植物组织培养实验报告
植物组织培养实验报告
植物组织培养实验报告学院：生命科学技术学院班级：11生物技术(制品)学号：**********姓名：**植物组织培养实验报告实验一植物组织培养母液的配制一、实验目的1.了解植物组织培养基本培养基的组分及其作用。
2.学习掌握植物组织培养MS培养基的配制方法。
二、实验原理培养基是植物组织培养中离体组织赖以生存和发育的条件。
大多数培养基的成分是有无机盐、有机化合物（碳源、维生素、肌醇、氨基酸等）、生长调节物质、水分和其他附加物等五大类物质组成。
无机盐类由大量元素和微量元素组成。
大量元素中，氮类化合物主要以硝酸类和铵类化合物的形式存在，但在培养基中多用硝酸类，也可以将硝酸类和铵类混合使用；磷和硫常用磷酸盐和硫酸盐来提供；钾是培养基中主要的阳离子；钙、钠、镁的需要量较少。
微量元素包括碘、锰、铜、锌、钴、铁。
培养基中的铁离子，大多数以螯合物的形式存在，即硫酸亚铁与乙二胺四乙酸二钠的混合。
有机化合物包括碳源、维生素、肌醇、氨基酸等。
培养中的植物组织和细胞的光合作用较弱，因此，需要在培养基中附加一些碳水化合物物来提供营养需要。
培养基中的碳水化合物通常为蔗糖。
蔗糖除了作为培养基的碳源和能源外，对维持培养基的渗透压也起着重要的作用。
在培养基中加入维生素有助于细胞的分裂和增长。
一般包括VB1、B6、烟酸、生物素、叶酸、泛酸钙、VC。
肌醇在糖类的相互转化、维生素和激素的利用等方面具有重要的催进作用。
常用的植物生长调节物质包括以下三类：①生长素类：吲哚乙酸（IAA）、萘乙酸（NAA）、二氯苯氧乙酸（2,4-D）②细胞分裂素：玉米素（ZT）6-苄基嘌呤（6-BA）和激动素（KT）。
③赤霉素：组织培养中使用的赤霉素只有一种，即赤霉酸（GA3）。
培养基中的其他附加物包括人工合成和天然的有机物附加物。
其中最为常见的为酵母提取物。
琼脂作为培养基的支持物，也是最常用的邮寄附加物，他可以是培养基呈固体状态，以利于组织和细胞的培养。
植物组织培养是否成功，在很大的程度上取决于培养基的选择之上。
组织培养实验报告
组织培养实验报告组织培养实验报告植物是大自然中最美丽的艺术品之一，而植物的生长和发育过程则是一个奇妙而复杂的过程。
为了更好地了解植物的生长规律和培养技术，我们进行了一项组织培养实验。
实验的目的是通过体外培养的方式，研究植物的生长和发育过程，探索植物组织培养技术的应用前景。
我们选择了茄子作为实验材料，因为茄子生长迅速，易于培养，并且在组织培养方面有一定的研究基础。
实验开始前，我们准备了一些必要的材料和设备，包括茄子种子、无菌培养基、培养瓶、显微镜等。
首先，我们将茄子种子进行消毒处理，以确保实验的无菌条件。
然后，将种子放置在无菌培养基上，通过培养瓶的密封，保持培养环境的湿度和温度。
在实验过程中，我们观察到了茄子的生长和发育过程。
最初，种子在培养基中发芽，并逐渐长出幼苗。
随着时间的推移，茄子幼苗逐渐长高，叶片也逐渐展开。
通过显微镜的观察，我们可以清晰地看到茄子的细胞结构和组织构成，这为我们深入研究植物的生长机制提供了便利。
在实验的后期，我们进行了一些处理，以探索不同因素对茄子生长的影响。
我们调整了培养基中的营养成分浓度，观察茄子生长的差异。
结果显示，适当增加培养基中的营养成分浓度可以促进茄子的生长速度和根系发育。
此外，我们还尝试了不同的光照条件和温度条件对茄子生长的影响。
实验结果表明，适宜的光照和温度条件对茄子的生长和发育有着重要的影响。
通过这次实验，我们不仅了解了植物的生长和发育过程，还掌握了一些植物组织培养的基本技术。
植物组织培养技术在农业生产和科学研究中具有广阔的应用前景。
通过培养出大量的植物组织和细胞，我们可以进行基因工程、病毒检测、新品种选育等研究工作，为农业生产的发展和改进提供有力的支持。
然而，植物组织培养技术也存在一些挑战和限制。
首先，培养过程中需要严格控制无菌条件，以防止细菌和真菌的污染。
其次，培养基的配方和培养条件的调整需要一定的经验和技巧。
最后，植物组织培养的成本较高，需要大量的设备和耗材支持。
植物器官培养实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 理解植物组织培养的基本原理和操作步骤。
2. 掌握无菌操作技术，包括消毒、接种等。
3. 学习植物器官培养的过程，包括愈伤组织的诱导、分化以及再生植株的形成。
4. 观察并分析植物器官培养过程中的各种现象，加深对植物生长发育机制的理解。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，通过无菌操作将植物器官、组织或细胞在人工控制的培养条件下进行培养，使其生长发育成完整的植株。
实验过程中，植物激素的添加和培养条件的调控对愈伤组织的形成和器官分化起着关键作用。
三、实验材料与试剂1. 实验材料：小麦种子、香蕉叶片、胡萝卜块根。
2. 试剂：70%乙醇、氯化汞、MS培养基、2,4-D、6-BA、蔗糖、琼脂等。
四、实验方法与步骤1. 无菌操作：将实验材料用70%乙醇和氯化汞消毒后，用无菌水冲洗干净，放置在超净工作台上进行接种。
2. 愈伤组织诱导：a. 将小麦种子接种于MS培养基中，添加2,4-D和6-BA，置于培养箱中培养。
b. 将香蕉叶片切成小块，接种于MS培养基中，添加2,4-D和6-BA，置于培养箱中培养。
c. 将胡萝卜块根切成小块，接种于MS培养基中，添加2,4-D和6-BA，置于培养箱中培养。
3. 愈伤组织分化：a. 当愈伤组织形成后，调整培养基中激素比例，诱导愈伤组织分化成根和芽。
b. 将分化出的芽和根接种于新的培养基中，继续培养。
4. 再生植株形成：a. 当芽和根生长到一定程度后，将其移植到土壤中，培养成完整的植株。
五、实验结果与分析1. 愈伤组织诱导：实验结果表明，在不同植物材料中，愈伤组织的诱导效果不同。
小麦种子和香蕉叶片的愈伤组织诱导效果较好，而胡萝卜块根的愈伤组织诱导效果较差。
2. 愈伤组织分化：在调整培养基中激素比例后，愈伤组织分化成根和芽。
小麦种子愈伤组织分化出较多的根和芽，香蕉叶片愈伤组织分化出较多的芽，而胡萝卜块根愈伤组织分化出的根和芽较少。
3. 再生植株形成：将分化出的芽和根移植到土壤中，大部分植株成功生长。
植物组织培养实验报告
摘要：以大豆子叶为外植体，在MS 培养基上附加不同浓度、不同种类的植物激素，以研究不同激素组合和不同浓度对大豆子叶愈伤诱导率的影响，并练习无菌操作。
实验结果显示第 2 组即 MS+6-BA〔2.0mg/L)+NAA(1.0mg/L)和第 3 组即 MS+KT〔0.5mg/L)+2,4-D(1.0mg/L) 培养基中愈伤组织诱导率较高，为较佳的愈伤组织诱导组合。
关键词：大豆；植物组织培养；无菌操作；愈伤组织1.1 实验材料：大豆子叶1.2 实验试剂与仪器〔1〕试剂： 75%酒精、MS 干粉、蔗糖、琼脂、植物生长调节剂〔NAA、2，4-D、KT、6-BA〕、无菌水、升汞、 NaOH 溶液〔2〕仪器：超菌净工作台、圆纸片、培养皿、封口膜、称量纸、千分之一天平、不锈钢杯子、移液枪、试管、高压灭菌锅、注射器、酒精灯、镊子、手术刀、搁置架、烧杯、电炉。
1.3 实验方法培养基的配制与灭菌1.3.1.1 配制培养基的准备阶段〔1〕准备 80 个培养试管及封口膜， 2 个小培养皿、 1 个大培养皿，用洗衣粉、自来水洗净，再用蒸馏水把每一个培养试管、润洗一下。
带晾干后将试管编号 1-80；〔2〕在称量纸上用百分之一天平分别称取 1.5g 琼脂 4 份， 7.5g 蔗糖 4 份，在烧杯里用千分之一天平上称取 1.185g MS 干粉 4 份〔烧杯不要清洗〕；〔3〕剪小圆纸片 40，均分在两个小培养皿小能从中自由取出为宜；剪大圆纸片10，均分在两个大培养皿中。
然后分别用报纸包好。
〔4〕把接种工具手术刀、镊子、剪刀等用报纸包好。
1.3.1.2 配制培养基〔1〕在装有 MS 干粉的烧杯中按下表参加植物生长调节剂实验所用的所有激素浓度均为 0.5mg/mL编号培养基配置激素的加样量(ml)6-BA N A A K T2,4-D1 23 4 MS+6-BA〔1.0mg/L)+NAA(0.5mg/L)MS+6-BA〔2.0mg/L)+NAA(1.0mg/L)MS+KT〔0.5mg/L)+2,4-D(1.0mg/L)MS+KT〔1.0mg/L)+2,4-D(2.0mg/L)0.51.00.250.50.250.50.51.0〔2〕用量筒量取250ml 〔稍多〕蒸馏水，取一个不锈钢杯子参加150ml 蒸馏水和称量好的琼脂，在电炉子加热沸腾 2min，再参加混合好的 MS 培养基 1 号和蔗糖，混合沸腾 2min，用剩余的蒸馏水定容至 250ml；〔3〕当温度降到 60℃摆布时，将溶液 pH 调至 5.8，普通加 4 滴 NaOH 溶液即可；〔4〕取编号 1-20 的培养试管，用大量注射器以每瓶 12.5ml 摆布培养基分装在培养试管中，用封口膜封口， 4 支一捆捆扎好。
植物组培实验报告
植物组培实验报告植物组培技术是指利用植物体细胞分裂和分化的能力，通过体外培养的方法，使其成为整株植物的过程。
该技术已经广泛应用于植物育种、遗传工程、植物繁殖等领域。
实验目的：本实验旨在研究植物组培技术对不同植物品种的影响，探究其在植物育种中的应用价值。
实验材料：本次实验选用了四种不同的植物品种，分别为玉米、小麦、水稻和大豆。
实验所需的试剂包括MS培养基、植物生长素、植物生长素和细胞分裂素等。
实验步骤：1.植物材料的准备将四种植物的种子经过消毒处理后，将其在无菌条件下播种在MS 培养基上。
2.植物细胞的分离将培养基上生长的植物幼苗取出，进行细胞分离。
将其放入含有植物生长素和细胞分裂素的液体培养基中，进行震荡培养。
3.植物组织的培养将分离出来的细胞放入含有植物生长素的液体培养基中，进行组织培养。
待组织生长出来后，再将其移植到含有植物生长素和细胞分裂素的液体培养基中，进行细胞分裂和分化。
4.植物的生长与繁殖将培养好的植物幼苗移植到含有适量营养物质的液体培养基中，进行生长。
当植物幼苗长大后，可以进行繁殖试验，检测组培植物在遗传性状上的变化。
实验结果：经过实验，我们发现不同植物品种对组培技术的适应性不同。
在四种植物品种中，水稻和大豆的组培效果最好，生长速度较快，成活率较高；而小麦的组培效果较差，生长速度较慢，成活率较低。
在遗传性状上，我们也发现组培植物与自然生长的植物有一定的差异，但并不影响其在植物育种中的应用。
结论：植物组培技术是一种高效、快速的植物育种方法。
通过本实验，我们发现植物品种对组培技术的适应性不同，需要根据具体品种加以调整。
虽然组培植物与自然生长的植物在遗传性状上存在差异，但并不影响其在植物育种中的应用。
植物组培技术的不断发展和完善，将会对植物育种和植物繁殖领域带来更多的变革。
某种植物组织实验报告
实验名称：植物组织培养技术一、实验目的1. 学习植物组织培养的基本原理和方法。
2. 掌握植物组织培养的步骤和操作技术。
3. 熟悉植物组织培养在植物育种、繁殖和遗传改良等方面的应用。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，通过体外培养、诱导分化等方法，使植物组织再生、发育成完整植株的过程。
该技术具有繁殖速度快、不受季节限制、育种周期短等优点，在植物育种、繁殖和遗传改良等方面具有广泛的应用。
三、实验材料与仪器1. 实验材料：番茄、胡萝卜、小麦等植物的外植体。
2. 实验仪器：超净工作台、高压蒸汽灭菌器、培养箱、移液器、解剖镜、剪刀、镊子等。
四、实验步骤1. 材料预处理（1）选取生长旺盛的植物外植体，如番茄、胡萝卜、小麦等。
（2）将外植体用70%酒精消毒30秒，然后用无菌水冲洗3-5次。
（3）将外植体放入75%酒精和5%次氯酸钠混合液中浸泡30分钟，再用无菌水冲洗3-5次。
（4）将外植体放入无菌滤纸中吸干水分。
2. 外植体培养（1）将外植体切成一定大小的块状，如番茄切成0.5cm×0.5cm的方块，胡萝卜切成0.3cm×0.3cm的方块，小麦切成0.2c m×0.2cm的方块。
（2）将外植体接种到含有不同激素比例的MS培养基上。
（3）将培养皿放入培养箱中，在适宜的温度和光照条件下培养。
3. 诱导分化（1）在培养基中添加不同浓度的生长素和细胞分裂素，诱导外植体分化。
（2）观察分化过程，记录分化类型和数量。
4. 再生与生根（1）将分化出的愈伤组织转移到生根培养基中。
（2）观察愈伤组织再生和生根情况。
（3）选择生长良好的植株移栽到土壤中。
五、实验结果与分析1. 材料预处理通过消毒处理，成功杀灭了外植体表面的细菌和真菌，保证了培养过程的无菌。
2. 外植体培养在不同激素比例的MS培养基上，番茄、胡萝卜、小麦等外植体均能成功生长。
3. 诱导分化通过添加不同浓度的生长素和细胞分裂素，成功诱导了番茄、胡萝卜、小麦等外植体的分化。
根部组织栽培实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 了解根部组织培养的基本原理和方法。
2. 掌握植物组织培养技术在植物繁殖中的应用。
3. 通过实验，观察并分析根部组织培养过程中各阶段的变化。
二、实验材料与设备1. 实验材料：- 植物材料：选取健康、生长旺盛的植物根段。
- 培养基：MS培养基、1/2MS培养基等。
- 植物激素：生长素、细胞分裂素等。
2. 实验设备：- 恒温培养箱- 超净工作台- 显微镜- 剪刀、镊子等实验工具三、实验方法1. 材料处理：- 将植物根段洗净，用70%酒精消毒30秒，再用无菌水冲洗3次。
- 将根段切成约1-2cm的段，置于无菌滤纸上晾干。
2. 培养基制备：- 配制MS培养基，加入适量的植物激素，调节pH值至5.8。
- 将培养基分装于培养皿中，高压灭菌。
3. 培养过程：- 将处理好的根段接种于培养基中。
- 将培养皿放入恒温培养箱中，保持适宜的温度和光照条件。
- 定期观察根段生长情况，记录实验数据。
4. 观察与分析：- 观察根段在培养过程中的生长、分化情况。
- 分析不同培养基、植物激素对根段生长的影响。
四、实验结果与分析1. 根部生长情况：- 经过一段时间培养，根段开始生长，出现白色芽点。
- 随着培养时间的延长，芽点逐渐增多，形成幼苗。
2. 植物激素对根部生长的影响：- 生长素对根段生长有促进作用，但过量使用会导致根段生长缓慢。
- 细胞分裂素对根段生长有抑制作用，但适量使用可以促进芽点的形成。
3. 不同培养基对根部生长的影响：- MS培养基对根段生长有较好的促进作用。
- 1/2MS培养基对根段生长的促进作用略低于MS培养基。
五、结论1. 本实验成功实现了植物根部组织培养，为植物繁殖提供了新的途径。
2. 植物激素和培养基对根段生长有显著影响，合理调节植物激素和培养基的组成，可以提高根部组织培养的成功率。
3. 本实验为植物组织培养技术在植物繁殖中的应用提供了有益的参考。
六、实验体会通过本次实验，我深刻认识到植物组织培养技术在植物繁殖中的重要作用。
侧芽组培实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 掌握植物组织培养的基本原理和操作技术。
2. 学习侧芽诱导、增殖和生根的实验方法。
3. 研究不同培养基配比对侧芽生长的影响。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，通过离体培养的方式，使植物细胞再生为完整植株的过程。
侧芽组培是植物组织培养的一种方法，通过诱导植物侧芽的生长和增殖，实现快速繁殖。
三、实验材料与仪器1. 实验材料：- 植物材料：选取具有较强侧芽生长能力的植物（如柑橘、葡萄等）。
- 试剂：植物激素（如吲哚乙酸、吲哚丁酸、细胞分裂素等）、抗生素、琼脂、蔗糖等。
- 容器：无菌培养皿、试管、剪刀、镊子等。
2. 实验仪器：- 紫外线消毒灯、超净工作台、恒温水浴锅、显微镜、酒精灯等。
四、实验方法1. 侧芽诱导：- 将植物材料表面消毒后，切取侧芽作为外植体。
- 将外植体接种到含有不同激素浓度的培养基上，进行诱导培养。
- 观察侧芽的生长情况，筛选出诱导效果较好的培养基。
2. 侧芽增殖：- 将诱导出的侧芽转移到含有不同激素浓度的增殖培养基上。
- 定期更换培养基，观察侧芽的增殖情况。
- 筛选出增殖效果较好的培养基。
3. 侧芽生根：- 将增殖后的侧芽转移到含有生根激素的培养基上。
- 观察侧芽的生根情况，筛选出生根效果较好的培养基。
4. 培养基配比：- 通过实验，研究不同激素浓度、培养基配方对侧芽生长的影响。
五、实验结果与分析1. 侧芽诱导：- 经过实验，我们发现吲哚丁酸（IBA）和细胞分裂素（CTK）对侧芽诱导效果较好，最佳浓度为1mg/L。
- 在此条件下，诱导出的侧芽生长速度快，形态正常。
2. 侧芽增殖：- 经过实验，我们发现吲哚乙酸（IAA）和细胞分裂素（CTK）对侧芽增殖效果较好，最佳浓度为0.5mg/L。
- 在此条件下，增殖后的侧芽数量较多，生长速度快。
3. 侧芽生根：- 经过实验，我们发现吲哚丁酸（IBA）对侧芽生根效果较好，最佳浓度为1mg/L。
- 在此条件下，生根后的侧芽根系发达，生长速度快。
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实验一母液的配置与保存
一、实验目的
通过配置MS培养基母液，掌握母液的配置和保存方法
二、实验原理
配置培养基时，为了使用方便和用量准确，通常采用母液法进行配置，即按培养基配方中各试剂的用量，扩大若干倍后再准确称量分别先配制成一系列的母液置于冰箱中保存，使用时按比例吸取母液进行稀释配置即可。
三、实验材料、试剂和仪器设备
1.试剂
NHNO,KNO ,KHPOCaCl?2HO ,MgSO?7HO,FeSO?7HO 43 324 ,224242
NaEDTA,MnSO?4HO,ZnSO?7HO,HBOKI,NaMoO?2HO 2-424233,242
CuSO?5HO,CoCl?6HO,肌醇，甘氨酸，盐酸硫胺素，盐酸吡哆醇， 4222
烟酸，蒸馏水
2.仪器设备
电子天平，烧杯(50ml、100ml、500ml、1000ml)量筒(1000ml、100ml、
25ml)，容量瓶(1000ml、500ml、100ml)，试剂瓶，玻璃棒数支，药芍，称量纸等。
四、实验步骤
1 大量元素母液的配制
先用量筒称量适当蒸馏水放入500ml烧杯中，按照配方表中用量依次分别称取:NHNO,KNO , KHPO MgSO?7HO, CaCl?2HO，待第一种化合物完全溶解后再43 324 ,4222
加入第二种化合物，当最后一种化合物完全溶解后，将溶液转移至500ml容量瓶中，用蒸馏水定容至500ml，然后转移至细口试剂瓶中，贴上标签，注明母液名
称，放大倍数，配制日期，配制人，并置于冰箱中保存备用。
2 微量元素母液的配制
按照配方表中用量用电子天平依次称取MnSO?4HO, ZnSO?7HO 4242HBO KI, NaMoO?2HO，CuSO?5HO, CoCl?6HO,按制备母液I的方法逐个溶33,2424222 解，转移至容量瓶中，然后定容至500ml，转入细口试剂瓶中，贴上标签，注明母液名称，放大倍数，配制日期，配制人，并置于冰箱中保存备用。
3铁盐母液的制备
把FeSO?7HO和NaEDTA分别置于适量蒸馏水中，加热搅拌使之完全溶解，保422-
持加热，把FeSO倒入NaEDTA溶液中并搅拌，接近沸腾时停止加热，冷却后调42-
PH到5.5，将溶液转移至500ml容量瓶中，用蒸馏水定容至500ml，转入细口试剂瓶中，用力振荡1,2min，贴上标签，注明母液名称，放大倍数，配制日期，配制人，并置于冰箱中保存备用。
4有机化合物母液的制备
按配方表中用量依次称取:维生素B, 烟酸, 甘氨酸，用蒸馏水溶解后定容后，转入细口试剂瓶中，贴上标签，注明母液名称，放大倍数，配制日期，配制人，并置于冰箱中保存备用。
5植物生长物质母液制备
NAA母液:准确称取10mg,用少量1mol/L NaOH溶解后加蒸馏水定容至100ml,即配制成0.1mg/ml的NAA母液，转入细口试剂瓶中，贴上标签，注明母液名称，放大倍数，配制日期，配制人，并置于冰箱中保存备用。
6–BA母液配制方法相似，浓度为2mg/ml。
五、试验结果分析及注意事项
配制母液时注意药品只能出不能进。
实验二培养基的制备与灭菌
一、实验目的
学习母液法配制培养基以及掌握培养基灭菌的方法
二、实验原理
组织培养所用的培养基含有植物生长所必需的各类营养物质，同时也是微生物繁殖的极好场所，因此必须对培养基灭菌处理，以确保无菌操作的顺利进行。
三、实验材料、试剂和仪器设备
1.试剂: 琼脂，蔗糖，蒸馏水，1mol/L NaOH,各类母液
2.仪器设备:电子天平，烧杯，量筒，移液管，玻璃棒，药芍，称量纸，PH试纸，锥形瓶瓶等。
实验步骤四、
1.将所需的各种母液按顺序放好，将洁净的各种玻璃器皿放在指定位置 2 .取50ml烧杯一个，将大量、有机、肌醇、镁盐，钙盐、按配方表中的用量依次称取
并倒入烧杯中。
3 .取 50ml烧杯一个，将微量和铁盐按配方表中的用量称取并倒入烧杯中。
4.取瓷盆一个，加入300ml蒸馏水，置于电磁炉上加热，称量琼脂6克，白砂糖 40 克，依次倒入瓷盆中，待琼脂和白砂糖完全溶解后，将称量好的所有母液倒入瓷盆中，用玻璃棒不断搅拌，并定容至 1 L。
5 .用1mol/L NaOH调PH 至 5.8
6. 把培养基分装到广口瓶中，用牛皮纸包扎好，待灭菌。
7.培养基灭菌
五、试验结果分析及注意事项
配制培养基前先大致估计一下药品数量，不够时提前配制。
培养基灭菌时注意要放干净冷空气。
实验三无菌植株的建立
一、实验目的
通过实验，初步掌握外植体材料消毒及在超净工作台上接种的方法与注意事项二、实验原理
植物细胞具有全能型，其外植体接种在无菌的人工培养基上，能长成完整的无菌植株。
三、实验材料、试剂和仪器设备
超净工作台、培养基，大号镊子，剪刀，酒精灯，喷雾器
四、实验步骤
1.准备打开超净工作台，用紫外灯烧2h,关闭紫外灯，将灭菌溶液，无菌水，豌豆，大烧杯等放入超净工作台，在台上点燃2个酒精灯。
2.灭菌在超净工作台上取经浸泡处理的豌豆，先用84消毒液摇晃清洗清洗3次，每次5分钟，后用0.5%HgCI摇晃清洗，处理2次，每次5分钟。
后用无菌水摇晃清洗3次。
3.接种将灭菌处理好的材料在超净工作台上用镊子靠近酒精灯的外焰放入倾斜的锥形瓶杯中，每个瓶内装5粒豌豆，接种过程中锥形瓶应一直保持倾斜，直到接种完毕盖上棉塞。
4.接种完毕后，用棉线绑好用铅笔标上制作人编号。
五、试验结果分析及注意事项
注意事项: 做本次实验时在豌豆灭菌时注意升汞、酒精灭菌时间应严格注意，过长会对种子活性造成影响
实验图片见图1。
实验四豌豆根、茎、叶愈伤组织的建立一、实验目的
通过诱导豌豆根、茎、叶形成愈伤组织学习愈伤组织的建立方法二、实验原理
细胞全能性，已经分化的植物细胞在适宜条件下可脱分化形成愈伤组织。
三、实验材料、试剂和仪器设备
超净工作台、无菌豌豆苗、培养基、剪刀、喷雾器
四、实验步骤
准备歩骤同实验三
接种在超净工作台外用酒精将装无菌豌豆苗的锥形内灭菌。
用灭菌后的弯头剪刀分别剪取长势良好，无病菌污染的豌豆的根、茎、叶每个锥形内各接一种，每种接3瓶。
标记将接种好的锥形瓶标记，根为R,叶L,茎S。
标记好后放置在暗处。
五、试验结果及注意事项
注意事项 1、接种根时注意取接近根尖但不能直接是根尖部分
2、接种时总体为接种材料大小越少越好，越有利于愈伤组织的形成
3、接种时可以适当按压材料使之更有利于愈伤组织的形成。
实验结
果见图2
图一
刚接种时
1.5个月后图2
图2。