1 药理实验基本操作
药理学实验指导
药理学实验指导（供自学助考班用）实验一药理学实验基础知识与常用动物捉拿、给药【目的】1、学习药理学实验基础知识；2、掌握药理学实验常用动物捉拿、给药方法。
【器材】1ml、5ml、20ml注射器，大、小鼠灌胃针头，4号、6号注射针头，250ml烧杯、鼠笼(或铁丝笼)，天平秤、砝码。
【药品】0.9%生理盐水。
【动物】小白鼠、大鼠、家兔。
【内容】一、实验动物的捉拿方法1、蛙和蟾蜍左手握持蛙或蟾蜍，食指和中指夹住左前肢，拇指压住右前肢；右手将双下肢拉直，左手无名指及小指将其压住而固定。
此法用于淋巴囊注射。
毁脑和毁脊髓则用左手食指和中指夹持蛙或蟾蜍的头部，拇指和无名指小指握持双下肢，右手持刺针进行操作。
2、小白鼠可采取双手法和单手法两种形式。
双手法：右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
此时迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
单手法：小白鼠置于笼盖上，先用左手食指与拇指抓住鼠尾，手掌尺侧及小指夹住尾根部，然后用左手拇指与食指捏住颈部皮肤。
3、大白鼠大白鼠容易激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套或用厚布盖住大鼠，先用右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住背部和腹部。
不要用力过大，切勿捏其颈部，以免窒息致死。
4、家兔用左手抓住颈背部皮肤(抓的面积越大，其吃重点越分散)。
将兔提起，以左手托住其臀部，使兔呈坐位。
二、实验动物的给药途径与方法1、小白鼠给药途径与方法灌胃(ig)：左手固定小鼠，右手持灌胃器，灌胃针头自口角进入口腔，紧贴上腭插入食道。
如遇阻力，将灌胃针头抽回重插，以防损伤。
常用灌胃量为0.1～0.2ml/10g。
皮下注射(ih)：可用腹部、背部、腹股沟的皮下，此处皮肤比较松弛，也可由助手协助。
注药量一般为0.1～0.2ml/10g。
肌肉注射(im)：一人抓住小鼠头部皮肤和尾巴，另一人持连4号针头的注射器，将针头刺入后腿外侧肌肉。
药理学实验基本操作实验报告
药理学实验基本操作实验报告实验名称：药理学实验基本操作实验目的：通过学习药理学实验基本操作，掌握常用的药理学实验设计、实验操作、数据分析和实验结果的解释等方面的知识，提高实验操作技能。
实验内容：1. 药效学实验：构建药效学曲线和计算药效学参数。
2. 毒性学实验：测定毒剂的毒性。
3. 药代动力学实验：测定药物吸收、分布、代谢和排泄等动力学参数。
4. 药物作用机制实验：测定药物在体内的受体作用、酶促反应和细胞信号转导等方面的作用机制。
实验步骤：1. 药效学实验：选定药物和实验动物，将药物以不同剂量注射或口服给实验动物，记录实验动物的反应和症状等数据，以此构建药效学曲线，并根据曲线计算药效学参数。
2. 毒性学实验：选定毒剂和实验动物，将毒剂以不同剂量注射或口服给实验动物，记录实验动物的反应和症状等数据，以此测定毒剂的毒性。
3. 药代动力学实验：选定药物和实验动物，将药物以不同途径给实验动物，收集实验动物的血液、尿液、粪便等样本，测定药物的浓度并绘制药代动力学曲线，根据曲线计算药物的吸收、分布、代谢和排泄等动力学参数。
4. 药物作用机制实验：选定药物和实验动物，将药物以不同途径给实验动物，通过生化学、免疫学、分子生物学等技术手段测定药物的作用机制，如受体结合、酶促反应和细胞信号转导等方面的作用机制。
实验结果：1. 药效学实验：根据药效学曲线计算药效学参数，如EC50、ED50、TD50等。
2. 毒性学实验：根据实验动物的反应和症状等数据，测定毒剂的毒性，并评估毒剂的安全性。
3. 药代动力学实验：根据药代动力学曲线计算药物的吸收、分布、代谢和排泄等动力学参数，如AUC、t1/2、Cl等。
4. 药物作用机制实验：测定药物在体内的受体作用、酶促反应和细胞信号转导等方面的作用机制，以揭示药物的作用方式和作用机理。
实验结论：通过药理学实验基本操作的学习和实验操作的实践，掌握了常用的药理学实验设计、实验操作、数据分析和实验结果的解释等方面的知识和技能，有助于提高实验操作技能并深入了解药物的药效学、毒性学、药代动力学和作用机制等方面的知识。
药理学实验
药理学实验一药理学实验基础及基本技能训练【实验目的】熟悉注射器、灌胃针头的构造、规格和主要用途。
学会正确使用注射器及灌胃针头；学常用实验动物的捉持和给药方法；学会实验动物给药量的计算。
【实验对象】小白鼠【实验器材】注射器、灌胃针头、鼠笼、棉签。
【实验药品】生理盐水、碘伏。
【实验步骤】1．多媒体示教实验动物的捉持及给药方法：（实验原理1）（1）捉持法用右手提起鼠尾，将其放于粗糙面（如鼠笼）上。
右手向后拉鼠尾，使其固定在粗糙面上。
此时应趁其不备迅速用左手拇指和食指捏住小鼠双耳及头颈部皮肤。
然后，翻转小鼠使其腹部向上平卧于掌心中，用无名指和小指压住鼠尾并固定于手中（2）给药法①灌胃法（ig）：左手捉持小鼠，头部向上，颈部拉直。
右手持配有灌胃针头的注射器，自口角插入口腔，与食管成一直线，然后沿上颚轻轻插入食管，如插入无阻力、小鼠无挣扎、呼吸无异常、口唇无发绀等现象，即可注入药液。
若遇阻力，应退回重插，以免插入气管引起小鼠死亡。
药液量一般为0.1～0.3ml/10g体重，每只不超过0.5ml （图1）。
②腹腔注射法（ip）：左手捉持小鼠，右手持注射器（选用5或6号注射针头），与腹壁呈45°角，自下腹部一侧向头端刺入腹腔。
进针时角度不宜太小，部位不能太高，刺入不能太深，否则会损伤内脏。
药液量一般为0.1～0.2ml/10g体重，每只不超过0.5ml（图2）。
③皮下注射法（sc）：可两人合作，一人用左手捏住小鼠头部皮肤、右手拉住鼠尾固定小鼠；另一人左手捏起小鼠背部皮肤，右手持注射器，将针头刺入背部皮下注入药液。
也可单人操作，按前法捉持小鼠，右手持注射器，针头沿右侧肋缘上穿入皮下，向前推至右前肢腋下部位，推入药液即可。
药液量一般为0.05～0.2ml/10g体重，每只不超过0.3ml。
④肌内注射法（im）：两人合作，一人固定小鼠，另一人将注射器针头刺入小鼠后肢外侧肌肉内注入药液。
药液量每腿不超过0.1ml。
药理学常见实验操作方法
药理学常见实验操作方法药理学是研究药物在生物体内的活性、代谢、毒性和药物与生物体之间的相互作用等问题的学科。
药理学实验是药理学研究的重要手段，通过实验可以研究药物的药效、药代动力学、药物的药理作用和机制等方面的问题。
下面将介绍一些药理学常见的实验操作方法。
1. 细胞培养实验：细胞培养实验是研究药物对细胞的作用的一种常见的药理学实验方法。
首先需要选择合适的细胞系进行培养，如癌细胞、原代细胞等。
接下来，将药物加入到细胞培养基中，观察药物对细胞的影响，如细胞的增殖、凋亡、分化等。
可以使用细胞形态学方法、免疫组化、蛋白质分析等技术手段来评估药物对细胞的影响。
2. 动物实验：动物实验是研究药物在整个生物体内的药效和毒性的重要手段。
常见的动物实验包括药物的急性毒性实验、慢性毒性实验、药物代谢动力学实验、药效学实验等。
首先需要选择合适的动物模型，如小鼠、大鼠、猴子等。
然后，将药物给予动物进行观察和检测，如观察动物的行为、记录动物的生理指标、取动物组织样本进行药物浓度测定等。
3. 体外药物解剖学实验：体外解剖学实验是研究药物在体内分布、转化和代谢的重要手段。
常见的体外实验包括药物的分配实验、药物代谢实验、药物排泄实验等。
该实验通过收集和分析体内样本（如血液、尿液、组织）中的药物浓度以及代谢产物的浓度来评估药物在体内的代谢和排泄情况。
使用的方法包括液相色谱质谱联用技术、高效液相色谱技术、放射性同位素标记技术等。
4. 离体器官实验：离体器官实验是研究药物在特定器官上的药理作用的一种常见实验方法。
常见的离体器官实验包括离体心脏实验、离体肠段实验、离体骨骼肌实验等。
该实验将动物的某个器官取出，放置在体外培养液中，然后加入药物进行实验。
通过记录器官的生理活动的变化来评估药物对该器官的作用。
以上是药理学常见的一些实验操作方法，这些实验方法可以帮助研究人员深入了解药物的药理学特性和作用机制。
当然，在进行这些实验时，也需要遵守实验操作规范，保护实验动物的权益，确保实验结果的准确性和可靠性。
药理学实验基本操作实验报告
药理学实验基本操作实验报告
药理学实验基本操作实验报告一般包括以下内容：1.实验目的：明确本次实验的目的，指导实验过程，并为实验结果的解释提供依据。
2.实验原理：简要介绍所使用的药物、试剂、设备的原理及其作用方式，说明实验的基本原理和理论依据，有助于理解实验结果。
3.实验设计：描述实验的设计，包括所用实验动物、实验药物、实验时间、实验方法等，以及为验证实验假设而需要采取的对照组等措施。
4.实验过程：详细描述实验过程，包括操作步骤、所用药物试剂的浓度、使用时间和方法、测量数据等记录。
5.数据分析：对实验数据进行分析和处理，包括对每组实验数据的统计分析、图表制作和结果解释，分析实验结果是否支持实验假设。
6.结论：总结和描述实验结果，包括对实验假设的支持或否定，实验结果的影响，并讨论实验结果可能涉及的问题和未来研究方向。
7.实验结论的评价：对实验结果的可靠性、实验方法的合理性和操作难度等方面进行评价。
药理实验1
目的:比较不同给药途径对等剂量尼可刹米作用的影响 原理:大剂量的尼可刹米可兴奋脊髓，引起动物惊厥甚 至死亡。给药途径不同，吸收速度有差别，药物反应 的潜伏期和程度亦有差别。 动物：小鼠6只，体重（20±2）g 器材：鼠笼、天平、注射器（1ml）、针头（5号）、小 鼠灌胃器 药品：20g/l尼可刹米溶液 方法步骤:取小鼠6只，随机分为3组，每组2只，称重编 号后，分别采用灌胃、皮下注射和腹腔注射给药，给 药剂量均为4mg/10g（按0.2ml/10g给药）。
结果:记录给药时间，动物反应及潜伏期（从给药 到首次出现惊厥的时间间隔），将试验结果填入 表内。
表1 不同给药途径对尼可刹米作用的影响
鼠号 1 2 3
尼可刹米 剂量
给药 途径ຫໍສະໝຸດ 作用潜伏期 （min）动物反应
讨论题：结合实验结果说明不同给药途径对尼可刹米作用的影响？ 注意事项：给小鼠灌胃，一定掌握要领，注意不要刺破食管和胃 壁。
药理学实验基本操作方法
药理学实验基本操作方法药理学实验基本操作方法是指在药理学研究中进行药物活性、毒性、代谢及药效评价等方面的实验操作方法。
下面将详细介绍药理学实验的基本操作方法。
1. 药物制备：首先需要准备所需的药物溶液。
根据实验需要，药物可以是天然的、合成的或者已经商业化的。
药物溶液的配制方法包括溶于溶剂中、配制不同浓度的药物溶液等。
药物在实验前需要进行精确称量，确保药物剂量的准确性。
2. 动物实验模型：选择合适的动物模型是进行药理学实验的关键。
常用的动物模型包括小鼠、大鼠、猪、猴等。
通过选用适合的动物模型可以更好地模拟人体的生理和病理状态，从而评价药物的疗效和安全性。
在动物实验前，需要进行动物的饲养和培养。
3. 药物给药方式：药物给药方式的选择取决于药物的性质和实验的目的。
常用的给药方式包括经口给药、静脉注射、皮下注射、直肠给药等。
给药时需要注意用药剂量、次数和给药时间的准确控制。
4. 临床观察和测量指标：在药理学实验中，需要对动物进行临床观察和测量，以评价药物的药效和毒性。
常见的观察指标包括体温、心率、呼吸频率、血压等。
另外，还可以通过采集血液、尿液等样本，进行对药物代谢、药物浓度的测定。
5. 数据处理和统计分析：药理学实验结束后，需要对实验数据进行处理和统计分析。
数据处理通常包括数据整理、计算药物的半数抑制浓度（IC50）、最大效应等指标，绘制药效曲线等。
统计分析可以通过方差分析、t检验、相关性分析等方法进行。
6. 实验设备消毒和废弃物处理：在药理学实验过程中，需要定期对实验设备进行消毒，以防止交叉感染。
实验结束后，需要按照相关规定安全处理药物残余和废弃物，确保实验环境的安全和卫生。
总结起来，药理学实验的基本操作包括药物制备、动物实验模型选择、药物给药方式、临床观察和测量指标、数据处理和统计分析以及实验设备消毒和废弃物处理。
这些基本操作方法是进行药理学实验的基础，通过合理的操作方法可以提高实验的准确性和可靠性，为药物的研发和临床应用提供科学依据。
药理学实验一常用实验动物的实验基本操作
实验一常用实验动物的实验基本操作实验目的：掌握动物实验的基本操作一、实验动物的选择及捉拿固定（一）实验动物的选择1．小白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？小白鼠性情温顺，易于捕捉，胆小怕惊，对外来刺激敏感。
它胃容量小，不耐饥渴，随时采食。
在机能学实验中常选用该动物。
故适用于大量的实验动物，如：某些药物的筛选实验、半数致死量（LD50）测定、药效比较、毒性实验、妊娠期 20 天左右，常用于避孕药实验及抗癌药实验。
2．大白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？大白鼠性情温顺，行动迟缓，易于捕捉，但受惊吓或粗暴操作时，会紧张不安甚至攻击人。
大鼠嗅觉发达，对外界刺激敏感，抵抗力较强。
大鼠无胆囊，肾单位表浅，肝再生能力强。
大鼠的血压反应比兔稳定，可用它作血压实验，也可用于慢性实验、抗炎、降脂、利胆、子宫实验及心血管系统的实验。
药典规定该动物为催产素效价测定及药品指控中升压物质检查指定动物。
3．家兔生物学特征是什么？主要用于哪些实验？家兔属于草食性动物，性情温顺但群居性差，听觉、嗅觉十分灵敏，胆小易惊，具夜行性和嗜睡性。
它主要利用呼吸散热维持体温平衡，耐冷不耐热，厌湿喜干。
家兔广泛应用于医学研究中。
由于兔耳血管丰富，耳静脉表浅，易暴露，是静脉给药及采血的最佳部位。
兔的减压神经在颈部与迷走交感神经分开走行而自成一束，常用于研究减压神经与心血管活动的关系。
家兔的体温调节较稳定，反应灵敏，常用于发热研究和热源试验，是药品质控中热源检查的指定动物。
家兔对组织胺不敏感，不发生呕吐，因此不适用于组织胺过敏性休克、催吐和镇吐药物的研究。
（二）实验动物的捉拿固定正确的捉拿固定动物是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，保证实验顺利进行。
1、如何正确捉拿及固定小白鼠？小鼠性情温顺，一般不会主动咬人，但取用时动作也要轻缓。
抓取时先用右手提起鼠尾，放在鼠笼盖上或易攀抓的粗糟面上，将鼠尾向后轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糟面，迅速用左手拇指及食指沿其背向前捏住两耳和头颈部皮肤，将小鼠尾巴夹在无名指、小指和手掌之间。
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实验1 药理实验基本操作一、药理学实验注意事项安全、值日。
二、试验报告的撰写实验报告要求结构完整、条理分明、用词规范、详略得当。
内容包含：试验题目、试验目的、实验原理、试验材料、试验方法、实验结果、讨论、结论、注意事项。
三、药理学实验设计的三大原则重复、随机、对照。
四、药理学实验常用动物简介1.常用种类：小鼠、大鼠、地鼠、豚鼠、兔、猫、犬、猴和鸡，青蛙、蟾蜍，猴和猩猩等实验动物。
①青蛙和蟾蜍易饲养，一般用其心脏，观察药物对心脏的作用；其坐骨神经腓肠肌标本可观察药物对周围神经、横纹肌或神经肌肉接头的作用，用于局麻药和肌松药的研究；②小鼠，最常用，易大量繁殖，适用于需要大量动物的试验，如半数致死量和药物的初步筛选试验；③大鼠，可用于不便用小鼠进行的试验，如血压试验；大鼠对炎症比较敏感，可用于观察药物的抗炎作用。
大鼠无胆囊，便于通过胆管收集胆汁；大鼠也是新药进行长期毒性试验的常规动物；④豚鼠，用于筛选平喘药和抗组胺药，抗结核药；也常用于药物主动过敏性和被动过敏性试验研究。
⑤新西兰兔，兔子的皮肤对刺激物的反应接近人，适用于观察药物对皮肤的局部作用；成年雌兔常用于避孕药研究；作用于心脏、血压、呼吸的药物，以及解热药和热源检查；眼用药物的药效学和药动学研究。
⑥猫，血压试验和止咳药物的药效和机制研究等；⑦犬，适于慢性试验，新药临床前毒性试验，犬和猫对呕吐反应很灵敏，常用于观察药物的致吐和镇吐作用。
犬也是新药进行长期毒性试验的常规动物；⑧猴和猩猩，高级动物，接近于人类。
常用于观察药物对行为的影响。
新药临床前安全性评价也需要使用猴。
2.我国将实验动物按照微生物控制进行等级分类①一级动物（普通动物，CV）：是实验动物中微生物控制要求最低的动物。
外观健康，未见异常，在开放系统内饲养和繁殖。
空气未经净化，动物本身所携带的微生物状况不明确，仅要求不能带有人畜共患的和导致动物烈性传染病的病原体。
比如市场买入的家鸽、猫等动物。
②二级动物（清洁动物，CL）：在半屏障系统或屏障系统内饲养和繁殖。
不带有动物传染病病原体，如小鼠肝炎病毒等。
国外没有这个级别的动物。
比如试验用新西兰兔和豚鼠等。
③三级动物，即无特定病原体动物（SPF）：在屏障系统或系统内饲养和繁殖，经检验无特殊病原菌，无传染病的健康实验动物。
SPF级动物来源于无菌动物或剖宫产动物，饲养于屏障系统中，体内及环境中都不存在致病性的微生物和寄生虫，属于健康无病的动物。
现在大鼠和小鼠的常用动物都需要SPF级。
④四级动物（无菌动物，GF）：在隔离系统内饲养和繁殖。
体内外均无任何微生物和寄生虫。
无菌动物来源于无菌剖宫产，然后将幼仔转移到绝对屏障系统——隔离器中，经人工哺育或无菌动物代乳饲养而成。
一般研究肿瘤药物，要用到这个级别的动物。
还有一种为悉生动物，也是在隔离系统内饲养，人为地将指定的微生物投入无菌动物体内形成的。
级别位于三级和四级之间。
五、基本操作1.注射器的使用方法器材：注射器 1 ml、2 ml、5 ml；针头：4号、5号、6号。
一般小鼠皮下、腹腔、肌肉注射用5.0-6号针头，静脉注射用4.5号或5号针头，口服灌胃用12号针头；大鼠与兔子用16号针头。
药品：生理盐水试验方法：①安装针头：选择适宜号数的针头，安装在针管的管嘴上，拧紧，要求针尖斜面与针管刻度面一致。
②吸取药液：将针尖浸入药液中，左手持针管，右手提抽针芯，缓慢吸取药液至需要量。
③排尽气泡：将吸入药液的注射器垂直向上，先抽一下针芯，使针头内的药液进入针管，并使针管内的空气汇集在药液上面，然后轻轻推动针芯，使空气自针头排出，直至溢出药液为止。
若遇小气泡不易排出时，可再抽入空气少许，使该微量气泡汇合于抽入的空气中，然后一并排出（注意：避免将针头朝着自己或他人，防止液体喷射到人身上）。
④持注射器：用右手拇、中二指持注射器（针管的刻度面朝上以便观察注入的药液量）。
食指固定在针头与针管接头处；进针后，用食指夹住针管，拇指推动针芯注药。
用右手拇、中二指持注射器（针管的刻度面朝上以便观察注入的药液量）。
无名指固定在针头和针管接头处，食指推动针芯注药。
⑤注意事项：选择适宜的注射器及针头；按接针头时须旋转90度；针头斜面与针管刻度面一致；排尽气泡；注射器针头按接处需用食指或无名指固定；注射器用后须洗净，以防药液污染；2.常用动物的捉拿及给药方法（1）性别辨认：雌性小鼠：肛门与生殖器距离近，有阴道；雄性小鼠肛门与生殖器距离远，有睾丸。
大鼠和新西兰兔性别辨认同小鼠。
（2）动物的标记（3）小白鼠第一、捉拿法：用右手提起鼠尾，放于粗糙物（如鼠笼）面上，并向后拉，趁小鼠用力抓住粗糙面力图向前逃跑时，以左手拇指和中指捏住其两耳及头部皮肤，食指拉住头部皮肤，翻转鼠体，使腹部向上平卧于掌心内，用无名指和小指压住鼠尾而将小鼠完全固定于手中。
或者拇指和食指控制右前肢和头部，其余各指抓住腹部固定。
第二、灌胃给药法：将小鼠固定后，使口部向上，将颈部拉直，使口腔与食管呈一条直线，右手持小鼠灌胃针，自口角插入口腔内，沿上颚后壁轻轻插入食管内，如插入无阻力、动物安静、无呼吸异常、口唇发钳等现象即可注入药液（若遇阻力，可抽出再插，避免穿破食管或误入气管内而致死亡）。
进针长度为灌胃针的二分之一到三分之一。
灌胃体积：0.1-0.2 ml/10 g，每只最大量不超过1.0 ml。
第三、皮下注射：通常选择背部皮下注射，操作时左手拇指和食指轻轻拉起背部皮肤，右手持注射针水平刺入皮下，针尖向左右摆动，易摆动说明针尖确实已经刺入皮下，然后注射药液。
拔针时旋转出针，以手捏住针刺部位，防治药液外漏。
注射体积：0.1-0.3 ml/10 g。
第四、腹腔注射：左手捉拿动物，将腹部朝上，右手拿注射器，针头刺入方向与腹部呈45度角，一般由左右下腹部刺入（大腿根部连线和横膈肌之间）。
为避免刺破内脏，可将小鼠头部放低，使脏器移向横隔处，勿刺入肝或膀胱。
当针头刺入腹腔有空虚感时即可给药液。
注射体积： 0.2 ml/10 g，每只最大量不超过1.0 ml。
（4）大白鼠第一、灌胃大鼠灌胃是最常见的给药方法之一。
灌胃所用的针头可以从市场上购买，操作方法和小鼠灌胃大同小异，只是由于大鼠体积较大，抓大鼠的手法和小鼠有所不同。
大鼠灌胃是在清醒状态下进行的，不需要麻醉。
大鼠的灌胃针长约6～8 cm，直径约1.2 mm。
大鼠灌胃时，右手持灌胃注射器，左手拇指和食中二指相对，抓住大鼠颈部皮肤，使大鼠的头部和颈部及躯干呈一直线，不需要固定大鼠的尾巴，就可以实施灌胃操作了，其余的操作均和小鼠一样。
大鼠一般灌胃量为0.5-1.0 ml/100g体重，因此一般大鼠灌入2 ml是可以的。
第二、腹腔注射腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。
常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。
大鼠腹腔注射的方法和小鼠基本相同。
大鼠腹腔注射可以用5 ml的注射器，配合5.5～7号针头。
腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴，另外三个手指抓住大鼠的颈部，使大鼠的头部向下。
这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。
进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。
尤其是对于体重较小的大鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。
大鼠腹腔注射的给药容积一般为0.5～10 ml/100 g。
（5）新西兰兔第一、耳静脉注射：耳外缘血管为静脉，中央的血管为动脉。
去毛后可使血管看的更清晰。
左手中指和无名指放在耳下将兔耳垫起，拇指按住耳缘部分，右手持注射器，针头水平经皮下并沿皮下向前推进少许，再刺入血管；回抽针管有回血，同时注射时无阻力或无发生局部皮肤发白隆起现象，说明针头在血管内即可注射。
注射完毕后，压住针眼，拔出针头，并继续压迫数分钟以防出血。
注射量一般不超过2.0 ml/kg。
第二、灌胃给药：需两人合作助手就做将兔子躯体夹于两腿之间，左手紧握双耳、固定头部，右手抓住双前肢、固定前身。
术者将开口器横放在兔子的上下颌之间，固定于舌头之上，然后把导管经开口器中的小孔，沿上颚壁慢慢插入食管15-18 cm；导管外口端置于一杯清水中，若无气泡溢出说明确已插入食管，此时可用注射器注入药液，然后用少许清水冲洗导管。
灌胃完毕，应先捏闭导管外口，拔出导管，再取出开口器。
给药量通常为10 ml/kg。
3. 动物的处死方法第一，颈椎脱臼法：是大、小鼠最常用的处死方法。
用拇指和食指用力往下按住鼠头，另一只手抓住鼠尾，用力稍向后上方一拉，使之颈椎脱日，造成脊髓与脑髓断离，动物立即死亡。
第二，空气栓塞处死：主要用于大动物的处死，用注射器将空气急速注入静脉，可使动物致死。
空气进入血管，确实能引起气体栓塞，但要视进入气体量的多少而定。
如空气量小，可分散到肺泡毛细血管，与血红蛋白结合。
或弥散至肺泡，随呼吸排出体外，因而不造成损害。
但进入空气量大且比较迅速，则由于心脏的搏动，将空气和心腔内的血液搅拌形成大量泡沫，当心收缩时不被排出或阻塞肺动脉可导致猝死。
一般兔与猫可注入10～20 ml空气。
狗可注入70～150 ml空气。
第三，急性大失血法：用粗针头一次采取大量心脏血液，可使动物致死。
豚鼠与猴等皆可采用此法。
鼠可采用动、静脉大量放血致死。
狗和猴等在麻醉状态下，暴露出动物的颈动脉，在两端用止血钳夹住，插入套管，然后放松近心端的钳子，轻轻压迫胸部，尽可能大量放血致死。
狗也可采用股动脉放血法处死。
硫喷妥钠 20～30 mg／kg静脉注射，狗则很快入睡，然后暴露股三角区，用利刀在股三角区作一个约10 cm的横切口，将股动、静脉全部切断，立即喷出血液，用一块湿纱布不断擦去股动脉切口处的血液和凝块，同时不断用自来水冲洗流血，使股动脉切口保持通畅，动物3～5 min内可致死。
第四，吸入麻醉致死法：应用乙醚吸入麻醉的方法处死。
大、小鼠在20～30 s陷人麻醉状态，3～5 min死亡。
应用此法处死豚鼠时，其肺部和脑会发生小出血点，在病理解剖时应予注意。
第五，注射麻醉法：应用戊巴比妥钠注射麻*醉致死。
豚鼠可用其麻*醉剂量3倍以上剂量腹腔注射。
猫可采用本药麻醉量的2～3倍药量静脉注射或腹腔内注射。
兔可用本药80～100 ml/kg的剂量急速注入耳缘静脉内。
狗可用本药100 mg／kg静脉注射。
第六，其它方法：大、小鼠还可采用击打法、断头法、二氧化碳吸入法致死。
具体操作为右手抓住鼠尾提起动物，用力摔击鼠头部，动物痉挛致死，或用小木锤用力击打头部致死。
用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉，由于剪断了脑脊髓，同时大量失血，动物很快死亡。
目前国外多采用断头器断头，将动物的颈部放在断头器的铡刀处，慢放下刀柄接触到动物后，用力按下刀柄，将头和身体完全分离，这时有血液喷出，要多加注意。