1 药理实验基本操作
药理学实验基本知识
四 实 验 报 告 的 书 写
药理学实验报告 姓名： 班级： 组别： 日期： 实验题目： 实验目的： 实验对象： 实验步骤： 实验结果： 分析与讨论： 结论：
五
殊情况下，需要请假。
实验室规则
1 遵守学习纪律，准时上下课。实验期间不得借故外出或早退，特 2 必须认真地进行实验操作、观察实验结果。实验期间要保持安 静，
五 动物的取血方法（限小鼠和家兔）
家兔耳缘静脉采血
拔去耳缘被毛，用灯泡照射加热耳朵或75%酒精涂擦局部，使静 脉扩张，再用石蜡油涂擦耳缘，防止血液凝固。耳受热之后用小血管 夹夹紧耳根部，用粗号针头逆静脉回流方向刺破静脉或用刀片切开静 脉，血液可自动流出，一般可采血2ml~3ml。取血后棉球压迫止血。 家兔耳中央动脉采血
不得进行任何与实验无关的活动。
3 实验数据及实验纪录，必须经过教师审核，否则不能结束实验。
4 各组的仪器、用品，由本组使用，不得与别组调换，以免5 爱护公共财物，注意节约各种实验用品。实验动物按组发给，如
需要补充使用，须经教师同意之后才能补领。
6 保持实验室清洁整齐，随时清除污物。实验完毕后，应将实验器
将家兔被部固定，剪去左侧胸部相当于心脏部位的被毛，用碘酒和 酒精消毒皮肤，选择心脏跳动最明显处穿刺。一般由胸骨左缘外3mm处 刺入兔的第三肋间隙。穿刺时，最好用左手触诊心脏，以作配合。当针 头接近心脏时，就会感到心脏的跳动。这是需将针头再向里穿刺，便可 进入心室。由于心脏的搏动，血液会自然进入注射器。如认为针头已经 进入心脏，但抽不出血液，可将针头稍微退出或进入一点。 一般来讲， 心脏采血经6~7天后，可以重复进行。采血量大约20ml~30ml。
表1 在离心场中沉降生物颗粒所需的重力和时间的比较
药理学实验的基本知识
大鼠、豚鼠、兔、猫等的腹腔注射皆可参
照小鼠腹腔注射法。但应注意家兔与猫在 腹白线两侧注射（应在离腹白线约1cm处进 针）。
3．肌肉注射法
小鼠、大鼠、豚鼠肌肉注射 一般因肌肉少， 不作肌肉注射，如需要时，可将动物固定 后，一手拉直动物左或右侧后肢，将针头 刺入后肢大腿外侧肌肉内，
小鼠一侧药液注射少于0.4ml，针头选用5～ 7号。
三、药理学实验课的要求
实验前 仔细阅读本课程和有关课程的讲义，了解
实验的目的、要求、步骤和操作程序。 结合实验内容复习有关理论。
（二）实验时
保持实验室的整齐、清洁，保持实验室安静，不 要高声谈笑，不得进行与实验无关的活动。
爱护公共财物,各组仪器和器材由各组使用
按照实验步骤，认真操作，注意保护实验动物和 标本，节省实验器材和药品。
选择一根最为充盈的血管，右手持4号针头使其与 尾部呈30度角刺入静脉，针头在静脉内平行推进 少许，左手三指连针头和鼠尾一起捏住固定，以 防动物活动时针头脱出。回抽见血，且推动药液 无阻力、并可见沿静脉血管出现一条白线说明针 头在血管内，可注药
。如遇到阻力较大，局部发白变硬时，说明针头 不在静脉内，需拔出针头重新穿刺。注射完毕后 拔出针头，轻按注射部止血。一般选择尾两侧静 脉，针刺宜从尾尖端开始，渐向尾根部移动，以 备反复应用。
兔一般选用耳缘静脉，狗由前肢或后肢皮 下静脉注射。
一般兔与猫可注入空气10～20ml；狗需注入 70～150ml空气。
3.心脏取血法：
用粗针头一次针刺心脏大量抽取血液，可 致动物死亡。此法常用于豚鼠、猴等
4.大量放血法：
大鼠可采取摘除眼球，由眼眶动脉放血致 死。断头、切开股动脉亦可使其大量失血 而死。家兔可在麻醉情况下，由颈动脉放 血，并轻轻挤压胸部，尽可能使之大量放 血致死。
药理学实验
针对药理学有关知识内容与实验课的要求，拟开设以下几个方面的实验：实验一:药理学实验的基本知识及基本技能训练（4学时）实验目的与要求：通过实验使学生掌握药理实验有关的动物选择、应用、捉拿、给药、采血等基本知识及基本技能的训练。
要点：一、常用动物捉持方法⑴小鼠捉持⑵家兔捉持二、常用动物给药方法⑴小鼠灌胃——；皮下注射——；腹腔注射——；肌肉注射——；尾静脉注射——；⑵家兔灌胃——；耳缘静脉给药——；三、常用动物取血方法⑴小鼠后眼眶静脉丛取血——用拇指和食,中指捏住鼠颈部,利用捏紧的压力,使静脉丛淤血.将一特制硬玻璃吸管(约长15cm,前端拉成管壁略厚的毛细管),从内眼角插入眼睑和眼球之间,轻轻香眼底方向移动，并略加捻转，血即自然顺便玻璃管流出。
⑵眼眶动脉、静脉取血——左手抓住小鼠，拇指和食指尽量将头部皮肤捏紧，使眼球突出，用无钩弯镊将眼球摘除，将鼠倒置，血即流出1. 小鼠捉持法以右手捉小鼠尾，将小鼠放于粗糙面上，向后轻拉小鼠尾部，使小鼠固定于粗糙面上。
用左手的拇指、食指和中指捏住小鼠两耳及头部皮肤，无名指、小指和掌心夹住背部皮肤和尾部，使头部朝上，颈部拉直但不宜过紧，以免窒息（见图1—1）。
另一种捉持方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴，后用手掌及小指和无名指夹住其尾部，再以拇指及食指抓住两耳和头部皮肤（见图1—2）。
前者易学，后者便与快速捉拿给药。
图1—1 小鼠的捉拿方法1 图1—2 小鼠的捉拿方法22. 小鼠灌胃以左手捉持小鼠，头部朝上，使其头颈充分拉直。
右手拿起装有灌胃针头的注射器，自口角插入口腔，再从舌面紧沿上腭进入食道（见图1—3）如插入正确，灌胃针头容易进入，如遇阻力，可能插入气管，应退出再插。
灌胃液最多不超过0.1ml 。
图1—3 小鼠的灌胃法 图1—4 小鼠的皮下注射法 3. 小鼠皮下注射将小鼠至于铁丝网上，左手抓住小鼠，以拇指扣食指捏起背部皮肤，右手持注射器刺入背部皮下注射药液。
药理实验课件1
②确定组数、计算各组剂量： 组数（G）：5-8 组 各组剂量：各组剂量要按等比级数排列，按 下列公式求出公比r:
按公比求各组剂量：D1，D2，D3，D4，D5，
……，Dm
其中D1=Dn=最小剂量，D2=D1·r，D3 =D2·r ，……Dm =D n-1· r ③配制等比稀释溶液：要求各小鼠给药容积 一样，0.1ml/10g∽0.2ml/10g，按下列公式计 算浓度：
⑶ 豚鼠：因其对组胺敏感，并易于致敏，故常被 选用于抗过敏药、平喘药和抗组胺药的实验。也常用 于离体心脏、心房、肠管实验。又因它对结核敏感， 常用于抗结核病药的实验。 ⑷ 家兔：常用于观察研究脑电生理作用，药物对 小肠的作用。由于家兔体温变化敏感，也常用于体温 实验，用于热原检查。 ⑸ 狗：狗是记录血压，呼吸最常用的大动物。还 可利用狗做成胃瘘、肠瘘，以观察药物对胃肠蠕动和 分泌的影响。在进行慢性毒性实验时，也常采用狗。
实验三 药物的协同作用和拮抗作用
［目的］ 观察激动剂与拮抗剂之间的相互作用 ［材料］ 兔子１只，0.05%硫酸阿托品注射液,0.1%盐 酸肾上腺素注液,0.2%硝酸毛果芸香碱注射液
［方法］ １、取兔放于兔固定箱内固定，避免阳光直射 眼睛，用毛剪剪去兔两眼睫毛，然后用瞳孔量 尺测量瞳孔大小，连续三次，取平均值。 ２、在兔左眼滴入０.2%毛果芸香碱3滴，滴药 时用姆指和食指将下眼睑提起,使成囊状,再用 中指压住鼻泪管开口处,防止药液流入鼻泪管而 不起作用，再用右手滴入药液。15分钟后再测 量瞳孔大小，连续三次，取平均值，并进行比 较。
6.动物的处死：大、小鼠通常用颈椎脱臼法 处死。
实验二 不同给药途径对药物作用的影响
一、实验目的 1.观察不同给药途径对同一药物的作用速度、 强度的影响； 2.观察同一药物从不同途径进入机体可产生 不同的作用。 二、实验材料 注射器、针头、小鼠灌胃针头、 烧杯、普通天平、硫酸镁溶液
药理实验方法学
药理实验方法学药理学是研究药物在生物体内作用机理和药效学的科学。
药理实验方法学是药理学的基础，是药理学实验研究的方法和技术的总称。
药理实验方法学的研究对于揭示药物的作用机制、药效学、毒理学等具有重要意义。
下面将介绍一些常见的药理实验方法学。
首先，药理学实验的基本方法之一是体外实验方法。
体外实验是指在体外环境中进行的实验，常用的体外实验方法包括离体器官实验、细胞培养实验等。
离体器官实验是将动物的器官取出后放置在适当的培养液中进行实验，通过观察器官的生理功能变化来研究药物的作用机制。
细胞培养实验是将动物组织中的细胞进行离体培养，然后进行药物的作用研究。
体外实验方法可以减少动物的使用，同时也可以更好地控制实验条件，是药理学研究中常用的方法之一。
其次，药理学实验的另一种方法是体内实验方法。
体内实验是指在活体动物体内进行的实验，常用的体内实验方法包括动物实验、药物代谢实验等。
动物实验是将药物通过不同的给药途径给予实验动物，然后观察动物的生理、病理变化，从而研究药物的药效学和毒理学。
药物代谢实验是研究药物在体内的代谢过程，通过检测药物及其代谢产物在体内的浓度变化来研究药物的代谢途径和代谢动力学。
体内实验方法可以更好地模拟药物在生物体内的作用过程，是药理学研究中不可或缺的方法。
此外，药理学实验还可以采用计算机辅助实验方法。
随着计算机技术的发展，计算机辅助实验方法在药理学研究中得到了广泛应用。
计算机辅助实验方法包括药物分子模拟、药效动力学模拟等。
药物分子模拟是利用计算机对药物分子进行模拟，从而研究药物与受体的结合方式和作用机制。
药效动力学模拟是通过建立药物在体内的动力学模型，模拟药物在体内的代谢和排泄过程。
计算机辅助实验方法可以更好地理解药物的作用机制和药效学特性，为药物研发提供重要的参考。
总之，药理实验方法学是药理学研究的基础，不同的实验方法可以相互补充，共同揭示药物的作用机制和药效学特性。
随着科学技术的不断发展，药理实验方法学也在不断创新和完善，为药物研发和临床应用提供了有力支持。
药理学实验的基本知识
大鼠皮下注射
注射部位可在背部或后肢外侧皮下，操作 时轻轻提起注射部位皮肤，将注射针头刺 入皮下后推注药液。 一次注射量不超过1ml/100g体重。
2．腹腔注射法
（1）小鼠腹腔注射 左手固定动物，使腹部向上，头呈低位。 右手持注射器，在小鼠下腹部腹白线稍向 左或右的位置，从下腹部朝头方向刺入皮 肤，针头到达皮下后， 沿皮下向前推进3～ 5mm，然后使注射器针头与皮肤呈45°角刺 入腹膜。 针头刺入腹膜后感抵抗力消失， 此时在保持针头不动的状态下回抽针栓， 如无回血或尿液，则可推入药液。 一次可注射量为0.1～0.2ml/10g体重。
双色涂染法是采用两种颜色同时进行染色标记的 方法。双色法色法可标记100位以内的号码。 例如用苦味酸（黄色）染色标记作为个位数，用 品红（红色）染色标记作为十位数。个位数的染 色标记方法同单色涂染法；十位数的染色标记方 法参照单色涂染法， 即左前肢为10号、左侧腹部20号、左后肢30号、 头部4 0号、背部50号、尾根部60号、右前肢70号、 右侧腹部80号、右后肢90号，第100号不作染色标 记。 比如标记第12号实验动物，在其左前肢涂染品红 （红色），在其左侧腹部涂上苦味酸（黄色）即 可。
实验报告的书写
每次实验，均要求写出实验报告。实验报 告应注意文字简练，通顺，书写清楚，整 洁，正确使用标点符号。
动物实验的基本操作技术
实验动物是指人工饲养，对其携带的微生 物实行控制，遗传背景明确或者来源清楚 的动物。 这些个体具有较好的遗传均一性、对外来 刺激的敏感性和较好的重复性。
动物的抓取
大鼠的抓取固定方法
大鼠的抓取斯基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖 性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指， 抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
实验一 药理实验基础知识
实验一药理实验基础知识一、目的1.掌握基本操作，锻炼动手、动脑能力；2.更好地掌握药理学基本理论知识；3.培养科学思维二、基本要求1.实验前：预习实验内容并复习相关理论知识；2.实验时⑴实验器材要妥善保管；⑵实验操作按步骤进行，仔细观察实验中出现的现象，实事求是地做好记录；⑶注意节约实验药品；⑷维持良好的课堂纪律。
3.实验后⑴各组同学将实验动物处死，实验台擦干净，将实验方盘送回准备室；⑵值日生搞好实验室卫生，将死亡动物送至指定场所；⑶书写实验报告。
三、实验报告的书写1.题目2.目的3.原理4.材料：实验动物，器材，药品5.方法：用自己的语言简单扼要描述出来；6.结果：要求真实、清楚；7.讨论：将实验结果进行比较、分析；实验中有哪些不足之处；结果异常或失败的原因；8.结论：将实验结果进行归纳总结，应带有提示性质。
四、实验设计基本原则1.随机原则使每一实验对象都有同等的机会抽到实验组或对照组中，除处理因素外其他因素尽可能均衡一致，从而抵消非实验因素的影响。
2.对照原则⑴组间对照：阴性对照，阳性对照，同因素不同水平对照；⑵自身前后对照3.重复原则五、实验动物1.动物的选择⑴小白鼠：适用于需大量动物的实验，如某些药物的筛选，半数致死量的测定。
也较适用于避孕药实验、抗炎镇痛药实验、中枢神经系统药实验、抗肿瘤药及抗衰老药实验等。
⑵大白鼠：比较适用于抗炎药物实验，血压测定、利胆、利尿药实验，也可用于进行亚急性和慢性毒性实验。
⑶豚鼠：因其对组胺敏感，并易于致敏，故常被选用于抗过敏药、平喘药和抗组胺药的实验。
也常用于离体心脏、心房、肠管实验。
又因它对结核敏感，常用于抗结核病药的实验。
⑷家兔：常用于观察研究脑电生理作用，药物对小肠的作用。
由于家兔体温变化敏感，也常用于体温实验，用于热原检查。
⑸狗：狗是记录血压，呼吸最常用的大动物。
还可利用狗做成胃瘘、肠瘘，以观察药物对胃肠蠕动和分泌的影响。
在进行慢性毒性实验时，也常采用狗。
药理学实验一
药理学实验
北京城市学院 梁启明
药理实验课要求
一、实验前要求 二、实验中要求遵守实验室规则 三、实验报告的要求
实验一 动物实验的基本知识和技术、 影响药物作用的因素
一、观看录像
动物实验的基本知识和技术
二、影响药物作用的因素
药物方面：
理性质 给药途径
机体方面：
（一） 药物的理化性质对药物作用的影响
可编辑
【实验目的】
观察可溶性钡盐与不可溶性钡盐引起的药物作用。
【实验材料】
动物：小鼠； 药物：5%硫酸钡溶液、5%氯化钡溶液、中性红 器材：台式天平、小鼠笼、注射器、针头
【实验方法】
每组2只小鼠，称重，染料标记，观察正常活动。 计算药量（0.2ml/10g），分别腹腔注射相应药物。 药后放回鼠笼，观察出现的反应。
【实验结果】
编号 体重（g） 药物
1
硫酸钡
2
氯化钡
药量（ml） 药后反应
（二） 不同给药途径对药物作用的影响
【实验目的】
观察不同给药途径对硫酸镁作用的影响
【实验材料】
动物：小鼠； 药物：15%硫酸镁溶液、中性红染料 器材：台式天平、鼠笼、注射器、针头、灌胃针头
【实验方法】
每组2只小鼠，称重，染料标记，观察正常活动。 计算药量（0.2ml/10g），1只小鼠灌胃给予药物， 另外1只腹腔注射药物。
药后放回鼠笼，观察出现的反应。
【实验结果】
编号 体重（g） 给药途径 药量（ml） 药后反应
1
灌胃
2
腹腔注射
可编辑
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1
实验1 药理实验基本操作
一、 试验报告的撰写
实验报告要求结构完整、条理分明、用词规范、详略得当。
内容包含：试验题目、试验目的、实验原理、试验材料、试验方法、实验结果、讨论、结
论、注意事项。
二、 药理学实验设计的三大原则
重复、随机、对照。
三、 注射器的使用方法
试验目的：掌握注射器的使用方法
试验材料：
器材：注射器 1 ml、2 ml、5 ml；针头：4号、5号、6号。一般小鼠皮下、腹腔、肌肉
注射用5.0-6号针头，静脉注射用4.5号或5号针头，口服灌胃用12号针头；大鼠与兔子用
16号针头。
药品：生理盐水
试验方法：
1、 安装针头：选择适宜号数的针头，安装在针管的管嘴上，拧紧，要求针尖斜面与针管
刻度面一致。
2、 吸取药液：将针尖浸入药液中，左手持针管，右手提抽针芯，缓慢吸取药液至需要量。
3、 排尽气泡：将吸入药液的注射器垂直向上，先抽一下针芯，使针头内的药液进入针管，
并使针管内的空气汇集在药液上面，然后轻轻推动针芯，使空气自针头排出，直至溢出药液
为止。若遇小气泡不易排出时，可再抽入空气少许，使该微量气泡汇合于抽入的空气中，然
后一并排出（注意：避免将针头朝着自己或他人，防止液体喷射到人身上）。
4、 持注射器：
（1） 用右手拇、中二指持注射器（针管的刻度面朝上以便观察注入的药液量）。食指
固定在针头与针管接头处；进针后，用食指夹住针管，拇指推动针芯注药。
（2） 用右手拇、中二指持注射器（针管的刻度面朝上以便观察注入的药液量）。无名
指固定在针头和针管接头处，食指推动针芯注药。
注意事项：
1、 选择适宜的注射器及针头；
2、 按接针头时须旋转90度；
3、 针头斜面与针管刻度面一致；
4、 排尽气泡；
5、 注射器针头按接处需用食指或无名指固定；
2
6、 注射器用后须洗净，以防药液污染；
四、 实验动物简介
1. 常用种类：小鼠、大鼠、地鼠、豚鼠、兔、猫、犬、猴和鸡，青蛙、蟾蜍，猴和猩猩
等实验动物。
① 青蛙和蟾蜍易饲养，一般用其心脏，观察药物对心脏的作用；其坐骨神经腓肠肌标
本可观察药物对周围神经、横纹肌或神经肌肉接头的作用，用于局麻药和肌松药的研究；
② 小鼠，最常用，易大量繁殖，适用于需要大量动物的试验，如半数致死量和药物的
初步筛选试验；
③ 大鼠，可用于不便用小鼠进行的试验，如血压试验；大鼠对炎症比较敏感，可用于
观察药物的抗炎作用。大鼠无胆囊，便于通过胆管收集胆汁；大鼠也是新药进行长期毒性试
验的常规动物；
④ 豚鼠，用于筛选平喘药和抗组胺药，抗结核药。
⑤ 新西兰兔，兔子的皮肤对刺激物的反应接近人，适用于观察药物对皮肤的局部作用；
成年雌兔常用于避孕药研究；作用于心脏、血压、呼吸的药物，以及解热药和热源检查。
⑥ 猫，血压试验等；
⑦ 犬，适于慢性试验，新药临床前毒性试验，犬和猫对呕吐反应很灵敏，常用于观察
药物的致吐和镇吐作用。
⑧ 猴和猩猩，高级动物，接近于人类。常用于观察药物对行为的影响。新药临床前安
全性评价也需要使用猴。
2. 我国将实验动物按照微生物控制进行等级分类：
① 一级动物（普通动物，CV）：是实验动物中微生物控制要求最低的动物。外观健康，未见
异常，在开放系统内饲养和繁殖。空气未经净化，动物本身所携带的微生物状况不明确，仅
要求不能带有人畜共患的和导致动物烈性传染病的病原体。
比如市场买入的家鸽、猫等动物。
② 二级动物（清洁动物，CL）：在半屏障系统或屏障系统内饲养和繁殖。 不带有动物传染病
病原体，如小鼠肝炎病毒等。国外没有这个级别的动物。
比如试验用新西兰兔和豚鼠等。
③ 三级动物，即无特定病原体动物（SPF）：在屏障系统或系统内饲养和繁殖，经检验无特殊
病原菌，无传染病的健康实验动物。SPF级动物来源于无菌动物或剖宫产动物，饲养于屏障
系统中，体内及环境中都不存在致病性的微生物和寄生虫，属于健康无病的动物。
现在大鼠和小鼠的常用动物都需要SPF级。
④ 四级动物（无菌动物，GF）：在隔离系统内饲养和繁殖。体内外均无任何微生物和寄生虫。
无菌动物来源于无菌剖宫产，然后将幼仔转移到绝对屏障系统——隔离器中，经人工哺育或
无菌动物代乳饲养而成。
一般研究肿瘤药物，要用到这个级别的动物。
3
还有一种为悉生动物，也是在隔离系统内饲养，人为地将指定的微生物投入无菌动物体内
形成的。级别位于三级和四级之间。
五、 常用动物的捉拿及给药方法
（一） 小白鼠
1、 捉拿法：用右手提起鼠尾，放于粗糙物（如鼠笼）面上，并向后拉，趁小鼠用力抓住
粗糙面力图向前逃跑时，以左手拇指和中指捏住其两耳及头部皮肤，翻转鼠体，使腹部向上
平卧于掌心内，用无名指和小指压住鼠尾而将小鼠完全固定于手中。
2、 给药法
（1） 灌胃：将小鼠固定后，使口部向上，将颈部拉直，使口腔与食管呈一条直线，右
手持小鼠灌胃针，自口角插入口腔内，沿上颚后壁轻轻插入食管内，如插入无阻力、动物安
静、无呼吸异常、口唇发钳等现象即可注入药液（若遇阻力，可抽出再插，避免穿破食管或
误入气管内而致死亡）。
灌胃体积：0.1-0.2 ml/10 g，每只最大量不超过1.0 ml。
（2）皮下注射：通常选择背部皮下注射，操作时左手拇指和食指轻轻拉起背部皮肤，右
手持注射针水平刺入皮下，针尖向左右摆动，易摆动说明针尖确实已经刺入皮下，然后注射
药液。拔针时旋转出针，以手捏住针刺部位，防治药液外漏。
注射体积：0.1-0.3 ml/10 g。
（3） 腹腔注射：左手捉拿动物，将腹部朝上，右手拿注射器，针头刺入方向与腹部呈
45度角，一般由左右下腹部刺入。为避免刺破内脏，可将小鼠头部放低，使脏器移向横隔处，
勿刺入肝或膀胱。当针头刺入腹腔有空虚感时即可给药液。
注射体积： 0.2 ml/10 g，每只最大量不超过1.0 ml。
（4） 性别辨认：雌性小鼠：肛门与生殖器距离近，有阴道；
雄性小鼠肛门与生殖器距离远，有睾丸。大鼠和新西兰兔性别辨认同小鼠。
（二） 大白鼠
1.大鼠灌胃
大鼠灌胃是最常见的给药方法之一。灌胃所用的针头可以从市场上购买，操作方法和小鼠
灌胃大同小异，只是由于大鼠体积较大，抓大鼠的手法和小鼠有所不同。
大鼠灌胃是在清醒状态下进行的，不需要麻醉。大鼠的灌胃针长约6～8 cm，直径约1.2 mm。
大鼠灌胃时，右手持灌胃注射器，左手拇指和食中二指相对，抓住大鼠颈部皮肤，使大鼠
的头部和颈部及躯干呈一直线，不需要固定大鼠的尾巴，就可以实施灌胃操作了，其余的操
作均和小鼠一样。
大鼠一般灌胃量为0.5-1.0 ml/100g体重，因此一般大鼠灌入2 ml是可以的。
2.大鼠腹腔注射
腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。
大鼠腹腔注射的方法和小鼠基本相同。
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大鼠腹腔注射可以用5 ml的注射器，配合5.5～7号针头。
腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴，另外三个手指抓住大鼠
的颈部，使大鼠的头部向下。这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤
大肠、小肠等器官。进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。
尤其是对于体重较小的大鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从
腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并
轻微旋转针头，防止漏液。
大鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10 ml/kg。
（三） 新西兰兔
1、 耳静脉注射：耳外缘血管为静脉，中央的血管为动脉。
去毛后可使血管看的更清晰。
左手中指和无名指放在耳下将兔耳垫起，拇指按住耳缘部分，右手持注射器，针头水平经
皮下并沿皮下向前推进少许，再刺入血管；
回抽针管有回血，同时注射时无阻力或无发生局部皮肤发白隆起现象，说明针头在血管内
即可注射。
注射完毕后，压住针眼，拔出针头，并继续压迫数分钟以防出血。
注射量一般不超过2.0 ml/kg。
2、 兔灌胃给药：需两人合作
助手就做将兔子躯体夹于两腿之间，左手紧握双耳、固定头部，右手抓住双前肢、固定前
身。
术者将开口器横放在兔子的上下颌之间，固定于舌头之上，然后把导管经开口器中的小孔，
沿上颚壁慢慢插入食管15-18cm；
导管外口端置于一杯清水中，若无气泡溢出说明确已插入食管，此时可用注射器注入药液，
然后用少许清水冲洗导管。
灌胃完毕，应先捏闭导管外口，拔出导管，再取出开口器。
给药量通常为10 ml/kg。