小鼠静脉注射
小鼠尾静脉注射
小鼠尾静脉注射：高手经验谈1、固定：小鼠一定要固定好，注射时尾巴不能动。
我一直用小鼠固定器固定，另外一人用手指轻轻夹住尾巴的根部，这样一般能固定的很好。
（我自己是找一个去500或者1000ml的烧杯，倒卡在桌子上，小鼠放在里面露出尾巴即可）2.对血管的选择,一般来说,小鼠尾部有三条静脉,左右两边各一根而且比较浅,容易穿刺；中间一根位置较深,不是很容易穿到,建议尽量不选择.另外穿刺选择尾部中下2/3~1/2处比较好,因为此处皮肤较薄,我的体会是可以采用75%酒精反复擦拭穿刺血管,使其充盈,并且使皮肤的角质层软化,利于穿刺. 或者在注射之前，小鼠尾巴用温水（水温约50度左右）泡大约2分钟，这样能使血管充分舒张。
用干棉球擦干。
血管应选择两侧的血管，从下向上扎。
这样的好处是万一一次扎不进，还可以继续使用此血管。
3.针的选择：书上说使用1毫升的注射器.有人在实践中采用的是头皮针,后接1毫升注射器.因为头皮针针头更小,对血管的损伤更小,适合多次连续给药，其次使用头皮针穿刺后,我们可以通过回血来判断穿刺是否成功.（我的体会是4号半1毫升注射器,已经足够且很容易进针）4、注射手法：左手食指和中指上下夹注你所选择血管的靠近身体的一边,无名指和小指垫起一块纱布或者纸巾(建立一个穿刺的平面的作用),拇指压住所选血管的尾尖端,上下夹住血管的距离应以不影响右手持针上下移动为宜.(否则容易人为建立穿刺的角度,而使右手持穿刺针穿刺过深,导致穿刺失败.)右手持穿刺针,稍微挑起皮肤一点,就可以平着进针,看到回血表明成功,还可以回抽,见到回血后表明穿刺已进入血管,可以给药.用左手将鼠尾拉直，右手持1ml注射器的中下1/3部位，针斜面向上，在尾部的下1/3-1/2处进针，针与皮肤稍成一角度（10度左右），进针后要将针头稍向上挑，然后将针向里送一点。
如果在血管里，则无阻力，并且能看见针。
若针看得很清晰，则扎到了皮下，若针看不清，则扎深了。
实验小鼠给药与采血方法
实验小鼠给药与采血方法1.实验小鼠给药方法：a.静脉注射：i.静脉注射是一种常用的给药方法，适用于需要迅速将药物输送到循环系统中的实验。
ii. 首先，选择小鼠尾静脉作为给药途径。
悬空小鼠尾部并握紧尾根，使用角度较小的针头（例如26G针头）直接注射药物。
iii. 注射前，可以先用温水或者温湿纱布预热小鼠的尾部，以增强血管的扩张和血流。
iv. 确认成功注射药物后，将小鼠放回饲养笼中，并观察其行为和健康状况。
b.口服给药：i.口服给药是一种常用的给药方法，适用于需要药物通过消化系统进行吸收的实验。
ii. 在给药前，可以在小鼠笼子的饮水中添加药物溶液，或将药物悬浮液灌注到小鼠胃部。
iii. 同时，在给药过程中，需要将小鼠固定住，可以使用实验动物颈环进行固定。
iv. 给药后，观察小鼠的饮食情况和健康状况，并适当调整药物剂量和给药方式。
2.实验小鼠采血方法：a.尾静脉采血：i.尾静脉采血是一种常用的、非常便捷的小鼠采血方法。
ii. 首先，选择小鼠尾部静脉作为采血部位。
悬空小鼠尾部并使用温湿纱布加热，以增加血管扩张和血流。
iii. 使用角度较小的针头，例如26G针头，刺入尾静脉，然后将血收集到适当的试管中。
iv. 在采血过程中，保持顺利的血流，可以使用温湿纱布加热尾部以保持血管扩张。
v.采集到所需血液样本后，用棉球或止血带对采血部位施加轻压，以避免出血和感染。
vi. 采血结束后，观察小鼠的健康状况，并给予适当的处理和护理。
b.眼窝静脉注射采血：i.眼窝静脉采血是一种比较特殊的小鼠采血方法，适用于需要大量血液样本的实验。
ii. 在采血前，可以使用温湿纱布加热小鼠眼部，以增加血管扩张和血流。
iii. 使用角度较小的针头，例如26G针头，插入眼窝静脉并拔回，将血液从针头收集到适当的试管中。
iv. 在采血过程中，保持稳定的手部和注射器位置，以避免对小鼠造成伤害。
v.采集到所需血液样本后，用棉球或止血带对采血部位施加轻压，并进行适当的处理和护理，以减少对小鼠的不适和伤害。
小鼠采血及给药方法
小鼠采血及给药方法一、小鼠采血方法1.静脉采血法：(1)静脉穿刺法：将小鼠固定在实验台上，清洁采血部位（常常是尾静脉），用适当的方法固定小鼠尾部，例如用取血夹固定。
用消毒棉球涂抹于采血部位，利用一只针筒或采集针对静脉进行穿刺。
(2) 尾静脉切割法：先用消毒棉球涂抹于小鼠尾部静脉附近，接着使用锋利的剪刀剪切尾部皮肤，直到出现静脉。
使用脱针管（micro-hematocrit tube）将血液抽吸出来。
采血结束后，可用消毒剂处理采血点，以防止感染。
2.额高度法：采用颅内针，固定小鼠在颅骨穿刺装置上，选用滑动固定针。
先用洗净针按住头部，再通过颅针插入到穿刺装置中。
同时使用抽吸器抽取出血液。
3.围尾车压法：将小鼠固定在一块平板上，用三个围绳将其尾部固定，留一个关节使小鼠尾部随意摆动。
在上方围绳旁边的固定处架设一只容器，用于收集滴下的尾血。
二、小鼠给药方法1.口服给药：该方法较简单，将药物以适当的剂量溶解于注射用水或生理盐水中，用灌胃针或注射器将药液直接灌入小鼠口腔中。
要确保给药的准确剂量和流量，避免嗓子喉咙堵塞。
2.腹腔注射法：将小鼠放在工作台上，用适当的方法固定小鼠身体，清洗注射部位。
用消毒棉球涂抹于腹部，使用22-25号注射针或微量注射器将药物缓慢注射入腹腔。
注射速度要控制得适当，避免损伤内脏器官。
3.尾静脉注射法：将小鼠固定在工作台上，清洁尾部毛发，用爪式血管夹固定尾部血管。
使用注射针插入尾静脉，并注意发现血斗标志。
缓慢将药物注射入尾静脉。
4.静脉注射法：将小鼠固定在工作台上，清洗注射部位。
用消毒棉球涂抹于注射部位（通常是尾静脉），固定小鼠尾部。
使用注射针或微量注射器将药物注射入静脉。
5.肌肉注射法：将小鼠放在工作台上，用适当的方法固定小鼠身体。
将药物以适当的剂量溶解后，使用注射针插入小鼠腹股沟或胫肌中缓慢注射。
以上是小鼠采血及给药的常用方法，注意采血和给药的操作应该规范、缓慢、准确，以避免对小鼠造成不必要的伤害。
小鼠尾静脉注射的心得体会
小鼠尾静脉注射的心得体会第一篇：小鼠尾静脉注射的心得体会小鼠尾静脉注射的心得体会IV比IP困难许多，我练习了非常久了之后，才抓到窍门。
由于当时没有一个人能指导我，所以我的IV技术可说是完全自己摸索出来的。
当我遇到困难时，找了许多课本、网络，可是读了却做不出来，果然theory跟practical之间还是有差距的。
一般书本所形容的IV很简洁，但实际情况要复杂许多，因此不先训练，是一定打不好静脉针的。
照例，打针之前，先量体重、准备要打的液体、做好稀释、load 好进针筒里面。
准备好完这些后，就开始要抓老鼠了。
但打IV不能靠普通的restraint方法，因为打静脉要很固定的，不能有丝毫动摇。
因此需要一个restrainer，就是一个小小的塑胶东东，来困住老鼠，但它的尾巴可以掉出来。
你就抓住它的尾巴，然后往尾巴上的静脉打针。
这个restrainer一定要把老鼠牢牢地关在里面，一点都不能动才可以。
这时就要尽量把老鼠压在里面，压成一团也没问题，只要不要弄到它骨折，或者呼吸困难就可以了。
一般老鼠虽然喜欢关在一个圆圆的筒子里，但因为IV需要的是绝对的动弹不得，所以它会被关压到蛮不舒服的。
而且老鼠不喜欢别人去碰它的尾巴的，所以打尾巴针对它们来说是相当痛的。
如果不牢牢困住，就算有一点点的位置，它也会挣扎的，它一挣扎，你就打不到了。
为什么那么困难呢？就是因为老鼠尾巴的静脉其实不大，很小而已，只要稍微移动，很容易就打错地方了。
打静脉的针头我一般用30G，是比26G更加细的针头。
我把步骤简化如下：1)把针尖向下，即bevel up，这样比较容易刺进去，位置也能很精准2)从尾巴的最后面开始试，不要一开始就刺比较靠近身体的部位，因为如果弄错了，还可以一直往上继续试，但如果一刺就刺靠近身体的，就没办法再上了3)老鼠尾巴有静脉的地方会泛有红色的，就对准红色的线条4)尾巴要抓紧，不要有丝毫动摇，有时候老鼠会挣扎，就要大力一点抓尾巴5)刺进去时，尽量把针摆得跟尾巴越平行越好，因为稍微有一点角度就打不进去了(平行的话针就会在血管里面，如果有角度可能会刺过血管到血管下面的组织去)6)可以尽量刺深一点，只要是平行就好，刺得够深的话整支针可以挂在那里不会掉下来的7)往后拉一拉plunger，如果看到血，位置就对了！8)位置对的话，保持针的不动，然后注射，注射的时候会觉得很顺畅，而且可以亲眼看到红色的血管慢慢被你所注射的液体所flushed，所以红色就会慢慢变成白色9)最后把针拉出来，针口的位置会流一点血(代表真的是血管嘛)，然后用一块棉花按按扎针的部位就可以了那错误又会怎样发生咧？举例如下：1)明明是看到自己刺到红色的线条了，可是往后拉的时候没看到血，只是感觉真空压力，这时就可以肯定刺错位置了，刺到尾巴的其他组织上，要拉出来再找一个地方刺，一般不要再刺回同样一个位置2)开始注射后发现很难注射，plunger遇到很大的阻力似的，其实这也是打错了，不在血管里面就会这样，这时你就会看到你打针的部位周围开始泛白，但这个泛白跟血管里面泛白不同，这个泛白就围绕在你打针的部位，而且尾巴的那个部分会开始肿胀。
小鼠静脉注射给药实验
小鼠静脉注射给药实验
将小鼠放在金属笼或鼠夹中，通过金属笼或鼠夹的孔拉出尾巴，用左手抓住小鼠尾巴中部。
小鼠的尾部有2条动脉和3条静脉，2条动脉分别在尾部的背侧面和腹侧面,3条静脉呈品字型分布，一般采用左右两恻的静脉.拔去沿尾部静脉走向的毛，置尾巴于45～50℃温水中浸泡几分钟或用75%酒精棉球反复擦拭尾部，以达到消毒和使尾部血管扩张及软化表皮角质的目的。
行尾部静脉注射时，以左手拇指和食指捏住鼠尾两恻，使静脉更为充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指夹住尾巴的末梢,右手持4号针头注射器，使针头与静脉平行(小于30°角)，从尾巴的下1/4处进针，开始注入药物时应缓慢，仔细观察，如果无阻力，无白色皮丘出现，说明已刺入血管，可正式注入药物。
有的实验需连日反复尾静脉注射给药，注射部位应尽可能从尾端开始，按次序向尾根部移动，更换血管位置注射给药。
注射量为0.05～0.1ml/10g体重。
拔出针头后，用拇指按住注射部位轻压1～2min，防止出血。
小鼠尾静脉注射方法
小鼠尾静脉注射方法一器材1 mL 一次性注射器、棉球（酒精棉球和干棉球）、试管夹、橡胶手套、固定器(自制，将50mL 螺盖塑料离心管底部钻开4-6个透气小孔，离心管盖子正中钻一直径约5mm的小孔)，电热恒温水槽。
二方法1.小鼠的固定最好使用小鼠固定器，前部有气孔保证小鼠呼吸，后部可以将尾部拉出，不要让小鼠在固定器中有太多活动空间，如空间较大，可加入一些填充物，防止小鼠在注射时乱动。
2.尾静脉的准备对于小鼠，其尾部血管中有4根十分明显:背腹各有一根动脉,两侧各有一根静脉。
动脉的位置相对较深且管腔相对较小，不容易刺入，因此常常选择两侧的静脉，且两侧的静脉较容易固定，它的直径平均小于0.6±0 .5 mm，但当遇到热水，75 %酒精，或远红外线的烘烤时，尾静脉呈明显扩张，平均为0.9±0 .7 mm。
可以将小鼠尾部在45℃左右温水浸浴2分钟，以扩张静脉法适用于室温较低的情况。
如果是炎炎夏天，可直接省去热水浸泡，改为喷酒精即可。
3.尾静脉的选择小鼠尾部有3条尾静脉。
背部1天，两侧各1条。
由于背部静脉较深，较细，一般选择侧面的2条。
4.注射器的选择选择1-2ml注射器，针头采用4号或4.5号（外径为0.4mm，0.45mm）。
注射器吸入药液后，应将空气推出，防止因空气栓塞。
5.注射用75%酒精消毒鼠尾后，一般在尾部远端的1/3到1/2处进针，此处皮肤较薄，血管清晰，进针容易，而且一旦注射不成功，可以有更多近端注射的余地。
将欲注射的鼠尾用左手紧紧压在桌面上，右手进针时针头与桌面平行，针尖稍稍朝下，一旦进入，将针头稍稍上挑进入，针头沿血管进入，肉眼可关察到针头前进。
如果针头在血管中前进，可明显地感觉到针行通畅，毫无阻力。
若针头不在血管中，手感针行有阻力。
进针时不要太深，针头入皮肤后马上把针头略往上，平行进针，针扎入时有落空感，推液时无阻力则说明成功了。
如果推液阻力较大，甚至注射处出现渗液，则说明不在静脉内，需要重新调整注射。
小鼠注射方式的缩写符号
小鼠注射方式的缩写符号1.腹腔注射（Intraperitoneal Injections，IP）小鼠腹腔注射的位置在下腹部腹中线两侧0.5cm处，未免伤及脏器，保定小鼠时需使其头部稍向后仰，以使其下腹部脏器上移。
（1）抓取小鼠，使其头部稍向后仰。
（2）以75%酒精棉球消毒注射部位。
（3）先将注射器针头刺入皮肤，进入皮下后，向下倾斜针头，以约45度刺入小鼠腹腔。
注意：穿透腹膜后，针尖的阻力消失。
（4）回抽针栓，如无回血或液体即可注入药物。
注意：腹腔注射麻醉操作与此操作相似。
2.尾静脉注射（Intravenous Injections，IV）小鼠尾部背侧及两侧各有一根静脉，由于两侧的静脉易于固定，可用于注射及采血。
（1）将小鼠用专门的保定器保定，使其尾部充分暴露。
（2）将其尾部用酒精棉球反复擦拭，并轻轻捏住尾根部，轻弹注射位置，以使血管充盈扩张，或用45-50℃的温水浸泡30秒。
（3）用拇指和食指固定住尾部。
（4）右手持注射器，沿与静脉平行方向，在鼠尾后1/4处进针。
（5）针头刺入至少3mm后，轻推针栓，如无阻力，即可注射。
注意：如阻力较大，或注射时有隆起，则说明注射到了皮下。
此时应迅速抽出注射器，轻轻在原注射位点稍上的位置再次注射。
（6）注射后，以干棉球按压止血或把尾部向注射侧弯曲以止血。
如需反复注射，应从尾部末端开始，逐渐向尾根方向移动。
3.肌肉注射（intramuscular injection，IM）固定小鼠后，用小指和大鱼际固定住后肢，XX%酒精消毒注射部位，斜着XX度角进针入后肢大腿根部。
回抽针栓，以确定没有注射入血管内。
假如没有回血，慢慢注射药物。
4.皮下注射（Subcutaneous Injections，SQ）固定小鼠后，用拇指和食指绷紧背颈部皮肤，用70%酒精消毒注射部位，斜着插入注射针头。
针头应沿着皮肤平行的方向插入，5.皮内注射（Intradermal Injections，ID）固定小鼠后，用70%酒精消毒注射部位，斜着插入注射针头，之后几乎和皮肤平行的方向在皮下走行3-5mm，注射药物。
尾静脉注射技巧
尾静脉注射技巧
尾静脉注射是指将药物注射入小鼠、大鼠尾部的静脉，通常用于实验室动物的药理研究、毒理研究和生物学实验等研究领域。
以下是尾静脉注射的技巧：
1.准备好注射器、药物和针头。
注射器选择0.5毫升或1毫升的，针头可以选择30号或32号。
2.将小鼠或大鼠置于实验台上，用70%乙醇清洁尾部。
3.可以用温水浸泡尾巴5-10分钟，使尾巴血管扩张，易于找到尾静脉。
4.用手指轻轻压迫尾部，将血液推至尾的远端，找到尾的基部，可以在尾基部用光镜找到明显的血管。
5.用消毒的针头轻轻扎破皮肤，针头与血管成约45度角度插入尾静脉，向远端轻轻推进，直到看到血液。
6.吸取药液，将药物注入尾静脉内。
7.拔出针头，用棉球或压迫止血器压迫注射部位，避免流血。
8.观察研究动物的反应状态，如有异常情况及时处理。
注射完毕后，可以将小鼠或大鼠放回笼子内，并留意其情况，通常注射后应保持动物安静，24小时内不给予水和食物。
需要注意的是，尾静脉注射对动物可能存在一定的刺激和压迫，应根据具体实验需要和动物功能状态选择注射液量和注射频率，避免超量或过
度注射导致动物伤害和严重不良反应。
同时也要严格按照实验室动物合法管理要求进行操作，减少对动物的伤害。
- 1、下载文档前请自行甄别文档内容的完整性，平台不提供额外的编辑、内容补充、找答案等附加服务。
- 2、"仅部分预览"的文档,不可在线预览部分如存在完整性等问题,可反馈申请退款(可完整预览的文档不适用该条件!)。
- 3、如文档侵犯您的权益，请联系客服反馈,我们会尽快为您处理(人工客服工作时间：9:00-18:30)。
小鼠静脉注射
这也是常见的操作，稍微有点难度，没有指导的话，一开始可能会感觉有点手足无措。
但是可以肯定的说，只要掌握了方法，小鼠的尾静脉注射还是很容易的。
操作步骤：
1. 首先要固定小鼠，最简单的固定方法就是把小鼠放在盒子里面，让它的尾巴伸在盒盖的外面，用手抓住小鼠尾巴，轻轻往外拽，就可以固定好小鼠了。
这种固定方法，小鼠可以在盒子里面活动，固定的也不是很牢固，但是只要你尾静脉注射的手法很熟练，就足以用来注射了。
还有的固定方法就是用一个小的圆筒，最好是金属做的，（可以在当地的铁匠铺，或者买白铁铺里面定做）首先是金属比较结实，而且可以用来固定在铁架台上，方便操作。
圆筒的一段有个盖子可以拿下来，盖子中间有个小孔，可以让小鼠的尾巴伸出来（中间的小孔可以用胶布缠一下，防止锐利的边缘割伤小鼠尾巴）。
另外一段可以用金属网的结构，网的形状可以做成子弹头的头端形状。
网状结构可以让光线透近来，方便小鼠钻进圆筒里面。
圆筒的长度约10cm，直径约3～4cm，可以做个系列长度和直径的圆筒，适合不同大小的小鼠。
2. 固定好小鼠后就是注射了，一般用一次性的1ml的注射器就可以了，玻璃的1ml的注射器也可以用，针头用4号的就可以了。
3. 注射前首先要让小鼠的血管充盈。
可以采用75%的酒精棉球擦拭的方法或者采用温水浸泡的方法。
若小鼠的血管很不清楚，推荐采用温水浸泡的方法，水温以不烫手为宜。
温水浸泡2～3分钟后，取出小鼠尾巴，用干棉球擦拭。
等一会儿，待血管充盈后，酒精棉球擦拭后就可以进针了。
若血管还不充盈，可以反复用温水浸泡，切不可冒险注射，除非你手法很熟练，另当别论。
4. 小鼠尾部共有四条血管，一般认为左右的两条静脉比较容易注射，多采用这两条静脉进针。
一般要求进针部位靠近小鼠的尾端，这样若注射失败的话，还可以再向上选择进针点。
但是进针部位也不可以太靠下，因为越往下，静脉越细，操作越难，一般以小鼠尾巴下三分之一的位置比较好。
5. 最关键的就是进针了。
进针时操作者左手食指和拇指固定住小鼠的尾巴，让小鼠的尾巴在经过拇指后向下弯曲，进针点靠近拇指指甲。
针头和血管呈约30°角，针尖斜面朝上，轻轻挑刺入皮肤后针头立即和血管平行，一般情况下一次就可以进入血管，可以将针头刺入血管一大半，左右轻轻晃动针头，确定针头在血管内，就可以推注药液了，正常情况下，推注的过程应该没有明显阻力，血管也不会鼓起。
推液时动作宜轻柔，若发现血管鼓起，那是针头没有刺入血管，需立即拔出针头。
皮下注射给药
将药液推入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环的过程。
作皮下注射常选项背或大腿内侧的皮肤。
操作时，常规消毒注射部位皮肤，然后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。
拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。
注射量约为0.1～0.3ml/10g体重。
皮内注射给药
将药液注入皮肤的表皮河真皮之间，观察皮肤血管的通透性变化或皮内反应，接种、过敏实验等一般作皮内注射。
先将注射部位的被毛剪掉，局部常规消毒，左手拇指和食指按住皮肤使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连接4.5针头穿刺，针头进入皮肤浅层，再向上挑起并梢刺入，将药液注入皮内。
注射后皮肤出现一白色小皮丘，而皮肤上的毛孔极为明显。
注射量为0.1ml/次。
肌肉注射给药
小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。
当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。
操作时1人固定小鼠，另一人用左手抓住小鼠的1条后肢，右手拿注射器。
将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4，注入药液，用药量不超0.1ml/10g 体重。
静脉注射给药
将小鼠放在金属笼或鼠夹中，通过金属笼或鼠夹的孔拉出尾巴，用左手抓住小鼠尾巴中部。
小鼠的尾部有2条动脉和3条静脉，2条动脉分别在尾部的背侧面和腹侧面,3条静脉呈品字型分布，一般采用左右两恻的静脉.拔去沿尾部静脉走向的毛，置尾巴于45～50℃温水中浸泡几分钟或用75%酒精棉球反复擦拭尾部，以达到消毒和使尾部血管扩张及软化表皮角质的目的。
行尾部静脉注射时，以左手拇指和食指捏住鼠尾两恻，使静脉更为充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指夹住尾巴的末梢,右手持4号针头注射器，使针头与静脉平行(小于30°角)，从尾巴的下1/4处进针，开始注入药物时应缓慢，仔细观察，如果无阻力，无白色皮丘出现，说明已刺入血管，可正式注入药物。
有的实验需连日反复尾静脉注射给药，注射部位应尽可能从尾端开始，按次序向尾根部移动，更换血管位置注射给药。
注射量为0.05～0.1ml/10g体重。
拔出针头后，用拇指按住注射部位轻压1～2min，防止出血。
小鼠采血
1．剪尾采血
手拇指和食指从背部抓住小鼠颈部皮肤，将小鼠头朝下，小鼠保定后将其尾巴置于50°热水中浸泡数分钟，使尾部血管充盈。
擦干尾部，再用剪刀或刀片剪去尾尖1～2mm，用试管接流出的血液，同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后用棉球压迫止血并用6%液体火棉胶涂在伤口处止血。
每次采血量0.1ml。
2．摘除眼球采血
左手抓住小鼠颈部皮肤，轻压在实验台上，取侧卧位，左手食指尽量将小鼠眼周皮肤往颈后压，使眼球突出。
用眼科弯镊迅速夹去眼球，将鼠倒立，用器皿接住流出的血液。
采血完毕立即用纱布压迫止血。
每次采血量0.6～0.1ml。
3．心脏采血
小鼠仰卧位固定，剪去胸前区被毛，皮肤消毒后，用左手食指在左侧第3～4肋间触摸到心搏处，右手持带有4~5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当刺中心脏时，血液会自动进入注射器。
每次采血量0.5～0.6ml。
4．断头采血
动物医学论坛右手用剪刀剪断小鼠颈部约1/2～4/5，让血液流入试管。
此法可采血0.8～1.2ml。