动物实验操作的基本知识
动物实验的基本知识和操作技术
动物实验的基本知识和操作技术第⼆章动物实验的基本知识和操作技术第⼀节实验动物药理学实验常⽤的动物有蛙、蟾蜍、⼩⽩⿏、⼤⽩⿏、豚⿏、家兔、猫和⽝等。
常根据实验⽬的和要求选⽤不同的实验动物。
由于不同的动物具有不同的特点，故所选⽤的动物应能较好地反映试验药物的选择性作⽤，并符合节约的原则。
（⼀）、实验动物的选择原则1、尽量选择与⼈体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物；2、选⽤的实验动物的解剖、⽣理特点应符合实验⽬的；3、根据⼈与实验动物对同⼀刺激的反应差异，选⽤具有明显反应的动物；4、根据⽣物医学研究必须达到的精确度，选⽤结构功能简单⼜能反映研究指标的动物；5、选⽤患有⼈类类似疾病的近交系或突变系动物；6、选⽤与实验设计、技术条件、实验⽅法等相适应的标准化动物；7、在不影响实验⽬的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物；8、供实验⽤的动物应具备质量合格证。
（⼆）、常⽤实验动物的特点1、蛙和蟾蜍离体⼼脏能较持久地有节律地搏动，常⽤于观察药物对⼼脏的作⽤；坐⾻神经和腓肠肌标本可⽤来观察药物对周围神经、神经肌⾁或横纹肌的作⽤；蛙的腹直肌还可以⽤于鉴定胆碱能药物的作⽤。
2、⼩⽩⿏是实验室最常⽤的⼀种动物。
易于⼤量繁殖，且价廉，适⽤需要⼤量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价⽐较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。
3、⼤⽩⿏与⼩⽩⿏相似。
⼀些在⼩⽩⿏⾝上不便进⾏的实验可选⽤⼤⽩⿏，如药物抗炎作⽤的实验常选⽤⼤⽩⿏踝关节制备关节炎的模型。
此外，也可⽤⼤⽩⿏直接记录⾎压、作胆管插管，或⽤⼤⽩⿏观察药物的亚急性或慢性毒性。
⼤⽩⿏的⾎压和⼈相近，且稳定，现常⽤于抗⾼⾎压药物实验。
4、豚⿏是实验室常⽤动物之⼀。
对组织胺很敏感，容易致敏，常⽤于平喘药和抗组胺药的实验。
对结核菌亦敏感，故也⽤于抗结核药的研究。
此外还⽤于离体⼼脏及平滑肌实验，其乳头肌和⼼房常⽤于电⽣理特性及⼼肌细胞动作电位实验，研究抗⼼律失常药物的机理。
实验动物基本知识及基本操作实验方法
实验动物基本知识及基本操作实验方法实验动物是指在实验室内用于科学研究目的的动物，为了保护人类和其他动物的生命、健康和安全，科学研究常常需要进行动物实验。
以下内容将介绍实验动物的基本知识以及实验中的基本操作和实验方法。
一、实验动物的基本知识1.实验动物种类常见的实验动物种类包括小鼠、大鼠、兔子、猴子、猪等。
其中，小鼠和大鼠是最常用的实验动物，因其生命周期短、繁殖能力强、易于养殖和管理，且与人类基因相似度较高。
2.实验动物的饲养环境实验动物需要有严格的饲养环境，包括适宜的温度、湿度、光照和通风条件。
饲养设施应具备合适的空间和设备，如饲养箱、自动饮水器、饲料箱等。
3.实验动物的繁殖和饲养实验动物的繁殖需要注意选配合理的配对，控制种群数量和质量，以确保实验结果的可靠性。
同时，对实验动物进行规范、科学的饲养，提供合适的饲料、清洁的饮用水、舒适的环境等。
二、实验中的基本操作1.动物体重测定动物体重是评估动物生长、健康状态的重要指标。
测定体重时，可以用电子天平称量，将动物置于天平上并记录体重。
2.手术操作一些研究需要进行手术操作，例如在动物体内植入微电极等。
手术操作前需进行充分的准备工作，如消毒手术器具、获取麻醉剂等。
手术操作过程中，需要保持操作区域清洁、注意操作技巧，保护动物的生命安全。
3.采集生物样本实验动物的生物样本如血液、尿液、组织样本等，是研究动物健康状况和药物效果的重要依据。
采集血液时，可以通过尾静脉抽血、眼眶静脉抽血等方法。
采集尿液时，通常采用代谢笼或尿液收集器。
1.长期观察法长期观察法是通过观察实验动物在不同条件下的生长发育、行为表现等来推断不同因素对动物的影响。
例如，用不同饲料供给量观察动物的生长速度，用不同光周期观察动物的行为改变。
2.剖析法剖析法是通过解剖实验动物，观察和记录各种器官的形态结构及组织病理变化，从而了解不同因素对动物生理功能和病理变化的影响。
例如，观察动物心脏、肝脏、肺等器官的大小、形状和病理损伤。
第八篇 动物实验技术
2、按统计学方法测算的样本数
（1）配对试验动物数目的确定：
可用配对试验的t检验法，推倒试验所需动物数 目，欲达到显著水平α=0.05时，则样本的含量可 用下式确定：
n=[(t0.05sd)2]/d2 sd为前人试验或经验所得各组间差异的方差
d为要求达到所预期的差异显著时的均数差值
4、实验方法的选定
实验方法按学科可分为生理学方法、生物化学方 法、生物物理方法、免疫学方法等等；按性质可分为 形态学方法、机能学方法；按范围可分为整体综合方 法和局部分析方法；按水平可分为整体水平、器官水 平、细胞水平、分子水平、量子水平等等。 无论选择何种实验方法，均应保证以下几点： 1、可靠性，即切实可行，稳定可靠，是受大家公 认的方法，也称经典方法； 2、优越性，即指实验方法既具有先进的一面，又 便于与其它实验方法相互配合，故也称先进性和协同 性； 3、创造性，即实验方法的创新或改良。
（二）配对设计（paired design）
是将动物按某些特征或一定条件配成对，再 将每对中两个动物随机分配到两个不同处理组中。 配对的因素是影响试验效应的主要非处理因素， 如动物性别、体重，两组动物取得均衡进行实验，
以减少误差及动物间的个体差异。
（三）随机区组设计
是配对设计的扩大。将全部动物按体重、性 别及其他条件等分为若干组，每组中动物数目与 拟划分的组数相等，体质条件相似，再将每个区 组中的每一只动物进行编号，利用随机数字法将
一、动物实验设计的基本原则
实验研究主要是通过对样本的研究而得出结论。
要将样本的结论外推到总体，必须尽量使样本能够
真实的代表总体。然而，实验动物的种系和个体差
异、实验环境差异、仪器的稳定性、药品的纯度、
动物实验基本操作技术
动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段，常用于医学、生物学等领域的实验研究。
为了确保实验的可靠性和安全性，研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。
下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。
首先，动物实验前，需要对动物进行适当的饲养管理，确保其健康状态。
这包括提供适宜的饲料和饮水，保持合适的环境温度和湿度，以及定期清洁和消毒动物饲养环境。
此外，研究人员还需对动物进行身体检查，以排除可能影响实验结果的健康问题。
其次，对于需要进行手术的实验，研究人员需要具备相关的手术技术。
例如，动物麻醉技术是必不可少的，可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。
在动物手术过程中，需要准确切割皮肤或组织，处理血管、神经和器官，以及进行缝合和止血等操作。
因此，研究人员需要熟练掌握相关手术技术，确保手术过程的顺利进行。
此外，动物实验中还常使用动物注射技术。
注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。
研究人员需要准确计量给药剂量，选择合适的注射部位和注射器具，并注意注射速度和注射途径的选择。
在实验中，研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧，及时发现和处理可能的不良反应。
另外，动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。
例如，研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本，以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。
采样时需要注意卫生与无菌操作，避免交叉污染。
采样后，研究人员需要合理保存和处理样本，以保证实验结果的可靠性。
此外，动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。
研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数，包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。
此外，研究人员还需要进行数据分析，以得出科学合理的结论。
在数据分析过程中，研究人员可以使用统计学方法，如平均值、标准差、方差分析等。
最后，动物实验的伦理与法规也是非常重要的。
研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规，保证动物实验的道德性和合法性。
动物实验操作的基本知识
动物实验操作的基本知识一、实验动物抓拿固定（一）小白鼠(mouse)右手抓住其尾，放在鼠笼铁纱网上，然后用左手拇指及食指沿其背向前抓住其颈部，并以左手的小拇指和掌部夹住其尾固定在手上(图3-1)。
取尾血及尾静脉注射时，可将mouse固定在金属或木制的固定器上。
（二）大白鼠(rat)实验者应戴帆布手套，用右手将鼠尾抓住提起，放在粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果rat后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作（图3-2）。
若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。
需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。
（三）豚鼠(cavy)Cavy具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。
一般方法是：以右手拇指和食指夹住两前肢及头部，使整个颈胸部皆在手掌中（不要抓得太紧以免窒息），左手抓住两后肢，使腹部向上，而后进行操作（图3-3）。
（四）蛙或蟾蜍(frog or toad)捉拿方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小拇指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左，右前肢，右手进行操作（图3-4）。
在捉拿toad时，注意勿挤压其两侧耳部突起之毒腺，以免毒液射到眼中。
实验如需长时间观察，可破坏其脑和脊髓以后放在蛙板上固定进行操作。
（五）家兔(rabbit)用右手抓住其颈背部皮毛，轻提动物，再以左手托住其臀部，使家兔的体重主要落在左手掌心，然后按实验要求固定（图3-5）。
作兔耳血管注射或取血时，可用兔盒固定。
作各种手术时，可将家兔麻醉后固定在手术台上。
固定方法常采用仰卧位固定，四肢用粗棉线固定，头用兔头固定夹固定或用棉线钩住家兔门齿再固定在兔台头端铁柱上。
（六）狗(dog)犬性凶恶，能咬人，因此进行实验时第一个步骤就是要绑住犬嘴，驯服的犬绑嘴时可从侧面靠近轻轻扶摸其背部皮毛，然后用寸带迅速兜住犬的下颌，绕到上颌打一个结，在绕回下颌打第二个结，然后将寸带引至头后颌颈部打第三个结，并多系一个活结（以备麻醉后解脱）。
动物实验常见操作技术
动物实验常见操作技术动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行各种操作和处理，获得与人类相关的科学数据和知识。
以下是动物实验中常见的操作技术。
一、麻醉和镇痛技术动物实验中会应用麻醉药物使动物失去感觉和意识，以减少动物在实验过程中的痛苦和压力。
常用的麻醉技术包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
镇痛技术用于减轻术后疼痛，常采用各种药物如阿片类和非甾体抗炎药等。
二、手术技术手术技术是动物实验中常见的一项操作技术，用于在动物体内插入仪器、移除组织样本、修复组织或器官的损伤等。
常见的手术技术包括卵巢切除术、肝脏切片术、心脏手术等。
三、体内采样技术体内采样技术是从动物体内获取生物样本的一种方法，用于分析动物的生理和生化指标。
常见的体内采样技术包括血液采样、尿液采样、肠道内容物采样等。
四、药物给药技术药物给药技术是将药物通过各种途径输入动物体内，以研究药物的药代动力学和药效学等。
常见的给药途径包括静脉注射、腹腔注射、皮下注射等。
五、环境控制技术环境控制技术用于控制实验动物的环境条件，以确保实验结果的准确性和可靠性。
常见的环境控制技术包括温度控制、湿度控制、光照控制等。
六、行为测定技术行为测定技术用于评估动物的行为特征和认知功能，常用于研究动物的学习记忆、情绪行为等。
常见的行为测定技术包括开放田间测试、旋转杆测定、挖洞测试等。
七、分子生物学技术分子生物学技术用于研究动物的基因表达、DNA/RNA的分离和测定等。
常用的分子生物学技术包括PCR技术、凝胶电泳技术、蛋白质电泳技术等。
八、影像学技术影像学技术用于研究动物的器官结构、功能和病理变化等。
常见的影像学技术包括X线摄影技术、CT扫描、MRI等。
九、细胞培养技术细胞培养技术用于研究动物的细胞生长、增殖和代谢等。
常用的细胞培养技术包括离心培养、悬浮培养、共培养等。
以上列举了动物实验中常见的操作技术，不同实验目的和研究领域需要选用不同的操作技术，以获得准确和可靠的实验结果。
动物实验基本知识
动物实验基本知识嘿，朋友们！今天咱来聊聊动物实验的那些基本知识，可别小瞧了这事儿，这里头的门道可多着呢！你想想看，动物实验就像是一场特殊的冒险。
动物们就像是勇敢的小战士，为了我们人类的科学进步在默默付出。
咱先说动物的选择吧。
那可不是随便抓一只就行的呀！就好比你要去参加比赛，不得选个适合项目的选手嘛。
不同的实验需要不同的动物，有的需要小白鼠，因为它们繁殖快、好养活；有的需要猴子，因为它们和我们人类在某些方面比较相似。
这就好像挑工具一样，得选对了才能干好活儿，对吧？然后就是实验环境啦。
这可不能马虎，得给动物们一个舒服的“家”。
温度、湿度都得合适，不能让它们冷着饿着呀。
这就跟咱人一样，住在一个舒服的房子里心情才好，才能更好地工作学习嘛。
要是把它们放在一个脏兮兮、乱糟糟的地方，它们能好好配合实验吗？那肯定不行呀！还有实验操作呢，这可得小心谨慎。
就像你小心翼翼地拼一个复杂的拼图，不能粗鲁地对待。
要温柔地对待这些小动物，尽量减少它们的痛苦。
毕竟它们也是有感觉的呀，它们也会疼会难受。
咱可不能没心没肺地折腾它们。
动物实验的过程中，观察也很重要。
得像个侦探一样，仔细地盯着动物们的一举一动，不放过任何一个小细节。
这可不是简单的事儿，得有耐心，还得有一双敏锐的眼睛。
不然怎么能发现那些隐藏的秘密呢？动物实验做完了，也不能就把动物们丢一边不管啦。
得好好照顾它们，让它们能恢复健康。
这也是我们的责任呀，不能利用完了就不管不顾了。
有人可能会说，那干嘛非要用动物做实验呀？不用不行吗？嘿，你还别说，有些时候还真不行。
很多新的药物、新的治疗方法，不先在动物身上试试，谁敢直接用到人身上呀？那不是太冒险了嘛！动物实验可以帮我们提前发现问题，让我们的医学进步更稳当。
所以说呀，动物实验可不是一件随随便便的事儿。
我们要认真对待，要尊重这些为我们付出的小动物们。
它们虽然不会说话，但它们的贡献可不小呢！我们得怀着感恩的心，好好利用动物实验带来的成果，让我们的生活变得更美好，让人类的健康得到更好的保障。
动物实验基础知识系列
动物实验基础知识系列之一：剂量换算关于剂量换算的问题最近不少战友询问关于不同实验动物之间或者实验动物与人之间的剂量如何作“等效”换算的问题。
这个问题对学习药理的战友来讲，可能是非常熟悉了。
但对于非药理专业但又需做药理实验的战友来说，仍然是令人困扰的问题。
下面我们分以下几点来探讨这个问题。
第一、等效剂量系数折算法换算第二、体表面积法换算第三、系数折算法与体表面积法的比较第四、系数折算法的相对误差第五、小孩与成人的剂量换算第六、少常用实验动物剂量间的换算第七、不同给药途径间的剂量换算第八、LD50与药效学剂量间的换算下面我来简单说一下这个问题。
我们在实验中估算一种药物或化合物的使用剂量的时候，差不多是来源于两条途径：一是查文献，参考别人使用的剂量。
有时有现成的，可直接用。
有时没有我们所用动物的剂量，但有其它实验动物的。
也有的是有临床用量的，但没有实验动物的。
这样，我们就得进行换算。
这是我们今天要谈的这种方法。
另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。
一般参考数据是LD50。
至于该选择LD50的多少分之一来作为参考剂量，众说纷纭。
这个我们再另题讨论。
下面我来说一说用第一种方法进行如何换算。
目前我们大多数人用的方法，是参考徐叔云教授主编的《药理实验方法学》。
在其附录中有一个表，列出了人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值。
这个表，几乎被药理专业的人们奉为经典，一直在科研中沿用。
表如下所示：请注意最后一行，这个就是我们通常用到的。
把人的临床剂量转换为实验动物的剂量。
试着换算一个。
如：人的临床剂量为X mg/kg ,换算成大鼠的剂量：大鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.018/200g＝X mg/kg×70kg×0.018/0.2kg＝6.3 X mg/kg. 这也就是说，按单位体重的剂量来算，大鼠的等效剂量相当于人的6.3倍。
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动物实验操作的基本知识一、实验动物抓拿固定（一）小白鼠(mouse)右手抓住其尾，放在鼠笼铁纱网上，然后用左手拇指及食指沿其背向前抓住其颈部，并以左手的小拇指和掌部夹住其尾固定在手上(图3-1)。
取尾血及尾静脉注射时，可将mouse固定在金属或木制的固定器上。
（二）大白鼠(rat)实验者应戴帆布手套，用右手将鼠尾抓住提起，放在粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果rat后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作（图3-2）。
若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。
需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。
（三）豚鼠(cavy)Cavy具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。
一般方法是：以右手拇指和食指夹住两前肢及头部，使整个颈胸部皆在手掌中（不要抓得太紧以免窒息），左手抓住两后肢，使腹部向上，而后进行操作（图3-3）。
（四）蛙或蟾蜍(frog or toad)捉拿方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小拇指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左，右前肢，右手进行操作（图3-4）。
在捉拿toad时，注意勿挤压其两侧耳部突起之毒腺，以免毒液射到眼中。
实验如需长时间观察，可破坏其脑和脊髓以后放在蛙板上固定进行操作。
（五）家兔(rabbit)用右手抓住其颈背部皮毛，轻提动物，再以左手托住其臀部，使家兔的体重主要落在左手掌心，然后按实验要求固定（图3-5）。
作兔耳血管注射或取血时，可用兔盒固定。
作各种手术时，可将家兔麻醉后固定在手术台上。
固定方法常采用仰卧位固定，四肢用粗棉线固定，头用兔头固定夹固定或用棉线钩住家兔门齿再固定在兔台头端铁柱上。
（六）狗(dog)犬性凶恶，能咬人，因此进行实验时第一个步骤就是要绑住犬嘴，驯服的犬绑嘴时可从侧面靠近轻轻扶摸其背部皮毛，然后用寸带迅速兜住犬的下颌，绕到上颌打一个结，在绕回下颌打第二个结，然后将寸带引至头后颌颈部打第三个结，并多系一个活结（以备麻醉后解脱）。
注意捆绑松紧度要适宜。
倘若此举不成，应用犬头钳夹住其颈部，将犬按倒在地，再绑其嘴（图3-6）。
头部固定：固定犬头需用一特制的狗头固定器，犬头固定器为一圆铁圈，圈的中央有一个弓形铁，与棒螺丝相连，下面有一根平直铁闩。
操作时先将犬舌拉出，把犬嘴插入固定器的铁圈内，再用平直铁闩横于犬齿后部的上下颌之间，然后向下旋转棒螺丝，使弓形铁逐渐下压在动物的下颌骨上，把铁柄固定在犬头的铁柱上即可（图3-7）。
四肢固定：如采取仰卧位，四肢固定方法与家兔相同。
图3-1 Mouse的捉拿固定与腹腔注射图3-2 Rat的捉拿法图3-3 Cavy的捉拿与固定方法图3-4 Frog的捉拿固定图3-5 Rabbit的正确捉拿方法图3-6 捆绑犬嘴的方法及犬头钳图3-7 犬台与犬头固定器二、实验动物的麻醉(anesthesia)和给药途径（一）Anesthesia的方法和麻醉药的用量进行在体动物实验时，宜用清醒状态的动物，这样将更接近生理状态，有的实验则必须用清醒动物。
但是进行手术时或实验时为了消除疼痛或减少动物挣扎而影响实验结果，必须使用麻醉药。
Anesthesia动物时，应根据不同的实验要求和不同的动物选择麻醉药。
1．局部麻醉（local anesthesia）如以0.5～2%普鲁卡因(procaine)给兔颈部皮下作浸润麻醉，可进行局部手术。
2．全身麻醉（general anesthesia）（1）吸入麻醉（inhalation anesthesia）乙醚（ether）蘸在棉球上放入玻璃罩内，利用其挥发的性质，经呼吸道进入肺泡，对动物进行麻醉。
可用于各种动物。
适用于时间短的手术过程或实验，吸入后约15～20min开始发挥作用。
采用乙醚麻醉的优点是：anesthesia的深度易于掌握，比较安全，麻醉后苏醒快。
缺点是：需要专人管理。
在麻醉初期常出现强烈兴奋现象，对呼吸道有较强的刺激作用。
对于经验不足的操作者，用乙醚麻醉动物时容易因anesthesia过深而致动物死亡。
另外，乙醚易燃，易爆，对人亦有作用，使用时应避火，通风，注意安全。
（2）注射麻醉（injection anesthesia）巴比妥类：各种巴比妥类药物的吸收和代谢速度不同，其作用时间亦有长有短。
戊巴比妥钠（sodium pentobarbital）作用时间为2～4h，属中效巴比妥钠类，实验中最为常用。
常配成3～5%的水溶液，由静脉或腹腔给药。
硫喷妥钠（sodium thiopental）作用时间仅为15～30min，属短效或超短效巴比妥类，适用于较短时程的实验。
巴比妥类对呼吸中枢有较强的抑制作用，anesthesia过深时，呼吸活动可完全停止。
故应注意防止给药过多过快。
对心血管系统也有复杂的影响，故这类药物用于研究心血管机能的实验动物麻醉，是不够理想的。
氯醛糖(chloralose)：本药溶解度小，常配成2%水溶液。
使用前需先在水浴锅中加热，使其溶解，但加热温度不宜过高，以免降低药效。
本药的安全度大，能导致持久的浅麻醉，对植物性神经中枢的机能无明显抑制作用，对痛觉的影响也极微，故特别适用于研究要求保留生理反射（如心血管反射）或研究神经系统反应的实验。
乌拉坦：又名氨基甲酸乙酯（urethane），与氯醛糖类似，可导致较持久的浅麻醉，对呼吸无明显影响。
乌拉坦对兔的麻醉作用较强，是家兔急性实验常用的麻醉药。
对猫和狗则奏效较慢，在大鼠和兔能诱发肿瘤，需长期存活的慢性实验动物最好不用它麻醉。
本药易溶于水，使用时配为10%～25%的溶液。
（二）动物给药途径1．灌胃法(intragastric injection，ig)（1）Mouse用左手固定mouse，使其头颈部充分伸直，但不宜抓得过紧，以免窒息。
右手拿起连有小鼠灌胃针的注射器，将针头小心自口角插入口腔，紧贴上腭入胃，注入药液（图3-8）。
操作时应避免灌胃针插入气管。
插入时遇有阻力应抽出再试，如错插入气管注药时可立即死亡。
注射量0.1～0.25ml/10g体重。
（2）Rat左手戴防护手套握住Rat头骨部，或压在鼠笼上固定，右手将连有注射器的灌胃针头从其口角插入口腔，继续用灌胃针压其头部，使口腔与食道呈一直线，再将针头沿咽后壁轻轻进入食道，这时如插入畅通，无阻力，可插得较深，插入后动物安静，呼吸无异常，可将药液注入。
应避免针头或导管插入气管。
灌胃量不超过2ml/只。
（3）Cavy一个人抓住Cavy头颈部和四肢，另一人将“含咀”放入Cavy口内旋转使舌压在其下，再将塑料管或导尿管插入,然后注入药物，因Cavy上腭部有牙齿，易阻止导管插入，应把Cavy头部与躯体拉直，便于导管避开阻碍而进入食道。
（4）Rabbit一般采用开口器和小儿导管或导尿管。
开口器是2×2×10cm的木片或竹片，呈纺棰形，于正中垂直开一6～8mm直经的圆孔制成。
灌胃时，将动物固定于竖立体位，将开口器放于动物的上，下腭齿之间，两端露出口角处，用绳将它固定或用手固定。
右手将导管由开口器的小圆孔，沿咽后慢慢进入食道插入胃中，为防止插入气管内，将导管外端插入盛水的小烧杯中，如随动物呼吸而有气泡冒出，表明插入气管应立即拔出插管；若不冒气泡，表明导管插入胃中，方可注入药液，注入完毕，以少量清水冲洗残留管内药液，再拔出导管。
2．皮下注射(subcutaneous injection，sc)（1）Frog或cavy淋巴囊注射法Frog的皮下有数个淋巴囊，注入药物易吸收。
一般以腹部淋巴囊作为给药途径，另外可注于颌下，胸或大腿等淋巴由于其皮肤薄，缺乏弹性，如果用注射器直接刺入拔针后药液易自注入孔流出，因此注射胸淋巴囊时，应从口角入口腔底部刺入肌层再返入皮下，针尖进入胸淋巴囊后进行注射（图3-9）；注射大腿淋巴囊时针尖从小腿皮肤刺入绕过膝关节进入大腿淋巴囊；注射腹淋巴囊时，针尖从胸淋巴囊刺入；进入腹淋巴囊注射或从Frog大腿上端刺入，经过大腿肌层入腹壁肌层再转入腹淋巴囊，然后注射药液。
注射量一般0.25～1.0ml/只。
（2）Mouse皮下注射通常在背部皮下注射，注射时以左手拇指和中指将mouse颈背部皮肤轻轻提起，食指轻按其皮肤，使其形成一个三角形小窝，右手持注射器，从三角窝下部刺入皮下，轻轻摆动针头，如易摆动时则表明针头在皮下，此刻可将药液注入，针头拔出后，以左手在针刺部位轻轻捏住皮肤片刻，以防药液流出。
大批动物注射时，可将Mouse放在鼠笼盖或粗糙平面上，左手拉住尾部，Mouse自然向前爬动，此时右手持针迅速刺入背部皮下，推注药液。
（3）Rat皮下注射注射部位可在背部或后肢外侧皮下，操作时轻轻提起注射部位皮肤，将注射针头刺入皮下，一次注射量为<1ml/100g。
（4）Cavy皮下注射部位可选用两肢内侧、背部、肩部等皮下脂肪少的部位。
通常在大腿内侧注射，针头与皮肤呈45度角的方向刺入皮下，确定针头在皮下推入药液，拔出针头后，拇指轻压注药部位片刻。
（5）Rabbit皮下注射法：参照mouse皮下注射法。
3．腹腔注射法(intraperitoneal injection, ip)（1）Mouse左手持鼠，将腹部朝上，右手持注射器，针头刺入方向可与腹部呈45°角，一般由左或右下腹部刺入，为避免刺伤内脏,可将头部放低，使脏器移向横膈之处，（勿刺破肝脏和膀胱）。
当针头刺入腹腔是时，有落空感即可给药（图3-10）。
（2）Rat，cavy，rabbit，猫等的腹腔注射皆可参照mouse腹腔注射法。
但应注意Rabbit 与猫在腹白线两侧注射时，离腹白线约1cm处进针。
图3-8 Mouse的灌胃方法图3-9 Frog淋巴囊注射图3-10 Mouse腹腔注射4．肌肉注射法(intramuscular injection，im)（1）Mouse、rat、cavy：一般因肌肉少，不作im，如需要时，可将动物固定后，一手拉直动物左或右侧后肢，将针头刺入后肢大腿外侧肌肉内，用5～7号针头，mouse一次注射量不超过0.1ml/只。
（2） Rabbit：固定动物，右手持注射器，令其与肌肉呈60°角一次刺入肌肉中，先抽回针栓，视无回血时，将药液注入，注射后轻按摩注射部位，帮助药液吸收。
5．静脉注射法(intravenous injection, iv)（1）Mouse，rat将mouse放入特制圆筒（或将鼠放在鼠笼内，使鼠尾从鼠笼网眼中拉出）尾部用45～50℃温水浸泡半min或用75%酒精棉（二甲苯）擦之，使血管扩张，并使表皮角质软化，可以看见三条静脉，选择其中较粗大静脉（一般选左，右两侧之静脉）用吸取好药的注射器针头（4～4½号针头）刺入，缓缓将药液注入（图3-11）。