2型糖尿病大鼠模型研究概况
2型糖尿病大鼠模型的建立与评价
远心端 ,切口 ,近心端方向插入 PE50 导管 (插管中 预先注入 5 ×104U /L 肝素生理盐水溶液 ) ,结扎固 定后连接一个三通管 ,出口端与静脉导管相接 ,一进 口端与输注胰岛素的蠕动泵 (进口端接 40 U /L 的 胰岛素 )相连 ,另一进口端与微量注射仪的注射器 (内装 0156 mol/L 葡萄糖溶液 )相接 。剪开右颈部 皮肤 (近中线 ) ,分离颈总动脉 ,结扎远心端 ,动脉夹 夹住近心端后 ,切口 ,于近心端方向插入 PE50导管 (插管中预先注入 5 ×104 U /L 肝素生理盐水溶液以 润滑插管 ) ,结扎固定后亦连接一个三通管以取血 样 ,两个进口端用肝素帽封闭 。静置 30 m in后先测 定基础血糖值 (BB G) ,然后以 8 mU / ( kg·m in) 恒 速输注胰岛素 , 6 mg / ( kg·m in)输注 0156 mol/L 葡 萄糖溶液 , 10 m in后取血测定血糖值 (用 1 m l盛有 012 m l的 1 ×106 U /L 肝素钠注射器从右侧三通管 的一个进口端回抽 014 m l血后 ,用注射器从另一进 口端取一滴血用于纸片法测血糖 , 然后将回抽的 014 m l血连同肝素钠推入体内 ) ,调整葡萄糖输注 率 ,使血糖维持在 BB G ±015 mmol/L ,每 8 m in测定 血糖 1次 ,当连续 3次血糖值均在上述范围时 ,即达 到稳定状态 。达到稳态后 ,每 5 m in测血糖一次 ,记 录稳态下最后 6次葡萄糖灌流速度 ( GIR )的平均值 作为 GIR [m g / ( kg·m in) ]。 1. 2. 3 腹腔注射小剂量 STZ联合 CFA 高脂组大 鼠 ( n = 64只 )空腹 6 h后腹腔注射 STZ 12 mg / kg, 次日腹腔注射 CFA 015 m l/ kg[ 3 ] , 7 d后尾静脉采血 用血糖仪测定随机血糖 ,以随机血糖 > 1111 mol/L 为 T2DM 成模标准 [ 4 ] ,血糖不达标的重复上述步骤 , 3次仍不达标者 ,退出该实验 。空白对照组仅注射 等量枸橼酸缓冲液 。 1. 2. 4 指标检测 生化法测 TG、FB G,化学发光法 测 F Ins。 1. 3 统计学处理 用 SPSS 1110 软件进行统计学 处理实验数据 ,数据用 x ±s表示 ,计量资料的两组 间比较采用两样本 t检验 , F Ins和胰岛素敏感指数 ( ISI)呈非正态分布 ,进行自然对数转换后比较 , ISI
2型糖尿病肾病大鼠模型制备研究
电 仪器 有 限公 司 生产 的 Ｓ ８ Ｎ６ ２型放 射 免 疫 计 数 器 。 血标本 采集 予氯 氨酮 ７ ｇｋ 麻 醉 ， ０ｍ ／ ｇ 心脏 采血 检测 血 糖、 血胰 岛 素 、 血甘 油 三酯 （Ｇ）血 胆 固醇 （Ｃ） 。 Ｔ 、 Ｔ 等 全 自动仪 检测 血肌酐 （ ｒ、Ｇ、Ｃ及 尿 Ｃ 、 Ｃ ）Ｔ Ｔ ｒ尿微量 蛋 白 。
于 其他 组 （ Ｐ＜００ ） 大 鼠 肾 脏 病 理 形 态 变 化 最 明 显 。 结论 ： 联 法 组 较 好 地 模 拟 了人 类 ２型 糖 尿 病 的发 病 过 程 ， ．５ ， 三 并 出现 了早 期 肾脏 病 变 。 关键词 糖尿病 ． ２型 糖 尿 病 肾病 动 物模 型
目前 我 国糖尿 病 的发 病 率 呈 升高 趋 势 ， 但发 病 机 制 尚未完 全 阐 明 ， 预 防 和 治疗 方 面仍 不 完 善 ， 立 在 建 理想 的动 物 模 型 对 进 一 步 研 究 糖 尿 病 具 有 重 要 的意 义 。 国 内外 研究 ２型糖 尿 病 肾病 多采 用高 糖 高脂 饮 而 食配合小剂量链脲佐菌素（Ｔ ） ］ Ｓ Ｚ Ｅ的动物模 型。本实 １ 验采用新的方法（ 三联法 ） 制备 ２型糖尿病肾病模型 ， 即先 予 以切 除 大 鼠右 肾 ，继 而 高糖 高 脂 饮食 诱 导 ， 再 小 剂 量 ＳＺ腹 腔 注 射 部 分 破 坏 大 鼠 的胰 岛 Ｂ细 胞 ， Ｔ 使大鼠出现糖尿病肾病 的早期改变如 肾小球高滤过 、 微量 白蛋 白尿 等 。 讨此 方 法制 造 ２型 糖 尿病 肾病 大 探 鼠模 型 的可行 性 。
１ 判断标准 ２型糖 尿病 肾病大 鼠需具备 以下条 ． ３ 件 ：１随机 血糖 ≥１ ｏ／ 伴 胰 岛素 敏感 性 下 降 ； （） ６ｍｍ ｌＬ， （） ２ 糖尿 病 肾 病早 期 肾 脏 肥 大 ， 肌酐 清 除率 （ ｃ） 加 Ｃ ｒ增 或 出现微 量 白蛋 白尿 。 １ 数 据处 理 用 Ｓ Ｓ ００软 件 进行 分 析 ， 果 以 ． ４ Ｐ Ｓ１． 结 均数 ±标 准差 （ ｓ 表示 。 ± ）
Ⅱ型糖尿病大鼠模型的建立及其活体代谢的改变
Ⅱ型糖尿病大鼠模型的建立及其活体代谢的改变卢镜宇㊀李㊀秀㊀商可心㊀黎㊀宁(江南大学食品学院㊀无锡㊀２１４１２２)㊀㊀[摘要]利用高脂饲料诱导联合地塞米松注射建立Ⅱ型糖尿病大鼠模型,采用实验动物全面监测系统对大鼠的活动和代谢状态进行２４h全程监测,并检测血液中甘油三脂㊁胆固醇㊁胰岛素和血糖等参数的变化.结果与对照组相比,模型组甘油三酯㊁胆固醇㊁胰岛素抵抗指数以及０㊁０．５㊁２h 血糖值和血糖曲线下面积极显著升高(P＜０．０１);模型组呼吸交换率明显变低,能量消耗升高,活动量极显著下降(P＜０．０１).结论:高脂饲料联合地塞米松能够引起大鼠脂代谢和糖代谢紊乱,成功诱导出Ⅱ型糖尿病模型.Ⅱ型糖尿病大鼠具备消瘦㊁呼吸交换率低㊁热量消耗增加和活动量减少等临床症状,且揭示糖尿病动物较偏向脂肪代谢㊁生活需氧量增加㊁生活状态萎靡和生物节律错乱.㊀㊀关键词:Ⅱ型糖尿病;活体代谢率;实验动物;实验动物监测系统㊀㊀糖尿病是一组以慢性血葡萄糖水平增高为特征的代谢性疾病群[１],糖尿病患者长期高血糖,造成体内蛋白质㊁脂肪和糖类的代谢紊乱,导致各种组织,特别是眼㊁肾㊁神经㊁心脏㊁血管等组织的慢性损害及功能障碍,危害极大.２０１１年国际糖尿病联盟调查结果表明:全世界糖尿病患者已达３．６６亿[２].糖尿病主要分为四大类型,即Ⅰ型糖尿病㊁Ⅱ型糖尿病㊁其他特殊类型糖尿病和妊娠期糖尿病[３].Ⅱ型糖尿病(T２D M)原名成人发病型糖尿病,可在任何年龄段发病,但大多数患者在３５岁到４０岁之后发病,是一种临床常见病,其患病率随着人民生活水平的提高㊁人口老龄化㊁生活方式的转变而呈逐渐增长趋势[４].近１０多年来,我国糖尿病患病率迅速增加,其中Ⅱ型糖尿病患者约占糖尿病患者群体的９０％以上[５].因此对Ⅱ型糖尿病患发生和发展规律的研究变得尤其迫切和重要.诱导Ⅱ型糖尿病大鼠模型是采用化学药物人为破坏胰腺细胞,或者摄入过量能量使胰岛β细胞处于高糖负荷状态从而诱发胰岛功能受损,可在一定程度上模拟出环境因素对于糖尿病发生和发展的影响,常用的方法为饮食诱导法㊁化学药物诱导法和两者结合法[６].本文采用两者结合法,即高脂饲养联合地塞米松注射成功诱导出Ⅱ型糖尿病动物[７].并利用实验动物全面监测系统对大鼠２４h 活动状态和呼吸代谢率进行监测,以期进一步了解糖尿病动物的代谢和生理状态.C L AM S监测系统集合了呼吸交换率㊁能量代谢和活动量监测３个子系统[８Ｇ１０],通过记录每只大鼠O２消耗量和C O２生成量来计算呼吸交换率和能量消耗量,通过在水平和垂直方向上的光束被切断的次数表示活动量.每次试验前每只大鼠首先在各自的代谢笼里面适应１d,第２天的监测数据被用来作进一步统计分析.１㊀材料与方法１．１㊀材料１．１．１㊀试验动物:６周龄清洁级雄性W i s t a r大鼠３０只(１３０~１５０g),购自上海斯莱克实验动物有限责任公司,生产许可证号码S C X K(沪)２０１２ ０００２,合格证编号２０１５０００５１４６１７.试验前环境适应和检疫观察以及动物饲养均在本校实验动物中心屏障设施[S Y X K(苏)２０１２ ０００２]内进行.实验动物饲养条件㊁饮用水㊁饲料应符合国家标准和有关规定(G B１４１９２５㊁G B５７４９㊁G B１４９２４．１㊁G B１４９２４．２㊁G B１４９２４．３).动物实验方案获得江南大学实验动物管理与动物福利伦理委员会批准,审批编号J N N o．２０１６０４０１Ｇ０５２３[１７].１．１．２㊀仪器和试剂:酶标仪(B i o t e k)㊁血糖仪(R o c h e)㊁天平(M e t t l e r t o l e d o)㊁实验动物全面监测系统(C o l u m b u s i n s t r u m e n t s)㊁地塞米松磷酸钠注射液㊁葡萄糖㊁血糖测定试纸㊁胰岛素㊁甘油三酯㊁总胆固醇测定试剂盒.１．１．３㊀高脂饲料配方:猪油１０％㊁蔗糖１５％㊁蛋黄粉１５％㊁酪蛋白５％㊁胆固醇１．２％㊁胆酸钠０．２％㊁碳酸氢钙０．６％㊁石粉０．４％㊁鼠维持料５２．６％[１１].１．２㊀试验方法１．２．１㊀高脂喂养联合地塞米松注射诱导胰岛素抵抗糖\脂代谢紊乱模型[１１]:购入健康雄性W i s t a r大鼠,随机分为２组,即１个对照组㊁１个模型组,每组１５只.在屏障设施检疫室内预饲养５d后,禁食４h,不限制饮水.称量动物体重作为该批次动物基础值.对照组不作处理,给予维持饲料饲养;模型组更换高热能饲料,喂食３周后,在高热能饲料基础上给予地塞米松０．８m g/k g B W腹腔注射(０．００８％地塞米松注射量１m L/１００g体重),１次/d,连续１２d.试验结束,各组动物禁食４h,检测空腹血糖㊁血清胰岛素及胆固醇㊁甘油三脂水平.１．２．２㊀实验动物活体代谢率:地塞米松注射第１２天,每组随机挑选６只,严格按照实验动物全面监测系统用户手册说明,将实验大鼠放入训练笼,进行２４h适应性训练,期间自由采食和饮水.训练结束后称重,转移到实验笼中进行２４h呼吸交换率(R E R)㊁热量消耗和活动量监测.１．３㊀数据处理㊀㊀数据以平均值ʃ标准差表示(xʃS D),利用S P S S１７．０S t u d e n t＇s t t e s t进行组间显著性差异分析.P＜０．０５表示差异显著,P＜０．０１表示差异极显著,Pȡ０．０５表示差异不显著.２㊀结果２．１㊀高脂联合地塞米松对大鼠体重的影响㊀㊀如表１所示,在实验初期,两组大鼠体重无显著性差异(Pȡ０．０５);模型组经过５周高脂饲料喂养和后２周地塞米松注射,实验结束时,平均体重和平均增重极显著低于对照组(P＜０．０１).表１㊀高脂联合地塞米松对大鼠体重的影响㊀㊀(单位:只㊁g)组别动物数初始体重终末体重增重对照组１５１９６．８９ʃ６．８２３５４．６１ʃ９．３４１５７．７２ʃ７．９２模型组１５１９６．３９ʃ９．４９２８６．７４ʃ２２．３９∗∗９０．３５ʃ１９．２６∗∗注:同一列模型组与空白组相比,∗表示P＜０．０５,∗∗表示P＜０．０１,下同２．２㊀脂代谢紊乱模型成立的鉴定㊀㊀由表２可见,模型组血清胆固醇和甘油三酯与对照组相比极显著升高(P＜０．０１),表明脂代谢紊乱模型成立.表２㊀脂代谢紊乱模型成立的鉴定㊀㊀(单位:只㊁m m o l/L)组别动物数甘油三脂胆固醇对照组１５１．１１ʃ０．４０１．４８ʃ０．３１模型组１５１．８６ʃ０．４０∗∗５．４２ʃ１．２９∗∗２．３㊀胰岛素抵抗成立的鉴定㊀㊀由表３可见,与对照组相比,模型组胰岛素抵抗指数极显著升高(P＜０．０１).表３㊀胰岛素抵抗成立的鉴定㊀㊀(单位:只㊁m m o l/L)组别动物数胰岛素抵抗指数对照组１５１１．７８ʃ３．２６模型组１５２１．９０ʃ２．８３∗∗２．４㊀糖代谢紊乱模型成立的鉴定㊀㊀由表４可见,经口给予葡萄糖后,模型组血糖曲线下面积升高,与对照组比较,差异极显著(P＜０．０１),表明糖代谢紊乱成立.表４㊀糖代谢紊乱模型成立的鉴定㊀㊀(单位:只㊁m m o l/L)组别动物数血糖值０h０．５h２h血糖曲线下面积对照组１５３．８９ʃ０．１７５．８２ʃ０．５４４．５４ʃ０．４０１０．２０ʃ０．５３模型组１５６．６７ʃ０．３１∗∗１２．９２ʃ１．０６∗∗８．９２ʃ０．６６∗∗２１．２８ʃ２．３７∗∗２．５㊀高脂联合地塞米松对大鼠呼吸交换率的影响㊀㊀C L AM S实验动物全面监测系统实时记录大鼠C O２产生量和O２消耗量,并生成两者间比值即R E R 值,用来间接判定动物体内的供能物质.当R E R 值越趋近于１．０,表示实验动物目前主要依靠碳水化合物提供能量;R E R值越趋近于０．７,表示实验动物目前主要依靠脂肪氧化提供能量[１２].由图１可见,糖尿病大鼠R E R值均比对照组低,且夜间R E R值差异极显著(P＜０．０１);对照组昼夜间R E R 值差异极显著(P＜０．０１),模型组昼夜间无显著性差异(Pȡ０．０５).图１㊀糖尿病大鼠呼吸交换率的变化A:２４h内R E R的动态监测图;B:昼夜R E R的平均值㊀注:图标上标∗或∗∗表示与对照组相应时间段差异显著或极显著;不标,差异不显著.同组昼夜间∗或∗∗表示差异显著或极显著;不标,差异不显著.下同２．６㊀高脂联合地塞米松对大鼠活体热量消耗的影响㊀㊀C L AM S实验动物全面监测系统可以监测大鼠热量消耗的情况.热量消耗(H e a t),指单位体重单位时间内实验动物消耗的卡路里,公式如下:H e a t ＝(３．８１５＋１．２３２ˑR E R )ˑV O ２[１３].由图２可见,全天几乎所有时刻糖尿病大鼠热量消耗均高于对照组,但白天和黑夜平均值均未达到显著性差异(P ȡ０．０５);两组昼夜间热量消耗均差异极显著(P ＜０．０１).图２㊀糖尿病大鼠能量消耗的变化A :２４h 内H e a t 的动态监测图;B :昼夜H e a t 的平均值２．７㊀高脂联合地塞米松对大鼠活动量的影响㊀㊀C L AM S 系统的每个监测笼子外部还配备了能够监测实验动物在X 轴及Z 轴方向上活动情况的红外传感活动监测梁[１４].监测梁监测到的活动量(L o c o m o t o rA c t i v i t y )能够反映出实验动物在监测笼内的运动情况,在本论文中主要为实验动物总运动次数.由图３可见,糖尿病大鼠几乎每个时间段的活动量均低于对照组,昼夜活动量均值均极显著低于对照组(P ＜０．０１);对照组夜间活动量极显著高于白天(P ＜０．０１),模型组昼夜间活动量无显著性差异(P ȡ０．０５).图３㊀糖尿病大鼠活动量的变化A :２４h 内活动量的动态监测图;B :昼夜活动量的平均值３㊀讨论㊀㊀Ⅱ型糖尿病目前仍是一种终生性疾病,尚无法根治,药物治疗风险高[１５].目前用于相关研究的糖尿病动物模型主要有四类,即胰腺部分切除动物模型㊁自发性遗传动物模型㊁诱导型动物模型和转基因动物模型[１６].胰腺部分切除动物模型主要用于Ⅰ型糖尿病模型(胰岛素缺少)的研究;自发性遗传动物模型种类少,且价格昂贵;单靠基因敲除这项技术制造出的转基因动物模型还很难揭示胰岛素抵抗和糖尿病发生的根本机制[１７Ｇ１８].因此本文主要讨论诱导Ⅱ型糖尿病模型的建立方法及其引起的能量和活动量的变化.本文采用高脂饲料诱导(５周)联合低剂量地塞米松注射(１２d )的方法诱导Ⅱ型糖尿病大鼠,造模结束后,模型组大鼠体增重明显低于正常组,血液中甘油三脂㊁胆固醇和胰岛素抵抗指数极显著高于正常组,模型组０㊁０．５㊁２h 血糖值和血糖曲线下面积均极显著高于正常组,表明Ⅱ型糖尿病大鼠糖代谢和脂代谢紊乱模型成立,成功诱导出Ⅱ型糖尿病大鼠模型[１１].这与Ⅱ型糖尿病是一组以高血糖为特征的代谢性疾病,以糖代谢紊乱为特征但异质性较强的综合征,脂代谢紊乱普遍存在相吻合[１９],与王艳莉等[２０]㊁黄颂等[２１]的研究结果相似.实验动物全面监测系统实时监测结果表明,糖尿病大鼠呼吸交换率(R E R )较低,更接近０．７,较偏向依靠脂肪氧化提供能量,这与模型组动物体增重较小这一现象相一致;而活体热量消耗均高于正常组,这同样增加了动物的能耗,导致实验动物体重减轻,同时说明糖尿病大鼠需要氧气量较多,这与患糖尿病人群容易出现呼吸费力或者气不够用等胸闷现象相对应[２２].从动物活动量上看,糖尿病大鼠组的活动量极显著低于正常组,且白天和黑夜均值也存在极显著差异,这与糖尿病患者出现的精神状态萎靡㊁活动量和生活力下降这一症状相吻合.从昼夜节律上来看,正常组动物昼夜节律明显,不管是呼吸交换率㊁活体热量消耗,还是活动量,白天和黑夜间均有极显著性差异,这与啮齿类动物正常的昼伏夜出生活习性相一致[２３].而糖尿病大鼠,除热量消耗外,呼吸交换率和自主活动昼夜间均无显著性差异,说明了糖尿病大鼠不光糖代谢和脂代谢紊乱,正常生活节律也已经错乱.参考文献[１]叶仁高,陆再英．内科学[M]．６版．北京:人民卫生出版社,２００４:７９７Ｇ７９８．[２]刘烨,张琳,洪天配．２０１１年糖尿病学领域的研究进展和热点回顾[J]．中国医学前沿杂志,２０１１,３(６):２７Ｇ３１．[３]杨柳．１型糖尿病?２型糖尿病?双重糖尿病?－－附非典型糖尿病分类病例２例报道[D]．山东:山东大学,２０１３:１Ｇ３．[４]寿升芸,魏骏骏,何晓芬,等．低频电针对２型糖尿病神经痛大鼠D R GP２X３受体的抑制作用[J]．中国实验动物学报,２０１７,２５(１):５４Ｇ５９．[５]中华医学会糖尿病学分会．中国２型糖尿病防治指南(２０１０讨论稿)[S]．北京:人民卫生出版社,２０１０:１Ｇ７．[６]刘倩,李霞辉,张学梅．２型糖尿病小鼠模型的研究进展[J]．中国临床药理学与治疗学,２０１３,１８(１０):１１９６Ｇ１２００．[７]中华人民共和国卫生部．保健食品检验与评价技术规范[S]．北京:中华人民共和国卫生部,２００３．[８]WA N G X,X U Y,T A N GJ,e t a l．I n t e r a c t i o n o fMA G E D１w i t h n u c l e a rr e c e p t o r sa f f e c t sc i r c a d i a n c l o c k f u n c t i o n [C]．全国时间生物医学学术会议,２０１１:１３８９Ｇ１４００．[９]C H E N G Y,M E N G QS,WA N GCX,e t a l．L e u c i n ed e pＧr i v a t i o nd e c r e a s e s f a tm a s sb y s t i m u l a t i o no f l i p o l y s i s i n w h i t e a d i p o s e t i s s u ea n du p r e g u l a t i o no fu n c o u p l i n gp r oＧt e i n１(U C P１)i nb r o w n a d i p o s e t i s s u e[J]．D i a b e t e s,２０１０,５９(１):１７Ｇ２５．[１０]WA N G Q,J I A N GL,WA N GJ,e t a l．A b r o g a t i o no f h eＧp a t i cA T PＧc i t r a t e l y a s e p r o t e c t s a g a i n s t f a t t y l i v e r a n d aＧm e l i o r a t e s h y p e r g l y c e m i a i n l e p t i n r e c e p t o rＧd e f i c i e n tm i c e [J]．H e p a t o l o g y,２００９,４９(４):１１６６Ｇ１１７５．[１１]国家食品药品监督管理总局．关于征求修订«辅助降血糖功能评价方法(征求意见稿)»等意见的函[E B/O L]．h t t p://w w w．s d a．g o v．c n/W S０１/C L０７８２/６４４７８．h t m l．[１２]MA T A R E S E L E．I n d i r e c tC a l o r i m e t r y:t e c h n i c a la sＧp e c t s[J]．J o u r n a lo f t h e A m e r i c a n D i e t e t i c A s s o c i a t i o n,１９９７,９７(１０):１５４Ｇ１６０．[１３]J A C K S O N KL,N G U Y E N HU U TP,D A V E R N 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2型糖尿病大鼠模型的建立及其糖代谢特征分析
引言：
2型糖尿病是一种常见的代谢性疾病，其发病率逐年上升。该病的发生与遗 传、环境、生活方式等多种因素有关。为了深入研究2型糖尿病的发病机制和治 疗方法，建立可靠的动物模型是至关重要的。大鼠作为常用的实验动物，具有易 饲养、易繁殖、费用低等优点，被广泛应用于医学研究中。
在本次演示中，我们通过腹腔注射链脲佐菌素的方法建立2型糖尿病大鼠模 型，并对其糖代谢特征进行分析。
谢谢观看
实验组（n=18）360±406.5±0.810.6±2.7*
注：与对照组比较，*P<0.05。
3、胰岛素抵抗与胰岛细胞功能
与对照组相比，实验组大鼠的HOMA-IR显著升高（P<0.05），而ISI显著降低 （P<0.05），表明实验组大鼠存在胰岛素抵抗和胰岛细胞功能受损。结果如表2 所示。
与对照组相比，实验组大鼠的体重和血糖水平均显著升高（P<0.05），而对 照组大鼠的体重和血糖水平无明显变化（P>0.05）。结果如表1所示。
表1：两组大鼠体重与血糖水平 比较（x±s）
组别体重（g）FPG（415±355.0±0.67.8±1.9
表2：两组大鼠胰岛素抵抗与胰 岛细胞功能比较（x±s）
组别HOMA-IRISI
对照组（n=19） 1.9±0.416.4±3.8
实验组（n=18）3.6±0.89.5±2.7
注：与对照组比较，*P<0.05。
4、讨论
本研究成功建立了2型糖尿病大鼠模型，并发现模型大鼠的体重、血糖水平 和胰岛素抵抗指数均显著高于对照组，而胰岛细胞功能指数显著低于对照组。这 些结果表明，建立的2型糖尿病大鼠模型符合临床2型糖尿病的特征，为研究该病 的发病机制和治疗提供了可靠的动物模型。然而，建模过程中可能受到某些因素 影响，如STZ剂量、注射途径等。
2型糖尿病大鼠模型的建立及其验证
ｍｏｄｅｌ．Ｒｅｓｕｌｔｓ ｓｕｃｃｅｓｓｆｕｌ
ｇｒｏｕｐ ｏｆ ｒａｔｓ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｂｌｏｏｄ
Ｓ１．ｅｏｓｅ，ｉｎｓｕｌｉｎ
ｄｅｃｒｅａｓｅｄ，ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｂｉｏｃｈｅｍｉｃａｌ ｉｎｄｉｃｅｓ
ａｎｄ
ｃｏｎｆｉｒｍｅｄ
ｔｈｅ
ｍｏｄｅｌ．Ｃｏｎｃｌｕｓｉｏｎ
ｒａｔｅ ｉｓ
Ｔｈｅ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ ｒａｔ
征，表现为胰岛素敏感性降低和胰岛素反应性降低№Ｊ。 临床和流行病学研究表明，通常胰岛素抵抗是启动２型 糖尿病发生的初始原因¨Ｊ。本研究将高糖高脂饲料喂 养和药物干预相结合，采用成年ＳＤ大鼠高糖高脂饲料 喂养一段时间后产生胰岛素抵抗，再给予小剂量的 ＳＴＺ，诱导出病理、生理改变都接近于人类２型糖尿病的 动物模型。
Ｍａｌｅ
ＳＤ ａｄｕｌｔ
ｒａｔｓ
ｆｅｄ
ｈｉｓｈ一
ｍｏｎｔｈ，ｉｎｄｕｃｅｄ Ｔｅｓｔ
ｉｎｓｕｌｉｎ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ，ｇｉｖｅｎ
ｌｏｗ—ｄｏｓｅ
ｓｔｒｅｐｔｏｚｏｔｏｃｉｎ（ＳＴＺ，２５ ｍｇ／ｋｇ，ｉｎｔｒａｐｅｒｉｔｏｎｅａｌ ｉｎｊｅｃｔｉｏｎ），ｓｅｔ
ｓｅｎｓｉｔｉｖｉｔｙ
ｕｐ ｉｎ ｔｙｐｅ ２ ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｙ ｓｕｇ－
具有高度的异质性（有许多不同的病因），因此无论是自 胰岛素 发性遗传性、诱导性还是转基因动物模型，都难以完全 模拟出人类２型糖尿病的复杂性。本模型具有很多与２
两组大鼠胰岛素敏感性、胰岛素水平
敏感指数（ＩＳＩ）结果显示模型组胰岛素降低，胰岛素
敏感性降低，与对照组相比，差异具有统计学意义。
见表３。
表３糖尿病模型大鼠与正常大鼠血清胰岛素 及胰岛素敏感指数｛；４－ｓ）
糖尿病的大鼠模型研究
糖尿病的大鼠模型研究糖尿病是一种以高血糖为主要特征的代谢性疾病，在全球范围内已成为一个公共卫生问题。
研究糖尿病的机制和策略对于预防和治疗该疾病具有重要意义。
大鼠模型是糖尿病研究中常用的实验动物模型之一，其具有与人类糖尿病相似的临床表现和生理特征。
本文将介绍糖尿病的大鼠模型以及其在糖尿病研究中的应用。
1. 糖尿病的定义和类型糖尿病是一种代谢性疾病，其特征是血糖水平持续升高，主要由于胰岛素分泌不足或胰岛素作用异常引起。
根据病因和临床特点，糖尿病可分为1型糖尿病、2型糖尿病和其他类型的糖尿病。
2. 大鼠模型的建立和特点大鼠模型是研究糖尿病的重要工具之一，其建立主要通过基因改变、药物诱导或环境因素等方式来模拟糖尿病的发生和发展过程。
在大鼠模型中，常用的糖尿病模型有高脂饮食诱导糖尿病模型、低剂量链脲低毒素诱导糖尿病模型等。
3. 糖尿病大鼠模型在病理机制研究中的应用糖尿病大鼠模型在糖尿病的病理机制研究中起着重要的作用。
通过研究模型大鼠的胰岛素分泌功能、胰岛素信号通路和胰岛素抵抗等方面的变化，可以深入了解糖尿病的发生机制，并为糖尿病的治疗提供理论依据。
4. 糖尿病大鼠模型在药物筛选和治疗策略研究中的应用糖尿病大鼠模型在药物筛选和治疗策略研究中也发挥着重要作用。
通过给大鼠模型注射不同的药物或制定特定的治疗策略，可以评估其对糖尿病的治疗效果，并为临床治疗提供借鉴。
5. 糖尿病大鼠模型的优缺点及未来展望糖尿病大鼠模型具有较高的可重复性和可操作性，可以模拟人类糖尿病的发生和发展过程。
然而，由于大鼠与人类在遗传和生理上的差异，糖尿病大鼠模型仍存在一些局限性。
未来研究应继续改进模型的建立方法，提高其可靠性和可预测性。
总结：糖尿病大鼠模型在糖尿病研究中具有重要的地位和作用。
通过研究模型大鼠的病理变化和应用药物治疗等方法，可深入了解糖尿病的发生机制，并为糖尿病的治疗提供理论依据。
随着研究的不断深入，糖尿病大鼠模型的应用将得到进一步发展，为糖尿病的防治提供更多的支持和帮助。
2型糖尿病大鼠模型中对胰岛素升高机制的初步探讨的开题报告
2型糖尿病大鼠模型中对胰岛素升高机制的初步探讨
的开题报告
糖尿病是一种由胰岛素分泌不足或组织胰岛素不敏感导致的高血糖症。
其中，2型糖尿病占据了大多数病例。
研究2型糖尿病的动物模型，是了解疾病机制以及开发新的治疗手段的重要途径。
本研究主要以2型糖尿病大鼠模型为研究对象，初步探讨了该模型中胰岛素升高的机制。
首先，我们将从实验上确定2型糖尿病大鼠模型。
该模型通常采用高脂饮食喂养鼠类，再注射低剂量链脲佐菌素（STZ）诱导胰岛素抵抗。
通过检测餐后血糖水平和胰岛素抵抗指标，确认模型建立成功。
其次，我们将通过检测血浆中多个激素的含量，探讨该模型中胰岛素升高的机制。
预计在2型糖尿病大鼠模型中，血浆中胰岛素样生长因子-1（IGF-1）和瘦素等激素的含量将显著升高。
该结果将进一步提示这些激素在模型的胰岛素升高中具有重要作用。
最后，我们将利用分子生物学技术，探究这些激素对相关蛋白的表达及信号通路的调节。
尤其是探究IGF-1和胰岛素样生长因子-1受体（IGF-1R）在该模型中的变化情况以及分析IGF-1R信号通路的影响。
这将为更深入地理解疾病机制提供参考。
本研究的实验方案和结果，将加深我们对2型糖尿病的理解和治疗方法的研究。
2型糖尿病合并Alzheimer病大鼠模型的研究
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参考文献 ：
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2型糖尿病大鼠模型研究概况【摘要】目的：综述近年来2型糖尿病(T2DM)大鼠模型的研究进展及对其优缺点进行评价和未来同类模型的展望。
方法：主要对T2DM大鼠模型的建立技术和方法进行综合性评价。
结果：T2DM大鼠模型目前可以分为自发性T2DM 和实验性T2DM模型,且仍有较大发展空间。
结论：经过综合评价研究，认为各种建模方法均有优缺点，目前较认可的是实验性T2DM大鼠模型，因价格低廉，造模方便而广受欢迎，但仍缺乏一定的造模标准。
【关键词】2型糖尿病；动物模型；研究概况随着经济社会的发展，人们的饮食结构、生活方式等发生了很大改变，糖尿病发病率显著上升，尤其T2DM占了较高比例，大概占了糖尿病发病率的90%。
T2DM是因人体胰岛素分泌相对不足或靶细胞对胰岛素敏感性降低继而引发糖、蛋白质、脂肪和水电解质等代谢紊乱所导致的疾病。
患者典型表现为三多一少，即多饮、多食、多尿表现，同时还伴有身体消瘦、疲乏、烦躁、口渴等临床症状。
选择一些合适的动物模型进行动物试验成了我们研究糖尿病的良好途径，我们可以从中比较一些糖尿病药物的作用效果以及其药动学的特点，在临床用药上对评价某套治疗方案的可行性及预后等具有十分重要的参考意义。
目前研究的临床T2DM动物模型主要集中在大鼠上，这可能是由于大鼠作为T2DM动物模型相对较稳定且与人T2DM表现相似的优点。
因此我们在下面综述近几年来国内外有关临床T2DM大鼠模型研究的情况。
总体上来说，目前临床T2DM研究的大鼠模型主要分为两类，一类是自发性T2DM大鼠模型，另一类则是实验性T2DM大鼠模型，考虑到成本及方便程度，目前以后者居多。
1 实验性T2DM大鼠模型1.1 单纯高脂高糖引发的T2DM 在试验中，通过较长时间给予大鼠过量的高糖高脂饮食，发现能够诱导出较满意的T2DM大鼠模型，从而能为进一步研究奠定良好的基础。
目前认为其机理可能是高糖高脂饲料会导致胰岛B细胞超负荷，进而使胰岛细胞发生损伤、萎缩甚至死亡，胰岛的功能因此下降，继而建立起伴胰岛素抵抗的T2DM模型。
鲁瑾[1]等采用61%的高脂饮食，饲养大鼠7周后，大鼠就出现了高胰岛素血症，且形成了明显的胰岛素抵抗，是一个十分可靠的胰岛素抵抗模型。
张丽锋[2]等给予W istar大鼠脂肪热比为59%的饲料, 喂养4周，均出现胰岛素抵抗，多项研究试验表明高脂饮食可以诱发产生可靠的糖尿病大鼠模型。
1.2 应用STZ药物诱导产生的大鼠模型由于高糖高脂饲料相对用时较长，且饲料成本相应较高，因此合理使用链脲菌素(STZ)是目前许多研究者所推崇的造模方法。
研究认为，STZ具有选择性破坏胰岛B细胞的作用，使大鼠产生胰岛素抵抗的糖尿病。
目前，利用这种方法诱导模型主要分为直接使用STZ注射建模以及配合高脂饮食建模两种，而后者又可以按照注射STZ前进食和注射STZ后进食分为两类。
王志刚[3]等将大鼠禁食16~ 18h 后尾静脉注射STZ( 25mgPkg) , 两周后, 做葡萄糖耐量实验, 发现动物已经出现糖耐量异常, 表明T2DM模型建立初步成功。
结合饮食和注射STZ的优点，可以缩短造模时间，提高模型的成功率现在是许多研究者所推崇的。
洪丽莉等[4] 选SD大鼠, 先喂以高脂高糖饲料4周,饮3%的果糖水,导致胰岛素抵抗,继以小剂量STZ( 30 mg /kg)腹腔注射1次, 2周后诱导建立了稳定的T2DM模型。
当然也有研究者通过先注射STZ，然后再用高脂饮食培养建模，同样也获得了成功。
刘欣秋等[5]在实验中采用这种方法，8周后成功建成T2DM大鼠模型。
目前这两种建模方法的优点和缺点尚在研究中，到底是先注射STZ好还是后注射好，仍亟待深入考察比较，以便为临床T2DM动物模型建立一定标准和指南，更快更好地促进生物医学的发展。
1.3 STZ诱导糖尿病大鼠模型的成功率影响因素研究现况药物诱导糖尿病动物模型的成功率受诸多因素影响, 如给药剂量、给药方法、STZ的不同溶剂、大鼠品种因素等。
目前STZ的剂量大小还没有统一认识, 造模成功率报道也不尽相同。
李桂云等[6] 将4周龄SPF级雄性SD大鼠高糖高脂饲料喂养4周, 分别按50mg/ kg 、40mg/kg、30mg/kg体重剂量腹腔注射STZ建立T2DM大鼠模型, 结果: 40mg/kg剂量组大鼠的成模率最高( 73.3% ), 成模大鼠具有胰岛素抵抗、高血糖、高胰岛素血症和血脂紊乱的T2DM临床特征。
认为短期高糖高脂饮食联合STZ腹腔注射建立T2DM SD大鼠模型的STZ最佳注射剂量为40mg/kg。
而宋立江等[7] 研究了不同溶剂溶解STZ对造模成功率的影响。
结果pH4. 5柠檬酸PBS造模成功率高达86. 7%, 认为pH 4. 5柠檬酸PBS可以作为理想的溶剂。
郭学军等[8]W istar大鼠成模率和死亡率均高于SD大鼠。
1.4 转基因大鼠模型转基因技术的应用极大地促进了动物医学研究的发展，将人类的基因片段或者是多肽、蛋白质等转到大鼠上，可以制备出T1DM 或T2DM动物模型，且相比以上的较稳定，容易繁殖培育，同时因与人类具有同源性，更能反映基因作用的真实性，是目前较为先进的技术。
但这种方法的弊端有两个：第一，因人类的基因片段、蛋白质对大鼠来说，都是外源蛋白，由于作用环境改变，可能会造成相应的蛋白因差异而未能达到相应临床表型；第二，在诱导过程中，还需要有比较合适可靠的载体，以使基因片段能顺利移植到动物体内，进而克隆繁殖，这无论在时间、经济上还是技术上成本都是比较高的。
2 自发性T2DM大鼠模型自发性2型糖尿病大鼠目前主要有中国地鼠、G /K 大鼠、OLETF大鼠、ZDF大鼠等, 这类大鼠多数肥胖, 有明显的高胰岛素血症, 类似人T2DM的发病特征, 国外研发口服抗糖尿病及并发症的新药多选用这类动物。
[9]2.1 中国地鼠自发性模型原为我国黄河以北一些省份的优势鼠种。
由美国Meier和Yer2ganian将黑线仓鼠通过近亲繁殖获得近交系,该类地鼠具有自发性、遗传性糖尿病特点，发病率可达90%，雌性多于雄性。
以中轻度高血糖为特征, 血清胰岛素表现多样, 胰岛细胞的病变程度不一, 类似于人T2DM。
2.2 G/K大鼠G/K 大鼠来源于日本,是一种常用的自发性非肥胖型T2DM实验动物模型, 具有高血糖、高胰岛素血症、胰岛素抵抗出现早的特点。
认为其发病机制可能是由于骨骼的糖元合成酶不能有效地将多余的葡萄糖转化为糖元贮存起来, 从而使动物出现高血糖。
其具有与人类T2DM 微血管并发症相似的改变。
Partha B认为G/K是研究糖尿病最好的动物模型, 但是其发病过程中B细胞数目降低后有一个增殖的过程, 这与人类发病情况有很大不同, 这也是人们限制G/K大鼠应用的关键[10]。
2.3 ZDF大鼠肥胖Zucker大鼠其特征为肥胖、胰岛素抵抗、高胰岛素血症、高血脂、高血糖、高血压,受常染色体隐性遗传基因影响,其隐性基因名称为fa。
有研究者发现其肥胖与血脑屏障上的瘦素载体减少有关, 瘦素与中枢神经系统受体结合能够启动调节摄食和机体能量平衡,此平衡被打破可导致肥胖发生。
肥胖Zucker大鼠是研究糖尿病血管病变的理想模型[11]。
3 总结综上所述，我们发现不同类型T2DM模型各有其优点和缺点，在选择临床T2DM动物模型的的过程中，应密切结合课题要求、实验室条件和经费状况等具体现状进行确定。
目前认为人工诱导产生的大鼠糖尿病模型具有价格便宜、稳定性强、并且容易诱导的特点，较受推崇。
但是也可以看到，现阶段糖尿病动物模型的研究仍然处于一个发展阶段，许多技术还不成熟。
有些指标还没有建立，各家有各家的说法，成功率的报道也是不尽相同，例如使用多少剂量的STZ合适等。
具体我们列数如下：3.1 使用多少剂量的STZ能够诱导出稳定的临床T2DM大鼠模型。
3.2 需要在何时搭配高脂饮食，使用STZ前或后，以便培养出更稳定的大鼠模型。
3.3 有没有更好的制剂能够替代STZ，从而缩短诱导时间。
许多研究者正在探索与人类糖尿病发病相似，且具有稳定可遗传等优点的大鼠模型。
很多问题仍然需要解决和研究，相信随着现代科学技术的发展，以及人们对糖尿病的深入研究，其大鼠模型种类会呈现增长，它将成为人们研究T2DM的有力工具，为治疗糖尿病，造福人类发挥重要的作用。
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