毒理实验基本操作
毒理学动物实验基本操作
毒理学动物实验基本操作一，实验目的1.了解动物实验是毒理学研究的重要手段之一2.掌握小鼠动物实验的基本操作二，实验器材电子称，小鼠固定器，注射器，灌胃针，棉签，镊子，生理盐水，苦味酸。
三，实验内容1.实验动物（小鼠、大鼠）性别鉴定：性别鉴定依据：性器官与肛门的距离2.实验动物抓取和固定。
3.大鼠和小鼠的称重和编号标记方法大鼠均为250g 编号方法如图所示：实验动物基本信息如下表：编号性别类别体重/g13 雌小鼠22.6327 雄小鼠23.9256 雌小鼠22.787 雄大鼠250.0018 雌大鼠250.00124 雄大鼠250.00179 雄大鼠250.004 .大鼠和小鼠的灌胃给药方法：灌胃时灌胃针按在注射器上，吸入药液。
左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，沿咽喉壁徐徐插入食道。
动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。
常用灌胃量：小鼠0.2ml，大鼠1ml。
5. 小鼠腹腔注射给药：左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左下腹部刺入皮下，使针头向前推0.5~1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液。
6. 小鼠尾静脉注射给药：操作时，应将小鼠头部用棉手套盖住，用酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头与尾部平行的角度进针，开始注射时少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，便可进行注射。
7. 处死方法（股动脉放血）：各组留取全血5 ml备用（15 ml离心管，加抗凝剂）方法是：将老鼠固定于固定架上，剪开腹股沟处皮肤，即可看到股静脉，剪开此静脉用15ml离心管采血即可。
大鼠可采8ml血。
8. 处死方法（颈椎脱臼）方法是：右手抓住鼠尾用力向后拉，同时左手拇指与食指用力按住鼠头，鼠便立即死亡。
9.解剖，识别以下脏器：胸腺、心、肝、脾、肺、肾、肾上腺、睾丸、附睾或子宫、卵巢，并称重，计算各脏器的脏器系数：胸腺、心、肝、脾、肺、肾、肾上腺、睾丸、附睾或子宫、卵巢。
潮州消毒剂毒理实验方法
潮州消毒剂毒理实验方法一、实验目的本实验旨在评估潮州消毒剂的毒理学性质，包括急性毒性、皮肤刺激、眼刺激、致突变性等方面的测试，为该消毒剂的安全使用提供科学依据。
二、实验材料1. 潮州消毒剂样品2. 实验动物：小鼠、大鼠、豚鼠等（根据实验需求选择）3. 实验设备：生理盐水、注射器、皮肤刺激试验装置、眼刺激试验装置等三、实验方法1. 急性毒性试验（1）按照消毒剂使用说明，配置不同浓度的潮州消毒剂溶液。
（2）选取健康成年实验动物，按照体重随机分为若干组。
（3）通过腹腔注射或口服给药途径，给予不同浓度的潮州消毒剂溶液。
（4）观察并记录动物的中毒表现和死亡情况，计算半数致死量（LD50）和最小致死量（MLD）。
2. 皮肤刺激试验（1）选取健康成年实验动物，随机分为对照组和试验组。
（2）在动物背部皮肤上涂抹生理盐水和潮州消毒剂样品。
（3）观察并记录皮肤刺激反应，如红斑、水肿、糜烂等。
（4）根据刺激反应的严重程度和发生率，评估潮州消毒剂的皮肤刺激性质。
3. 眼刺激试验（1）选取健康成年实验动物，随机分为对照组和试验组。
（2）将潮州消毒剂样品滴入动物的眼结膜囊内。
（3）观察并记录动物的眼部刺激反应，如结膜水肿、充血、糜烂等。
（4）根据刺激反应的严重程度和发生率，评估潮州消毒剂的眼刺激性质。
4. 致突变性试验（1）选取经过基因突变筛选的实验动物品系。
（2）按照消毒剂使用说明，配置不同浓度的潮州消毒剂溶液。
（3）通过灌胃、腹腔注射等途径给予实验动物不同浓度的潮州消毒剂溶液。
（4）观察并记录动物的生育情况、存活率、突变率等指标。
环境毒理学(董国日)05-1环境毒理学常用实验方法
皮肤接触
将受试物涂抹在动物皮肤 上，观察其对皮肤的影响 。
吸入暴露
使动物吸入受试物，模拟 人类在环境中的暴露方式 。
实验结果评价
观察临床症状
观察动物的行为、生理和生化指标的变化， 判断受试物对动物的毒性作用。
体重和生长速率
监测动物体重和生长速率的变化，评估受试 物对动物生长的影响。
脏器重量和病理学检查
如激素水平、酶活性等，用于评估 生理功能。
03
02
生长发育指标
如体重、身长、器官发育等，用于 评估发育状况。
行为学指标
如学习记忆、运动能力等，用于评 估行为表现。
04
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CATALOGUE
致突变和致癌实验
实验动物选择
哺乳动物
如小鼠、大鼠、豚鼠等，是研究致突变和致癌作用 的主要动物模型。
鸟类
如鸡、鸭等，常用于研究环境致癌物的致癌作用。
昆虫
如果蝇、蚕等，常用于研究致突变作用。
实验方法选择
体内实验
通过将受试物直接或间接给予动物，观察其致突变和致癌作 用。
体外实验
利用离体细胞或组织进行实验，如细胞培养、染色体畸变分 析等。
实验结果评价
观察指标
包括突变率、肿瘤发生率、病理学改变等。
数据处理
对实验数据进行统计分析，比较不同组之间的差 异。
实验方法选择
母体-胎盘暴露法
通过给母体注射或喂食有毒物质，观察对胎 儿发育的影响。
全身暴露法
将动物暴露于有毒物质的环境中，观察其对 生殖和发育的影响。
胚胎暴露法
将胚胎直接暴露于有毒物质中，观察对胚胎 发育的影响。
实验结果评价
01
生殖能力指标
毒理学基础实验指导
毒理学基础实验指导
以下是一份关于毒理学基础实验的指导：
实验目的：了解常见的毒物对生物体的毒性影响。
实验材料：
1. 实验动物（例如小鼠、大鼠或离体组织）
2. 各种毒物（例如重金属盐、农药、有机溶剂等）
3. 实验室常用设备和试剂（例如试管、移液器、显微镜）
实验步骤：
1. 实验前应先准备好实验动物，确保动物健康且体重相近。
2. 将动物随机分组，每组注射不同浓度的毒物。
3. 观察实验动物的行为和生理状况，记录脱毛、体重下降、活动能力减退等现象。
4. 按照实验动物的生理时间表，定期进行采血样本和组织标本收集。
5. 使用合适的实验方法和仪器，对采集的样本进行毒性指标的分析，例如血液生化指标、组织病理学检查等。
6. 对实验结果进行统计学分析，以评估不同浓度毒物对动物的毒性影响。
7. 根据实验结果，给出毒物的毒性分类，并评估不同剂量的毒物引起的毒性反应。
注意事项：
1. 所使用的毒物应具备相应的安全证书，并按照实验室安全操作规程进行操作。
2. 在实验过程中，需格外注意动物的福利和保护，遵守实验伦理规范。
3. 实验结束后，对实验动物和实验室环境进行适当的处理，确保没有潜在的危害。
以上是一份毒理学基础实验的指导，具体实验操作和流程应根据实际需要进行调整和规范。
环境毒理学实验教案
青海大学生态环境工程学院环境毒理学实验报告科目：环境毒理学姓名：田成龙学号：1200602036实验一动物试验的一般操作技术一、目的与要求毒理学的许多试验研究，主要通过动物实验来进行。
而实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。
因此，毒理学实验工作者必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，这是保证试验工作成功的基本条件之一。
本实验要求掌握动物的捉拿、固定、麻醉、编号、采血、处死方法和解剖检查。
二、实验内容和方法（一）实验动物的捉拿和固定方法1、小鼠：捉拿时先用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，在其向前爬行时，右手向后拉尾，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤，将其固定于左手手心中，拉直四肢并用左手无名指压紧尾和后肢，右手即可作注射或其他实验操作。
取尾血及尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属或木制的固定器上。
2、大鼠：大鼠抓取方法基本同小鼠，抓大鼠时若操作者不熟练，或者大鼠特别凶猛，操作者最好戴上防护手套(帆布或硬皮质均可)。
如若是灌胃、腹腔注射、肌肉和皮下注射时，可采用与小鼠相同的手法，即拇、食指捏住鼠的耳朵及头颈皮肤，余下三指紧捏住背部皮肤，置于掌心中，调整大鼠在手中的姿势后即可操作。
3、豚鼠：豚鼠性情温和，胆小易惊，一般不易伤人，抓取时，先用手掌扣住豚鼠背部，抓住其肩胛上方，拇、食指环握颈部，另一只手托住臀部。
如果在实验时豚鼠频繁挣扎，不宜采用此方法，因为操作者的拇、食指会随动物的挣扎越抓越紧而引起豚鼠窒息。
另外，有时可用纱布将豚鼠头部轻轻盖住，操作人员轻扶住其背部或者让其头部钻到实验人员的臂下，然后进行实验操作。
4、家兔：一手抓住兔颈部的被毛与皮肤，另一手托其臀部或腹部，使其躯干的重量大部分集中在手上。
(二)实验动物的编号、标记和去毛方法1、编号和标记方法：在动物实验中，为了使实验动物个体间或组间区别开来，便于对每个实验动物的反应情况进行观察，必须对实验动物进行编号、标记。
毒理学指标及试验操作汇总
.药物毒性试验指标1.急性毒性试验一、半数致死量（LD50）的测定(一)目的:观察受试物一次给予动物后，所产生的毒性反应和死亡情况。
(二)动物分组和剂量1.动物:一般用小白鼠8周龄，体重18---22g(同次试验体重相差不超过2g)大白鼠6~8周龄，体重120--150g，同次试验体重相差不超过10g。
2.受试物:溶于水的做成溶液，不溶于水的做成混悬液.(三)试验方法1.剂量:一般选用3一5个剂量，各剂量间剂距根据受试物情况和预试结果而定。
2.给药途径和容积:给药途径:应与临床试验的途径相一致。
口服药物应灌胃给药，一、二类新药应采用两种途径给药，其中一种应为推荐临床研究的给药途径。
水溶性好的药物还应测定静脉给药的急性毒性。
给药容积:小白鼠禁食(12~16小时)，不禁水，按体重计算:灌胃(ig)不超过0. 4ml/ 10g体重。
大白鼠禁食(12~16小时)，不禁水、灌胃(ig)，不超过3ml/只。
3.测定LD:将动物按体重随机分组，每组至少10只(雌雄各半)。
给受试物后立即观察50动物反应情况，每天观察一次连续观察七天。
详细逐天记录动物毒性反应情况及死亡分布，并用适当的统计学方法(申报时应说明方法名称)计算出LD值及95%可信限。
504.观察毒性反应:给受试物后应严密观察反应情况，并记录动物的外观、行为活动、精神状态、食欲(饲料消耗量)、大、小便及其颜色、被毛、肤色、呼吸、鼻、眼、口腔有无异常分泌物，体重变化以及死亡等情况。
死亡动物应及时进行尸检，发现病变器官应做病理组织学检查。
若发现中毒反应或死亡率一与动物的性别有明显相关时，则应选择性别敏感的动物进行复试。
(四)试验报告和结果评价应详细具体，包括试验日期、动物的规格、性别、数量、受试物来源及含量、试验方法。
LD 值及其95%可信限，以及各剂量组的死亡率，或最大耐受量的值及其相当于临床剂量的50倍数.详细报告实验过程中动物出现的中毒表现及致死症状，综合评价受试物毒性大小。
食品毒理学实验报告
食品毒理学实验报告引言食品毒理学是研究食品对人体健康的影响的学科，其中实验是评估食品毒性的重要手段之一。
本实验旨在通过对不同食品样品的毒性实验，评估其对人体的潜在危害。
本文将逐步介绍实验的设计、步骤和结果，以及对实验结果的分析和讨论。
实验设计为了评估不同食品样品的毒性，我们选择了常见的食品类别，包括蔬菜、水果、肉类和加工食品。
每个类别中，我们选取了两种常见的食品样品作为实验对象。
实验采用小鼠作为模型动物，将食品样品以不同剂量投喂给小鼠，并观察其行为、生理指标和组织病理学变化。
实验步骤1.实验前准备：准备好实验所需的各种食品样品，确保其新鲜和无污染。
2.动物选取：随机选择一定数量的健康小鼠作为实验对象。
3.实验组设置：将小鼠分为不同实验组，每个实验组分别接受不同剂量的食品样品。
4.实验操作：将食品样品按照设定剂量投喂给小鼠，记录每组小鼠的进食情况。
5.观察记录：观察每组小鼠的行为变化，记录可能存在的异常反应和症状。
6.体重测量：定期测量每组小鼠的体重变化，以评估食品样品对生长发育的影响。
7.生理指标测定：定期采集小鼠的血液样本，测定血液生化指标，如血红蛋白水平、肝功能指标等。
8.组织取样：在实验结束后，取出小鼠的组织标本，进行组织病理学分析。
9.数据统计与分析：对实验结果进行统计学分析，比较不同组别之间的差异。
实验结果1.行为观察：根据观察记录，发现有两组小鼠在接受高剂量食品样品后出现食欲不振、乏力等异常行为。
2.体重变化：高剂量食品样品组的小鼠体重增长较慢，与对照组相比存在显著差异。
3.生理指标：高剂量食品样品组的小鼠血红蛋白水平降低，肝功能指标异常升高，说明可能存在毒性反应。
4.组织病理学：高剂量食品样品组的小鼠组织中观察到炎症细胞浸润和组织损伤等病理学变化。
结果分析与讨论根据实验结果，高剂量的某些食品样品可能对小鼠的健康造成不利影响。
食欲不振、乏力、体重增长缓慢等行为和生理指标的变化表明这些食品样品可能存在毒性。
毒理学实验
实习一实验动物的一般操作技术一、目的和意义毒理学研究需要用实验动物来进行各种实验，通过对动物的实验观察和分析来研究毒作用，获得毒物的毒性、剂量-反应关系、毒作用机制等方面的资料，因此动物实验是毒理学研究中重要的手段之一。
通过本次实习学习毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术，掌握实验动物的选择、动物抓取、染毒方法和生物材料的采集等技术。
二、内容（一）健康动物的选择无论选择哪种种属品系的动物进行实验，均要求选择健康的实验动物。
健康动物检查时要求达到：外观体型丰满，被毛浓密有光泽、紧贴体表，眼睛明亮，行动迅速，反应灵活，食欲及营养状况良好。
选择时重点检查以下项目：1.眼睛明亮，瞳孔双侧等圆，无分泌物。
2.耳耳道无分泌物溢出，耳壳无脓疮。
3.鼻无喷嚏，无浆性粘液分泌物。
4.皮肤无创伤、无脓疮、疥癣、湿疹。
5.颈部要求颈项端正，如有歪斜提示可能存在内耳疾患，不应选作实验动物。
6.消化道无呕吐、腹泻，粪便成形，肛门附近被毛洁净。
7.神经系统无震颤、麻痹。
若动物（大鼠、小鼠）出现圆圈动作或体位倒置呈圆圈摆动，应该放弃动物。
8.四肢及尾四肢、趾及尾无红肿及溃疡。
（二）实验动物的性别鉴定动物性别不同对毒物的敏感性也不同，这可能与性激素、肝微粒体羟基化反应有关，也随受试物而异。
因此，要根据实验要求选择性别，一般实验如对性别无特殊要求者，宜选用雌雄动物各半。
1.大鼠、小鼠主要依肛门与生殖孔间的距离区分，间距大者为雄性，小者为雌性。
成年雄鼠卧位可见到睾丸，雌性在腹部可见乳头。
2.豚鼠用在一只手抓住豚鼠颈部，另一只手把开靠近生殖器孔的皮肤，雄性动物在圆孔中露出性器官的突起，雌性动物则显出三角形间隙，成年雌性豚鼠胸部有两个乳头。
3.家兔将家兔头轻轻夹在实验者左腋窝下，左手按住腰背部，右手拉开尾巴并将尾巴夹在中指和无名指中间，然后用拇指和食指稍稍把生殖器附近的皮肤扒开。
雄兔即可见一圆孔中露出圆锥形稍向下弯曲的阴茎（但幼年雄兔看不到明显的阴茎，只能看到圆孔中有凸起物，即是阴茎）。
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三、实验内容
1. 实验动物的选择、性别鉴定、随机分组及标记。 实验动物的选择、性别鉴定、随机分组及标记。 实验动物的抓取和固定 抓取和固定。 2. 实验动物的抓取和固定。 3. 实验动物的染毒：灌胃，肌内、腹腔、尾静脉、 实验动物的染毒：灌胃，肌内、腹腔、尾静脉、 皮下、皮内注射。 皮下、皮内注射。 实验动物的采血：鼠尾尖采血法、 4. 实验动物的采血：鼠尾尖采血法、眼眶静脉丛采血 断头采血法等。 法、断头采血法等。 实验动物的处死：颈椎脱臼法、断头法、 5. 实验动物的处死：颈椎脱臼法、断头法、急性大失 血法（摘取眼球法）、空气栓塞法等。 ）、空气栓塞法等 血法（摘取眼球法）、空气栓塞法等。
（1）6个窝别即6个区组，将每个区组编号1~6； 个窝别即6个区组，将每个区组编号1 6 （2）将每个区组中的5只小鼠再从1~5编号； 将每个区组中的5只小鼠再从1 5编号； （3）从随机数字表中，任意选取一开始点，如11行15 从随机数字表中，任意选取一开始点， 11行 列，从左到右依次读取30个一位的随机数字，按 从左到右依次读取30个一位的随机数字， 30个一位的随机数字 区组顺序和区组中小鼠顺序赋给每只小鼠； 区组顺序和区组中小鼠顺序赋给每只小鼠； （4）在每个区组中按随机数的大小顺序（随机数相同 在每个区组中按随机数的大小顺序（ 时，按出现的先后顺序）从A到E安排处理 按出现的先后顺序）
随机数 09 79 49 74 16 32 23 02 57 35
小→大排序 2 18 15 17 4 10 7 1 16 12
分组 A B A B A B A B B A
二、随机化区组
有来自6个不同窝别的雄性小鼠各5 有来自6个不同窝别的雄性小鼠各5只，共30只。请将30只小鼠 30只 请将30只小鼠 30 随机分配到A 个处理组中去。 随机分配到A，B，C, D, E 5 个处理组中去。要求每个处理组 且来自不同的窝别。 6只，且来自不同的窝别。
单 色 法
大小鼠标记方法（单色法 大小鼠标记方法（单色法n<10） ）
单色法标记原则： 单色法标记原则：单色 法编大于10的号码时， 法编大于10的号码时， 10的号码时 我们规定顺时针旋转， 我们规定顺时针旋转， 后一位必需大于前一位 数，例如：可以编，12， 例如：可以编，12， 13，14……19，但不能 19， 13，14 19 编10，11，20，21，22， 10，11，20，21，22， 30，31，32，33， 30，31，32，33，等， 以此类推。100以内最 以此类推。100以内最 大能编89号 大能编89号。 （可编 89 46个鼠） 46个鼠） 个鼠
表1
区组号 1 随机数 1 处理 随机数 2 处理 随机数 3 处理 随机数 4 处理 随机数 5 处理 随机数 6 处理 C D 6 B 9 C 1 E 7 D 9 6
20 只小鼠的随机分组
编号 2 3 B 4 D 6 B 4 C 5 B 3 B 3 9 E 1 B 4 A 4 D 4 A 9 E 4 4 C 1 C 7 D 0 A 9 E 6 D 5 0 A 0 A 9 E 4 E 6 C 0 A
实验动物的一般操作技术
预防医学实验教学中心
一、实验目的
1、了解动物实验是毒理学研究的重要手段之一 2、掌握小鼠动物实验的基本操作技术
一、实验器材
电子称、小鼠固定器、注射器、灌胃针、棉签、 电子称、小鼠固定器、注射器、灌胃针、棉签、 镊子、毛细管、龙胆紫、苦味酸、 镊子、毛细管、龙胆紫、苦味酸、生理盐水
第一组；3，6，4，14，5 第二组：10-21.055，1-21.456，821.857，17-22.483，12-22.995 第三组：7-21.205，11-21.368，2021.967，15-22.261，19-23 第四组：9-21.355，18-21.365，222.062，23-22.173，16-23.481
大小鼠标记方法（单色法 大小鼠标记方法（单色法n>10） ）
双 色 法
大小鼠标记方法（双色法 大小鼠标记方法（双色法n<10） ）
红色表示十位数： 红色表示十位数：
头部染红色为10 头部染红色为10 右前肢为20 右前肢为20 右腰部为30 右腰部为30 黄色表示个位数。 黄色表示个位数。
大小鼠标记方法（双色法 大小鼠标记方法（双色法n>10） ）
表1
20 只小鼠的随机分组
编号 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
随机数 23 34 27 85 13 99 24 44 49 18
Байду номын сангаас
小→大排序 6 11 9 19 3 20 8 13 14 5
分组 A B A B A B A B B A
编号 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20
实验动物的种类实验动物的种类 小鼠（Mouse )
（一）小鼠的捉拿、固定 小鼠的捉拿、
•
捉拿法
图3-2-2小白鼠的捉拿法
固 定
（二）辨别小鼠的性别
♀ ♂
小鼠（ 小鼠（Mouse） ）
大鼠（ 大鼠（Rat） ）
依据： 依据：性器官与肛门的距离
（三）小鼠的编号及染色方法
颜料涂擦被毛编号法（常用于大小鼠）： 颜料涂擦被毛编号法（常用于大小鼠）： 红色： 红色：0.5%中性红或品红溶液 中性红或品红溶液 黄色：3-5%苦味酸溶液（水） 苦味酸溶液（ 黄色： 5%苦味酸溶液 80-90%苦味酸酒精饱和溶液 80-90%苦味酸酒精饱和溶液 咖啡色： 咖啡色：2%硝酸银 硝酸银 黑色：煤焦油的酒精溶液 黑色：
作用时间根据药物性质和要求定
（六）动物被毛的去除法
拔毛法
剪毛法
剃毛法
脱毛法
（七）实验动物的处死方法
大白鼠、小白鼠：脊椎脱臼法 断头法 急性放血法 空气栓塞法
（四）实验动物的分组
一、完全随机分组
将符合实验要求的20只小白鼠随机分配到A 将符合实验要求的20只小白鼠随机分配到A，B两组。 20只小白鼠随机分配到 两组。 （1）动物编号 1-20 ）动物编号 行第15列 （2）根据随机数字表，任意指定第 行第 列，从 ）根据随机数字表，任意指定第10行第 左到右依次读取20个两位的随机数字。 左到右依次读取 个两位的随机数字。 的随机数字 （3）对随机数字按大小顺序排序，如数字相同，按 ）对随机数字按大小顺序排序，如数字相同， 先后顺序，先出现的为小。 先后顺序，先出现的为小。 序号为1~10号对应的小鼠分为 组， 号对应的小鼠分为A组 （4）随机数字序号为 ）随机数字序号为 号对应的小鼠分为 11~20号对应的小鼠分为 组。 号对应的小鼠分为B组 号对应的小鼠分为
（五）常用给药方法
经消化道给药法
自动摄取法
灌胃给药法
图3-2-9 小鼠灌胃法
（五）常用给药方法
注射给药法
皮下注射
腹腔注射
图3-2-11小鼠腹腔注射方法
（五）常用给药方法
注射给药法
8.5cm 3.5cm 1cm
肌肉注射
图3-2-12 小鼠尾静脉注射法
静脉注射
（五）常用给药方法
涂布给药法
药物经皮肤吸收、局部作用或致敏