大鼠急性心肌梗死模型的建立
大鼠急性心肌梗死模型的制备
大鼠急性心肌梗死模型的制备
刘尊齐;崔连群;盖玉生;李峰
【期刊名称】《基础医学与临床》
【年(卷),期】2007(027)009
【摘要】许多实验室在制作小型动物心肌梗死（myocardial infarction，MI）模型时要使用气管插管和呼吸机辅助呼吸，其操作复杂，总死亡率高。
本实验就这一特点对已往制作的动物MI模型加以改进，使制作大鼠MI模型的方法简单、有效，并可对MI后大鼠进行超声心动图检测。
【总页数】2页(P1059-1060)
【作者】刘尊齐;崔连群;盖玉生;李峰
【作者单位】山东大学,山东省立医院心内科,山东,济南,250021;山东大学,山东省立医院心内科,山东,济南,250021;山东大学,山东省立医院心内科,山东,济南,250021;
山东大学,山东省立医院心内科,山东,济南,250021
【正文语种】中文
【中图分类】Q95-33
【相关文献】
1.老年大鼠急性心肌梗死模型的制备 [J], 苏晓琳;张健;梁艳虹;王梦然
2.改良大鼠急性心肌梗死模型的制备方法 [J], 许官学;石蓓;盛瑾;郭小英;杨文笔;雷
艳娟
3.大鼠急性心肌梗死模型制备及对心功能影响的实验研究 [J], 侯春丽;张冬梅;侯学红;杨少军
4.大鼠急性心肌梗死模型制备方法研究进展 [J], 曹珏;李贻奎;陈孟倩;姚魁武
5.大鼠急性心肌梗死模型的制备及对肌钙蛋白T的影响 [J], 郝迪;王蕾;李旭;种影影;吕楠;康利;陈卫平
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心肌梗死的动物模型制作
心肌梗死的动物模型制作心肌梗死是一种严重的心血管疾病，其主要病理特征是冠状动脉的阻塞导致心肌缺血与坏死。
为了研究心肌梗死的发病机制和寻找可能的治疗方法，研究人员常常利用动物模型来模拟心肌梗死的发生。
下面，我将介绍一种常用的大鼠心肌梗死动物模型制作方法。
制作大鼠心肌梗死动物模型可以按照以下步骤进行：1.动物选择。
常用的实验动物有大鼠和猪。
由于大鼠的心血管解剖和生理特征与人类较为接近，同时成本较低，因此大鼠是一种常见的选择。
2.麻醉动物。
使用适量的麻醉剂，如异氟醚或七氟醚等，来使动物处于麻醉状态。
确保动物处于无痛苦的状态。
3.固定动物。
将动物固定在手术台上，以避免动物在手术过程中的移动。
4.体表消毒。
在手术区域进行局部消毒，以防止感染。
5. 做出胸骨切口。
在胸骨两侧做出1-2cm的胸骨切口，用手术器械将胸骨分开，暴露出心脏。
6.找到冠状动脉。
用吸引管或者类似的器械将心包囊抽吸，暴露出心脏表面。
紧邻左心室肌肉的左前降支是心肌梗死的常见发生区域。
7.梗死诱导。
用细导管或者相似的器械将一根可以封堵冠状动脉的丝线或者微球导入至冠状动脉中，使其堵塞。
这一步骤可以模拟冠状动脉的阻塞引发心肌梗死。
8.恢复心脏正常血流。
待梗死产生一段时间后（一般为30分钟-60分钟），再次将导管或器械取出，恢复冠状动脉的血流。
9.缝合胸骨。
将胸骨进行缝合，确保伤口能够愈合。
10.外科处理。
术后外科处理，如用抗生素进行预防性治疗，避免可能的感染。
研究人员可以通过观察心肌梗死后的心电图变化、心肌组织的病理切片等方式来评估心肌梗死的程度与发展。
总的说来，大鼠心肌梗死动物模型是一种常见的研究心肌梗死发病机制的实验模型。
通过制造大鼠心肌梗死动物模型，研究人员可以更好地模拟心肌梗死的发生，寻找新的治疗策略和探索其发病机制。
当然，在制作动物模型时，需要严格遵循相关伦理规范和动物保护法律法规，确保动物的利益和权益不受损害。
此外，动物模型只是研究的一部分，结合体外实验和临床数据，才能更全面地了解心肌梗死的病理机制及治疗方法。
大鼠急性心肌梗死模型的制备
实验流程： 1、麻醉动物 2、建立人工气道，机械通气 3、开胸，暴露心脏，结扎左冠状动脉 4、心电图验证损伤电流，确认心肌梗死 5、关胸，抗感染处理 6、附加实验，可练习制备心动过缓模型
实验步骤：
大鼠称重后用戊巴比妥钠溶液(30 mg／kg)或水合氯醛(300 mg／kg) 腹腔注射，麻醉后仰卧固定于手术 台板上。手术野皮肤去毛，碘酒、 酒精消毒，铺消毒巾。同时连心电 图机，用肢体导联进行心电图监测。
实验步骤：
迅速将心脏复位，逐层缝合；
最后一针先穿针打虚结，通过此间隙用注射器 抽出胸腔内气体，恢复胸腔负压后关胸。 待动物苏醒后拔除气管插管，以7／0 无损伤逢 合针将切口处相邻两个气管软骨环拉拢后闭合 气管。（如为经口腔插管则不需缝合。） 术后每天肌肉注射青霉素80万U，预防感染3 d。
关键要点： ① 剪开心包，挤压右侧胸腔使心脏暴露于 胸腔外，或用小药匙将心脏小心移出胸腔。 ② 以左冠状静脉主干为标志，于左心耳根 Байду номын сангаас下方2mm处进针，在肺动脉圆锥旁出针。 观察心电图，待其稳定后双重结扎前降支。 此后的心电图变化才能说明冠脉结扎情况。
附加实验——大鼠缓慢心率模型制备
结扎冠脉成功后，可不关胸，继续进行缓慢 心率模型制备练习 实验方法：
用棉签蘸40％甲醛，于上腔静脉根部与右 房交界处，接触1min，损伤窦房结，观察 心电图，如出现心率减慢，提示模型成功， 其余关胸步骤同前。
（因心梗可出现缓慢心率，此结果判定不排 除是心肌梗死引起的，仅供练习。）
实验步骤： 颈部正中切开气管并插管，用动物 人工呼吸机进行人工呼吸；潮气量 30 ml／kg，机械通气频率60-70次 ／min。 人工呼吸下，在胸骨左缘扪及心脏 搏动处纵行切开皮肤约3 cm，逐层 分离皮下组织、肌肉，于第4肋间开 胸，剪开心包，暴露心脏、血管。
大鼠心肌梗死动物模型的制备
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大鼠急性心肌梗死动物模型的建立和评估-最新文档资料
大鼠急性心肌梗死动物模型的建立和评估1 对象与方法?1. 1研究对象清洁级雄性Spreague-Dawley (SC)大鼠20 只，体质量250〜300 g (275± 15. 3) g,由广州中医药大学实验动物中心提供。
随机分为假手术组和心肌梗死组。
1 .2 研究方法?1 . 2. 1 MI 模型的建立[2-3] 氯胺酮( 75 mg/kg )腹腔注射麻醉，经口人工呼吸(导管置于大鼠的舌体与上颌之间)，连接小动物呼吸机予以正压通气，潮气量3〜5 ml/100 g ，呼吸频率60次/min，吸呼比1? : ?1。
左侧胸部备皮，消毒手术区域，经胸骨左缘第4 肋间开胸，钝性分离肌肉，以眼科开睑器撑开肋间肌切口，暴露心脏，剪开心包，于肺动脉圆锥与左心耳之间距主动脉根部2~3 mm处，用7-0眼科无创缝合针，穿过前降支深部连同一小束心肌一并结扎。
根据心电图和心肌组织颜色确定冠脉结扎成功。
逐层缝合胸壁，自主呼吸恢复后拔出通气导管。
大鼠清醒后送动物房饲养,规律照明,自由进食和饮水。
术后连续3 d 予以青霉素40 万U 腹腔注射以预防感染。
假手术对照组除不结扎冠状动脉外，其余步骤相同。
1. 2. 2 超声心动图检查[4]3% 戊巴比妥钠( 45 mg/kg )腹腔注射麻醉，用Philips Sonos 5500型多功能超声诊断仪( S12探头，频率5~12 MHz),在胸骨旁以二维超声和M型超声测量左室收缩末径（LVSd、左室舒张末径（LVDd、舒张期左室后壁厚度（PWd、舒张期左室前壁厚度（AWd Ml组为梗死区室壁厚度）、左室射血分数（LVEF和短轴缩短率（FS）,分别计算梗死区变薄指数（BBZS即舒张期左室前壁厚度/后壁厚度）和非梗死区增厚指数（ZHZS即舒张期左室后壁厚度/前壁厚度）。
所有参数均在3 个连续的心动周期中进行测量并取平均值。
1．2．3 血流动力学检查[5]3%戊巴比妥钠（45mg/kg）腹腔注射麻醉，气管切开插管，保持呼吸道通畅。
局部反复冷冻心肌法建立大鼠急性心肌梗死模型研究
复制模型心肌呈弥漫性损伤且 以心 内膜下病变为主 。 ③冠状
动脉堵 闭法 ：多对猪狗等大型实验 动物 实施【 ３ １ 。④心外膜直 接冷冻法： 液氮冷冻损伤法制作心肌 梗死模型 与冠状动脉结
扎法临床相似 。
经典冷冻损伤模 型［ ４ 】 采用 呼吸机辅助通气 ，呼吸道并发 症发生率高、造模时间长且操作繁琐 。 在 参照经典心肌冷冻 损伤模型基础上 ， 选用导热性能好的铜质 金属棒 ，进行 大鼠 心肌局部反复冷冻法制作急性 心肌梗死模型 。结果显示 ： 两 组大 鼠左心室前壁冷冻部位呈暗灰色或青紫色 、 心肌 收缩力 明显减弱 ，心 电图示 Ｉ Ｉ 导联 Ｓ Ｔ 段抬高 ｏ ． ２ ｍＶ 以上 ，Ｑ ＲＳ 波群 明显增宽 ， 提示制模成功； 两组 大鼠术后梗死面积 比较 ， Ａ 组 较 Ｂ组 梗 死 面 积 小 ， ４ １ ． ５ ２ ％ ±５ ． Ｏ １ ％ ． ４ ７ ． ６ ３ ％±５ ． ２ ６ ％
文章 编号：１ ６ ７ １ ５ ８ ３ ７ （ ２ ０ １ ５ ） ４ ． ０ ０ ３ ２ － ０ １ 大 鼠左心室前壁冷冻部位呈暗灰色或青紫色 、 心肌收缩
力 明显 减 弱 ， 心 电 图示 Ｉ Ｉ 导联 Ｓ Ｔ段 抬 高 ０ ． ２ ｍＶ 以上 ， ＱＲ Ｓ 波群 明显增宽，证 实心肌梗死有效 。Ａ 组大 鼠死亡 ２只 ，Ｂ 组 大 鼠死 亡 ４只 。
死面积 小，４ １ ． ５ ２ ％ ±５ ． ０ １ ％ ． ４ ７ ． ６ ３ ％ ±５ ． ２ ６ ％ （ Ｐ＜０ ． ０ ５）。Ｂ组 大鼠死亡只数较 Ａ 组增多。结论 ：超低 温左 室游离壁局部
反复冷 冻三次共 １ ５ 秒即可 建立 大鼠急性 心肌梗死模型 ，并减 少大鼠死亡率
关键词 ：呼吸机 ；冷 冻；大鼠；急性心肌梗 死 中图分类号 ：Ｒ ． ３ ３ ２ 文献标识码 ：Ａ 心肌 梗死动物 模型是研 究梗死性心脏病 病理机制 和相 关 治疗 药 物 疗 效 评 价 的 一 个 重 要 手 段 【 １ ］ 。 大 鼠心 肌 梗 死 范 围 取 决于心肌缺血 、损伤、坏死 的程度 。结扎大 鼠冠状动脉建 立 急 性 心 肌 梗 死 动 物 模 型 的 方 法 已有 ６ ０余 年 历 史 。阻 塞 的 冠状 动脉供应心肌 区域 、 侧支血流情况和接受该动脉供应组 织需氧量都决定着模型 的效果 。 动物呼吸机使用不 当、肺损 伤等 原因易造成制模失败 。 作者在无呼吸机支持下 ， 局部应 用液氮反 复冷冻心肌制作急性心肌梗死模型获得一定效果， 现报道如下 。
大鼠心肌梗塞模型
大鼠心肌梗塞模型
大鼠：用3%戊巴比妥钠(30mg/kg)行腹腔注射麻醉，麻醉满意后置于手术台，四肢及头部仰卧固定于手术台上，四肢皮下连接心电图电极，记录标准Ⅱ导联心电图，颈部皮肤备皮消毒，胸骨上窝上正中切开皮肤0.5cm，向上钝性分离推开下颌下腺，剪除气管前肌肉，使气管在没有任何拉钩牵引的情况下能充分显露，彻底止血后于第2～3气管环间行气管横行切开，注意不要切断气管软骨环，切口长度不超过气管周径的1/3，擦干其内分泌物后插入气管插管，深度为0.5～1cm。
连接空气呼吸机进行人工控制呼吸，呼吸频率90次/min，潮气量10～12ml，呼吸比设为1:1。
左前胸去毛，消毒铺巾，顺肋间隙方向于胸骨左旁第3～4肋间切开皮肤，长约1cm，逐层分离皮下组织、肌肉，于2～3肋骨间撑开进胸，向右上方推开胸腺，可暴露心脏及大血管根部，切开心包，轻挤大鼠胸廓，将心脏挤出，有部分动物在左心耳下缘与肺动脉圆锥间可以看见左冠脉前降支起始部，线缝针的进针深度控制在0.1cm，宽度为0.1～0.2cm；回纳心脏入胸廓，待动物的数十次心动周期后，收线打结；观察数分钟后，彻底止血后逐层关胸。
关胸过程中于切口内放置排气管，关胸毕，抽空胸腔积气后拨除。
恢复大鼠自主呼吸，拨出气管内插管，清除气管内分泌物，气管切口及颈部切口开放，不作缝合。
手术过程中分开胸后、缝针后、结扎后和关胸后四个点记录心电图变化；合格动物2周及6周后均复查心电图。
以上手术均在严格无菌条件下进行。
术后肌内注射青霉素钠2×10U/d，连续5d抗感染。
大鼠心肌梗死模型建立方法选择及心电图表现
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中国实验动物学报 2011 年 12 月第 19 卷第 6 期
Acta Lab Anim Sci Sin ， December ， 2011 ， Vol． 19. No． 6
spectively． There was no myocardial infarction and the survival rate was 100% in the sham operation group． ECG ： QRS-T wave displayed an intersection “M ” shape in the sham group and before left coronary artery ligation． The R wave and T wave fused into one large tent-like single wave after the left coronary artery ligation ，and without visible ST segment． Histopathological changes of myocardial infarction were seen at 4 weeks after operation． Conclusions tip ，and all ECG showed no visible ST segment in the rats． 【Key words 】 Rat ； Model ，myocardial infarction ； Electrocardiogram It is a novel method to establish myocardial infarct model that the suture is placed about 2 mm distal to the horizontal line of left atrial appendage