需要从癌症患者身上获取癌细胞或肿瘤组织样本。
这通常需要经过严格的伦理审批，并确保样本的获取方式对患者没有额外的伤害。
2.移植：将采集到的样本移植到实验动物中，常用的实验动物包括小
鼠、裸鼠等，这些动物具有较高的移植成功率。
3.培养维持：移植成功后，需要对动物进行适当的养护与观察，确保
移植的细胞或组织得以生长与扩增。
4.实验研究：建立好PDX模型后，科研人员可以进行各种实验研究，
包括癌症的发病机制研究、药物筛选以及药物疗效评估等。
PDX模型在癌症研究中具有重要的应用价值，因为它能更好地模拟人类体内的
癌症情况，能够更准确地预测药物的疗效以及个体化治疗方案。
此外，PDX模型
还可以为临床医生提供更多信息，帮助他们做出更好的治疗决策，促进精准医疗的发展。
总的来说，PDX模型是当前癌症研究中一种重要的实验模型，其建立需要严谨
的操作与细致的观察，但可以为科研人员提供更多有益的信息，为癌症的治疗与研究带来希望。
癌症监测与预测的动物模型建立
癌症监测与预测的动物模型建立癌症已经成为人类面临的一大挑战之一。
虽然在癌症治疗方面，医学取得了一定的进展，但是要真正掌握癌症这一疾病，还需要从多个角度深入探索。
其中一个方面就是建立完备的动物模型，用于评估药物治疗效果，并进一步预测癌症的发展趋势。
癌症监测及预测的实现困境在进行癌症研究的过程中，基因技术、生物芯片以及高通量的药物筛选技术等，都发挥了重要作用。
然而，研究人员们在不断地进行实验时，却遇到了一个困境，那就是无法长期地监测和评估癌症的发展情况。
对于实体肿瘤，研究人员可以通过通过实验模拟癌细胞在人体内的作用，例如将它们注入实验动物中。
不过单纯靠体外实验来研究癌症的发展趋势是行不通的。
因为在人身上，癌症不仅会受到身体环境的影响，还可能会因为人体的免疫系统而发生相应的反应。
这使得通过体外实验建立癌症模型存在颇多缺陷。
因此，推动癌症治疗、预测和监测的研究一直以来都在探索癌症动物模型的建立。
通过这种模型，可以更好地模拟人体内的环境，从而更好地进行癌症研究。
建立动物模型的优势和难点相比于人类模型，建立动物模型的主要优势在于其具有受控的研究环境。
人体内的环境和变量非常复杂，很难确定各种因素之间的关系，也难以控制各种影响因素的作用，而动物模型则可以在受控条件下研究各种影响因素的关系。
然而，动物模型的建立也存在着困难和挑战。
一方面是因为动物与人的身体差异较大，另一方面是因为我们对癌症发生发展机制了解还很有限。
因此，研究人员在建立动物模型时必须面临着种种挑战：就是如何通过各种手段让动物模型尽量地还原人体内的情况，在模拟癌症发展的同时能更好地进行治疗监测，预测肿瘤发展的趋势和形式。
建立动物模型的方式在建立动物模型方面，目前主要有以下几个主要的方式：1. 基因编辑技术基因编辑技术，例如CRISPR-Cas9技术，可以对动物基因进行精准修饰，从而操纵其代谢、免疫、激素水平等生理过程。
这种技术应用到肿瘤研究中，可以构建特定突变化癌症模型，并评估针对癌症的新药物的有效性。
关于肿瘤动物模型建立的方法
关于肿瘤动物模型建立的方法生物实验菌推荐搜索关键词列表：动物模型光热治疗HE染色常规的动物实验，除了皮肤或者骨的缺损修复，癌症也是其中重要的一种。
目前，癌症仍然威胁人类的一大疾病，因此需要动物实验来深入了解如何有效进一步治疗癌症。
通常，动物模型一般是研究者利用化学致癌剂或者致癌病毒诱发实验动物肿瘤。
那么肿瘤动物实验模型建立的优点主要有：抗肿瘤药物的筛选以及疗效；抗肿瘤转移性药物的研发以及研究平台。
因此，我们总结了常见癌症的动物模型建立方法供读者参考。
一、肝癌（1）二乙基亚硝胺(DEN)诱发大白鼠肝癌：第一种方式可以用DEN直接灌胃（10mg/kg，每周一次），其余5天用0.025%的DEN 水溶液供其饮用，约4个月可以诱发成肝癌；另一种方式可以直接用0.005%掺入水中饮用约8个月即可诱发肝癌。
（2）2-乙酰氨基酸（2AAF）诱发小鼠、兔、狗肝癌：可以将0.03%的2AAF混入饲料喂养；或者每只每日喂养平均2～3mg的2AAF，3-4月左右即可诱发肝癌。
（3）4-2甲基氨基氮苯（DBA）诱发大鼠肝癌：将0.06%的DBA 混入饲料喂养，饲料中的维生素B2不可超过1.5～2mg/kg。
（4）黄曲霉素诱发大鼠肝癌：将0.001～0.015ppm（每日用量）的黄曲霉素混入饲料中喂6个月后，肝癌诱发率可达80％。
二、肺癌（1）二乙基亚硝胺（DEN）诱发小鼠肺癌：小白鼠每周皮下注射1%的DEN水溶液一次，每次剂量56mg/kg，总剂量达到1176mg，半年左右发癌率可达94%。
（2）乌拉坦诱发肺腺癌：适龄大鼠每次每只腹腔注入10%乌拉坦生理盐水液0.1～0.3ml，间隔3～5日再注，共注2～3个月，每只小鼠用量约为100mg。
3个月左右即可成功诱发肺腺癌。
（3）硫酸铵气溶胶诱发肺腺癌：让老鼠吸入硫酸胺气溶剂13个月即可诱发肺腺癌。
三、胃癌（1）不对称亚硝胺诱发小鼠胃癌：不对称亚硝胺的剂量为0.25ml/kg，3个月即可发生前胃乳头状癌，7-8个月诱发胃癌。
肺癌PDX动物模型建立
肺癌PDX动物模型建⽴恶性肺结节/肺癌PDX动物模型及分⼦评价体系建⽴⼀．研究背景1．临床治疗的问题化疗/靶向治疗中90%达不到预期治疗效果，表明⽬前的评价肿瘤药物疗效的动物模型局限性较⼤。
肿瘤动物模型对药物反应的预测价值在于该模型能在多⼤程度上真实模拟⼈体内的真实肿瘤环境，如肿瘤发⽣、微⾎管形成、免疫反应、肿瘤相关性成纤维细胞浸润和肿瘤基质成分，同时还应该能模拟⼈体药物反应如耐药性的产⽣。
然⽽⽬前尚⽆系统的报道介绍实验预测和最终临床效果的相关性，尤其是针对靶向治疗。
2．PDX模型的选择原则（1）标本选择时必须到相关的临床分期，多数抗癌药物表现出阶段性特异的效果，如胰腺癌的药物BB-94就是早期时抗肿瘤效果明显，但对进展期⽆效；（2）需检测药物与肿瘤各成分细胞的相互作⽤（如：肿瘤细胞、内⽪细胞、成纤维细胞、肿瘤-浸润的免疫细胞等）；（3）应该确定药效学与药代动⼒学的关系，以确定⼈和⼩⿏之间药效和毒性的关系。
药代/药效的关系可通过驱动基因突变来确定（如EGFR，Hedgehog信号通路），但对针对基质及肿瘤微环境的药物的价值尚待确定；（4）成功的药效/药代模型⽤于预测⼈对药物的剂量反应需要寻找⼈和⼩⿏中的⽣物标志物；（5）如何解决靶向药物的脱靶作⽤以及⾮肿瘤组织表⾯的靶点的作⽤；（6）如何控制转移及研究药物在抑制转移中的作⽤。
3．临床研究动物模型现状及问题⽬前主要的临床前⼩⿏模型分为两类：（1）移植瘤模型：包括⼈肿瘤细胞系接种、⾃体移植模型和患者来源移植模型；是将⼈源或同源⼩⿏肿瘤组织接种于⽪下或相关原位部位；此模型针对细胞增殖及存活的药物可⽤于预测临床效果，但对靶向药物的价值有限，尤其是针对肿瘤微环境的药物；（2）遗传调控⼩⿏模型：包括遗传调控肿瘤模型和⾮遗传调控肿瘤模型。
通过遗传⼯程⼈为导致⼩⿏基因突变并诱导肿瘤发⽣，这种模型是基于通过⼆代测序发现的驱动基因突变建⽴的突变⼩⿏模型。
问题：（1）肿瘤异质性使得药物针对肿瘤不同细胞成分的⽅式及耐药性产⽣的机制仍不清楚，肿瘤中不同细胞的相互作⽤，更增加了这个问题的复杂程度；（2）动物模型和临床结果之间结果的⼀致性仍有差距，如肿瘤的抑制效率、⽆进展期⽣存、总⽣存、转移及复发情况；（3）移植模型与⼈的基因型及表型缺乏⾜够准确的⽣物标志物来验证其匹配性。
PDX人源化小鼠模型介绍
PDX人源化小鼠模型介绍PDX (patient derived xenografts)动物模型是指将病人的新鲜肿瘤组织简单处理后移植到免疫缺陷小鼠上，依靠小鼠提供的环境生长，这种模型保留了原代肿瘤的微环境和基本特性，为研究肿瘤的机制、治疗和药物筛选提供了一个非常理想的体内模型。
小鼠肿瘤模型一直以来都是作为医学研究体内实验的最基本的模型，其建立也是日新月异，特别是转基因小鼠，例如：SCID, NOD/SCID, NOD/SCID/GC-NULL (ie, NSG) mice 的建立为异种移植提供了无免疫排斥小鼠模型，并为人类肿瘤异种移植模型的建立及移植肿瘤的传代奠定了更加坚强的基础。
人来源肿瘤异种移植于免疫缺陷小鼠模型PDX，其移植肿瘤保留了原代肿瘤的分化程度、形态特征、结构特点以及分子生物学基本特性和肿瘤微环境，是目前较理想的肿瘤模型。
PDX模型在肿瘤研究中，特别是在新型药物的筛选、个体化治疗的评估研究上都有重要的应用价值（赛业可提供pdx小鼠模型构建）。
PDX模型研究方向：· PDX建模：不断探索更多癌种的PDX建模方法，提高建模成功率，建立PDX建模标准化SOP。
· 临床前研究：利用PDX模型进行药物筛选，以及对已上市药物进行“再验证”试验研究。
· 临床基础研究：利用PDX模型寻找新的肿瘤生物标志物，进行肿瘤克隆演化、肿瘤分子特征、肿瘤致病机制等方面的研究。
· 临床应用研究：利用PDX模型进行肿瘤个体化治疗研究，为临床医生提供治疗决策依据。
PDX模型优势：PDX小鼠模型服务内容：1、在取回组织后，将组织通过传递窗进入SPF动物房以下操作都应在超净台内完成：2、准备好加了双抗的PBS缓冲液、DMEM培养基、培养皿和冰袋3、倒入适量的PBS和DMEM于冰上的培养皿中，取出组织，放入PBS中初步清洗，剔除坏死和正常组织；如果坏死比较严重的，可以适当清洗两次4、将PBS中的组织转移至DMEM中，先预留四块以上的150~300 mm3左右的组织5、将剩余组织剪成20~30mm3的组织小块，使用穿刺针接种种于小鼠的腋下背部和后腿部，每只接种四个部位6、将预留的组织取两块放入福尔马琳，然后放进液氮冻存7、定期观察接种后的小鼠。
肺癌动物造模实验报告
#### 一、实验背景肺癌是全球范围内发病率和死亡率最高的恶性肿瘤之一。
为了深入研究肺癌的发病机制、评估治疗效果和寻找新的治疗方法，建立可靠的肺癌动物模型至关重要。
本实验旨在通过二乙基硝胺（DEN）诱导小鼠肺癌，构建一种可靠的肺癌动物模型，并对其进行详细观察和分析。
#### 二、实验材料与方法##### 1. 实验动物选用SPF级C57BL/6小鼠，雄性，体重18-22g，购自某实验动物中心。
##### 2. 实验药物二乙基硝胺（DEN），纯度≥98%，购自某化学试剂公司。
##### 3. 实验方法（1）动物分组：将小鼠随机分为实验组和对照组，每组10只。
（2）实验组：每周对实验组小鼠进行1次皮下注射1% DEN水溶液，每次剂量为56mg/kg，连续注射12周。
（3）对照组：每周对对照组小鼠进行1次皮下注射等体积的生理盐水。
（4）观察指标：观察小鼠的生长状况、行为表现、体重变化等，并在实验结束后进行病理学检查。
#### 三、实验结果##### 1. 小鼠生长状况实验期间，实验组小鼠生长状况与对照组无明显差异，体重变化无显著性差异。
##### 2. 小鼠行为表现实验组小鼠在实验过程中出现不同程度的咳嗽、呼吸困难等症状，而对照组小鼠无明显异常。
##### 3. 病理学检查实验结束后，对实验组和对照组小鼠进行病理学检查，结果显示：（1）实验组小鼠肺组织出现明显的病理改变，表现为肺泡壁增厚、肺泡腔内细胞增生、肺泡结构破坏等；（2）部分实验组小鼠肺组织中出现肿瘤细胞，呈浸润性生长，符合肺癌的特征；（3）对照组小鼠肺组织无异常。
#### 四、讨论与分析本实验通过二乙基硝胺诱导小鼠肺癌，成功构建了一种可靠的肺癌动物模型。
实验结果显示，实验组小鼠在实验过程中出现咳嗽、呼吸困难等症状，病理学检查发现肺组织出现明显的病理改变，符合肺癌的特征。
与对照组相比，实验组小鼠的肺组织出现肿瘤细胞，表明本实验构建的肺癌动物模型具有可靠性。
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恶性肺结节/肺癌PDX动物模型及分子评价体系建立一．研究背景1．临床治疗的问题化疗/靶向治疗中90%达不到预期治疗效果，表明目前的评价肿瘤药物疗效的动物模型局限性较大。
肿瘤动物模型对药物反应的预测价值在于该模型能在多大程度上真实模拟人体内的真实肿瘤环境，如肿瘤发生、微血管形成、免疫反应、肿瘤相关性成纤维细胞浸润和肿瘤基质成分，同时还应该能模拟人体药物反应如耐药性的产生。
然而目前尚无系统的报道介绍实验预测和最终临床效果的相关性，尤其是针对靶向治疗。
2．PDX模型的选择原则（1）标本选择时必须到相关的临床分期，多数抗癌药物表现出阶段性特异的效果，如胰腺癌的药物BB-94就是早期时抗肿瘤效果明显，但对进展期无效；（2）需检测药物与肿瘤各成分细胞的相互作用（如：肿瘤细胞、内皮细胞、成纤维细胞、肿瘤-浸润的免疫细胞等）；（3）应该确定药效学与药代动力学的关系，以确定人和小鼠之间药效和毒性的关系。
药代/药效的关系可通过驱动基因突变来确定（如EGFR，Hedgehog信号通路），但对针对基质及肿瘤微环境的药物的价值尚待确定；（4）成功的药效/药代模型用于预测人对药物的剂量反应需要寻找人和小鼠中的生物标志物；（5）如何解决靶向药物的脱靶作用以及非肿瘤组织表面的靶点的作用；（6）如何控制转移及研究药物在抑制转移中的作用。
3．临床研究动物模型现状及问题目前主要的临床前小鼠模型分为两类：（1）移植瘤模型：包括人肿瘤细胞系接种、自体移植模型和患者来源移植模型；是将人源或同源小鼠肿瘤组织接种于皮下或相关原位部位；此模型针对细胞增殖及存活的药物可用于预测临床效果，但对靶向药物的价值有限，尤其是针对肿瘤微环境的药物；（2）遗传调控小鼠模型：包括遗传调控肿瘤模型和非遗传调控肿瘤模型。
通过遗传工程人为导致小鼠基因突变并诱导肿瘤发生，这种模型是基于通过二代测序发现的驱动基因突变建立的突变小鼠模型。
问题：（1）肿瘤异质性使得药物针对肿瘤不同细胞成分的方式及耐药性产生的机制仍不清楚，肿瘤中不同细胞的相互作用，更增加了这个问题的复杂程度；（2）动物模型和临床结果之间结果的一致性仍有差距，如肿瘤的抑制效率、无进展期生存、总生存、转移及复发情况；（3）移植模型与人的基因型及表型缺乏足够准确的生物标志物来验证其匹配性。
4．PDX动物模型在肺癌中的研究现状小细胞肺癌：未经化疗的SCLC组织，经处理后移植入SCID小鼠皮下，肿瘤长到1cm后传代，同时发现可转移到附近淋巴组织；采用Affymetrix 检测平台，对源组织、移植肿瘤、移植肿瘤中分离的肿瘤干细胞进行表达检测，发现在移植肿瘤中出现基因表达丢失现象，结论认为基因表达变化是该类模型中常见的现象，不影响期作为药物测试模型的价值；非小细胞肺癌：来自早期（T2/T3）肺癌患者102例手术标本，成功建立25例PDX模型，检测表明早期传代（P5代）的移植肿瘤与源肿瘤组织相比在形态学及突变位点等方面匹配性很强；化疗后PDX模型也出现和临床治疗后相似的现象，表明PDX模型可做为肺癌患者化疗的检测模型；同时检测到EGFR、P53的新发突变位点，可做为化疗效果预测的标志物；大细胞癌：25例大细胞癌组织建立PDX模型，用厄罗替尼和西妥昔单抗治疗，肿瘤缩小40%即可认为对治疗有反应；对每一肿瘤组织进行RNA 表达谱检测，与分子信号图谱（molecular singaling map, MSM）比对，预测肿瘤对药物的反应，结果PDX对西妥昔单抗的反应率为40%，对厄罗替尼反应率为20%，MSM预测的反应率中西妥昔单抗和厄罗替尼分别为48%和40%。
结论认为MSM可用于药物反应的预测。
目前PDX模型应该解决的问题：PDX模型中应该增加生物标志物的种类及评估方式，以对患者分类及临床药效检测有帮助作用；需要从患者/PDX 模型来进行双重筛选以得到可用于肿瘤进程监测的标志物。
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四．研究内容（一）肺部恶性结节的病程监测、早期治疗效果评估肿瘤传代1．穿刺标本接种SCID小鼠（皮下、肾小囊）（P1），肿瘤长到直径400-600mm3后处死小鼠并取出肿瘤组织；2．剪碎及消化为单个细胞后接种第二批SCID小鼠（皮下、肾小囊、尾静脉注射）（P2代），同时收集P1代肿瘤组织进行蛋白组学、表观遗传谱、驱动基因等检测；3．P2代小鼠1个月后处死，取出肿瘤组织后再次接种SCID小鼠（P3代），同时收集P2代肿瘤组织进行多组学检测，并与P1代肿瘤组织对比，评估其一致性；以后每2月传代一次，并收集肿瘤组织进行多组学检测，评估肿瘤不同代数的匹配性；肿瘤传代不能超过10代；早期治疗评估4．P3代开始进行药物治疗，根据EGFR的检测结果并与临床医生讨论后确定化疗方案或靶向治疗方案；5．每两天测量一次肿瘤大小，评估早期治疗效果；6．每两周进行PET-CT扫描，检测肿瘤的代谢变化。
（二）T淋巴细胞的免疫治疗肿瘤传代选用肺结节患者穿刺标本、晚期肺癌患者手术标本，其余步骤同上。
免疫治疗及评估1．每次肺结节患者随访后，抽取外周血，分离效应T细胞；2．富集后刺激T细胞增殖；3．通过尾静脉注射到PDX模型中；4．通过测量肿瘤组织大小及PET-CT扫描，评估T淋巴细胞治疗效果。
（三）生物标志物筛选及鉴定1．收集不同代数（P1-P10代）、不同治疗方案（T细胞治疗/化疗/靶向治疗）、不同组织来源（肺结节穿刺标本/进展期手术标本）的PDX肿瘤组织，并结合取自患者体内的源组织，进行基因组学、表观遗传图谱、蛋白精确定量等检测方法，筛选在治疗前和治疗后的肿瘤组织中特异的DNA分子、甲基化/磷酸化位点、蛋白质分子标志物；2．结合生物信息学方法，设计不同的生物标志物组合，用于不同治疗方案（T细胞治疗/化疗/靶向）对肺癌治疗效果的评估；同时评价生物标志物对预测患者药物反应的价值；3．选择在肺结节来源PDX模型中差异较明显的驱动基因、表观遗传位点、蛋白分子标志物，结合患者的随访信息、影像学资料及临床病程，评估PDX模型筛选恶性肺结节病程监测的标志物方面的价值。
五．技术路线六．进度安排截止2017年12月底，完成100例肺结节穿刺标本/肺癌手术组织的PDX接种实验，并筛选可用于肺结节病程监测、不同治疗方案药物反应预测的分子标志物组合。
七．详细操作流程（一）皮下接种操作流程1．病人肿瘤标本的收集：尽可能在肿瘤离体后立即收集，标本可来源于组织活检和肿瘤根治手术标本。
新鲜肿瘤组织最好取肿瘤靠近边缘、坏死较少的肿瘤组织，完全浸泡于0℃带或不带血清、0.05%青霉素及链霉素双抗PRMI1640培养基中；2．清洗后转移到带上述培养基的消毒培养皿中（0℃），完全浸泡并带回动物房操作；3．用消毒组织剪将肿瘤组织修剪成2×2×3mm，并用以上培养基中清洗3遍。