大鼠一般操作技术
动物实验的常规操作
动物实验的一般操作实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。
因此，实验人员必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，包括动物的捉拿、固定、性别鉴定、标记、生物材料的收集、处死方法和解剖检查，这是保证实验工作成功的基本条件之一。
一、实验动物的捉拿固定实验动物的正确捉拿和固定，不但可以避免由于过强的刺激和动物的损伤而影响观测结果的正确性，而且还可防止被动物咬伤，从而保证实验的顺利进行。
常用的小鼠、大鼠及家兔的捉拿固定方法如下：（1）小鼠用右手抓住鼠尾，提出后立即放在铁丝笼或粗糙的板面上，而后右手将小鼠缓缓后拉，恰好与鼠要向前爬行的力相反而使其固定，此时可用左手的姆指和食指捏住小鼠耳后枕颈部皮肤即可提起，掌心向上而将鼠体置于掌心中，用无名指和小指将鼠尾压住。
此时小鼠即被固定好，可以进行各种实验操作。
操作熟练后，可采用左手一手抓取法，更为方便，右手可不必放下注射器等器具。
（2）大鼠捉取大鼠时，不宜突然袭击式地去抓它，这样手指容易被咬伤。
取用时，应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，将其放入大鼠固定盒将鼠固定，这样可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃操作时，实验者应戴上帆布手套，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，左手抓紧鼠二耳和头颈部的皮肤，并将鼠固定在左手中，右手即可进行操作。
（3）家兔家兔性情一般较温顺而胆小，捉拿动作要轻。
家兔二耳较长，但并不能承担全身重量，因此捕捉家兔不能抓其两耳，使它疼痛而挣扎。
从笼内捉兔时，先轻轻打开笼门，勿使受惊，随之将手伸入宠内，从头前阻拦它跑动，兔便匍伏不动，此时用右手把二耳轻轻地压于手心内，抓住颈部的被毛与皮，提起兔，然后用左手托住它的臂部，兔身的重量大部分落于左手上。
家兔的固定按实验要求而定，如在耳血管采血、注射、观察瞳孔及呼吸变化时，可将家兔装入能使头部露出的特制木箱。
做心脏抽血时，可将其仰卧固定在简易木质手术台上，头部用特制兔头夹固定，四肢用活结粗棉扁带缚在台边。
复旦大学实验动物学实验报告
复旦大学实验动物学实验报告实验报告一小鼠的一般技术操作一、实验目的和要求：通过实际操作，掌握小鼠实验的一般操作方法，包括动物的抓取和保定、性别鉴定、编号、给药、麻醉、采血、处死、解剖等方法。
二、实验基本步骤：（一）抓取和保定先用右手将小鼠的尾巴提起，至于鼠笼或粗糙的平面上，当小鼠向前挣扎行进时，再用左手的拇指和示指捏住小鼠两耳后颈部皮肤，翻转小鼠至于掌心，拉直后肢。
以小指拉住小鼠尾巴即可。
在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用专门的小鼠固定器进行保定。
（二）性别鉴定将小鼠抓取后，观察其肛门及生殖器之间的距离，距离远的为雄性，距离近的为雌性。
另外翻转小鼠观察生殖器附近，性成熟的雄性小鼠的睾丸降至阴囊内，会有明显的突起；雌性小鼠的肛门至会阴处有一条无毛覆盖的细线。
（三）编号方法常用的有染色法、耳缘打孔法、烙印法、挂牌法。
此外还有断趾法、剪尾法、被毛剪号法、笼子编号法等。
在本次实验中，我们小组使用的是染色法。
（四）去毛方法常用的有拔毛法、剪毛法、剃毛法、脱毛法。
（五）给药方法常用的有经口灌胃法、经呼吸道吸入、经皮肤吸收和注射给药法。
1．经口给药法（1）灌胃法：左手固定小鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从小鼠的一侧犬齿缺失处插入口中，灌胃针竖起靠向口腔后壁，使小鼠消化道成直线，沿咽喉壁缓慢插入食管，使其前段到达膈肌位置，灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食管或误入气管。
（2）口服法在本次实验中，我们小组使用的是灌胃法。
2.注射给药法（1）皮下注射（2）肌肉注射（3）腹腔注射（4）静脉注射在本次实验中，我们使用的是皮下注射、腹腔注射、静脉注射。
（六）采血方法1.断头取血2.眼眶后静脉丛穿刺采血3.尾静脉切割采血法4.摘眼球采血法5.心脏采血在本次实验中，我们小组使用的是眼眶后静脉丛穿刺采血、尾静脉切割采血、摘眼球采血法、心脏采血。
（七）麻醉方法1.常用局部麻醉剂：普鲁卡因、利多卡因2.常用全身麻醉剂：乙醚、苯巴比妥钠、戊巴比妥钠、硫喷妥钠、巴比妥钠、氨基甲酸乙酯。
8.第八章 动物实验基本操作方法
动物实验的基本操作方法，包括实验动
物的抓取、固定、编号、标记、麻醉、去
毛、给药、采血、采集体液、常见手术操 作、处死等操作方法。
第一节
实验动物的抓取、固定、编号、标记方法
一、小鼠的抓取与固定
二、大鼠的抓取与固定
抓取与固定方法同小鼠,但要防止被大鼠咬伤.
三、豚鼠的抓取与固定
小鼠3cm大鼠或豚鼠5cm大鼠小鼠的灌胃法用左手固定鼠右手持灌胃器安好灌胃针并已吸好药物将灌胃针从鼠的嘴角插入口腔压迫鼠的头部使口腔和食管成一直线轻轻转动针头刺激鼠的吞咽将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管如动物挣扎厉害退出灌胃针待动物安静下来重新插入灌胃针前端达到膈肌水平即可慢慢推灌药液如很通畅则说明已进入胃内
常用实验动物全身麻醉药用法及剂量
药品 动物 给药 途径 剂量
（mg/kg）
浓度
(%) 3 3 2 2
用药量
(mL/kg) 1.0 1.4~1.7 2.0~2.5 2.3 3~4 7.0 7.0 1.3~25 5.0~10.0
麻醉时间
戊巴比妥钠
犬、猫、兔 iv ip ip 豚鼠 大鼠、小鼠 Ip
30 40~50 40~50 45
三、动物麻醉的注意事项 1．有些麻醉药物，如乙醚，是挥发性很强的液体，易燃易 爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存阴 凉处，不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。
2．所有麻醉药使用过量均可引起中毒，应特别注意各种麻 醉药的剂量和给药途径，应准确按体重计算麻醉剂量。由于 动物存在个体差异，文献介绍的剂量仅能作参考使用。 3．注射时，一般要求缓慢，并随时观察动物的肌张力、 角膜反射、呼吸频率、夹痛反射射等指标。
（三）肌肉注射 肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射 不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注 射。动物肌肉注射时，应选用肌肉发达，无大血管经过的部 位，如兔、猫、犬、猴的两侧臀部或股部。 （四）腹腔注射 大鼠、小鼠腹腔注射时，左手抓取并固定好动物，将腹部 朝上。右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置， 从下腹部朝头方向几乎平行地刺入皮下，进针3~5mm，再使 针头与皮肤呈45°角斜穿过腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹腔时， 有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，回抽，无回血，无 肠液、尿液，便可缓缓推入药液。小鼠的一次注射量为 0.1~0.2ml/10g体重。大鼠一次注射量为：1~2ml/100g体重。 兔的注射部位在腹部近腹白线lcm处，犬在脐后腹白线侧边 1~2cm处。
课件医实动学实验(大鼠、小鼠)
实验三大、小鼠的基本操作技术[实验目的]：通过大鼠、小鼠的抓取固定、性别辨认、灌胃、注射、采血、麻醉、标记、安乐死、动物剖检、脏器摘除与检查等实际操作，掌握大、小鼠动物实验的基本操作技术。
[实验动物]：大鼠、小鼠[材料与器材]：大、小鼠饲养盒（带面罩）、大鼠和小鼠手术固定台，常规手术器械、大鼠灌胃针、小鼠灌胃针、lml注射器、5ml注射器、l0ml注射器、烧杯、75％酒精及酒精棉，干棉球。
生理盐水、20％乌拉坦溶液（或3％戊巴比妥钠）、乙醚、新洁尔灭、3—5％苦味酸溶液、0.5％中性红或品红溶液、[实验内容]：一、实验动物标记编号的方法一染色法（一）被毛染色法1、单色涂染法；（3—5％苦味酸溶液，可染成黄色）。
2、双色涂染法：苦味酸（黄色）—为个位数；品红（红色）—为十位数．（二）耳缘打孔法：适于做长期实验用。
、（三）刺数钳烙印法：适用于长期或慢性实验的大动物编号。
（四）号牌法：用于大动物实验。
二、实验动物被毛的去除方法（一）剪毛法；（二）拔毛法；（三）剃毛法；（四）脱毛法；三、大鼠、小鼠性别的鉴定方法步骤：1、将动物抓取后，腹部朝上，观察肛门与生殖器之间的距离，距离近的为雌性，距离远的为雄性，2、成年雌性大小鼠有12个乳头。
3、天热时或性成熟后，雄性动物的睾丸一般会从腹腔降至阴囊内，此时易于区别。
四、大鼠、小鼠的抓取和固定（一）小鼠的抓取固定：[实验器材]：小鼠饲养盒(带面罩)1套，小鼠防护手套若干。
[方法步骤]：1、用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将小鼠提起，放在饲养盒面罩上。
2、用左手拇指和食指迅速、准确地捏住小鼠的两耳后、颈背部的皮肤，将小鼠提起。
3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条直线。
4、用左手无名指压住小鼠背部的皮肤，小指压住小鼠的尾巴根部。
5、松开捏住小鼠尾巴的右手拇指和食指。
[注意事项]：1、在抓取动物时，禁止对动物采取突然、粗暴的方法。
2、抓取时注意，过分用力，会使动物窒息或颈椎脱臼，用力过小，动物头部能反转过来咬伤实验者的手，必须熟练掌握。
环境毒理学实验教案
青海大学生态环境工程学院环境毒理学实验报告科目：环境毒理学姓名：田成龙学号：1200602036实验一动物试验的一般操作技术一、目的与要求毒理学的许多试验研究，主要通过动物实验来进行。
而实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。
因此，毒理学实验工作者必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，这是保证试验工作成功的基本条件之一。
本实验要求掌握动物的捉拿、固定、麻醉、编号、采血、处死方法和解剖检查。
二、实验内容和方法（一）实验动物的捉拿和固定方法1、小鼠：捉拿时先用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，在其向前爬行时，右手向后拉尾，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤，将其固定于左手手心中，拉直四肢并用左手无名指压紧尾和后肢，右手即可作注射或其他实验操作。
取尾血及尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属或木制的固定器上。
2、大鼠：大鼠抓取方法基本同小鼠，抓大鼠时若操作者不熟练，或者大鼠特别凶猛，操作者最好戴上防护手套(帆布或硬皮质均可)。
如若是灌胃、腹腔注射、肌肉和皮下注射时，可采用与小鼠相同的手法，即拇、食指捏住鼠的耳朵及头颈皮肤，余下三指紧捏住背部皮肤，置于掌心中，调整大鼠在手中的姿势后即可操作。
3、豚鼠：豚鼠性情温和，胆小易惊，一般不易伤人，抓取时，先用手掌扣住豚鼠背部，抓住其肩胛上方，拇、食指环握颈部，另一只手托住臀部。
如果在实验时豚鼠频繁挣扎，不宜采用此方法，因为操作者的拇、食指会随动物的挣扎越抓越紧而引起豚鼠窒息。
另外，有时可用纱布将豚鼠头部轻轻盖住，操作人员轻扶住其背部或者让其头部钻到实验人员的臂下，然后进行实验操作。
4、家兔：一手抓住兔颈部的被毛与皮肤，另一手托其臀部或腹部，使其躯干的重量大部分集中在手上。
(二)实验动物的编号、标记和去毛方法1、编号和标记方法：在动物实验中，为了使实验动物个体间或组间区别开来，便于对每个实验动物的反应情况进行观察，必须对实验动物进行编号、标记。
第二章 动物实验的基本操作与技术
第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
医学大小鼠实验报告
一、实验目的本实验旨在通过操作医学大小鼠，掌握动物实验的基本操作技能，包括抓取与固定、性别鉴定、给药、采血等，并观察动物在不同实验条件下的生理反应。
二、实验动物与材料1. 实验动物：昆明小鼠4只，大鼠4只。
2. 实验材料：灌胃器2个，注射器4个，酒精，棉球，生理盐水，小鼠固定器1个，大鼠固定器1个。
三、实验步骤1. 抓取与固定- 抓取：左手抓取小鼠的尾根部，用右手拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
- 固定：将抓取好的小鼠放在粗糙平面上，让其在平面上爬行，然后拉住尾跟部，使小鼠腹部朝上，颈部拉直。
用同样的方法固定大鼠。
2. 性别鉴定- 观察小鼠肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性：距离长，毛发密；雌性：距离短，毛发稀疏。
- 用相同的方法鉴别大鼠的性别。
3. 给药- 灌胃法：左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。
右手持接灌胃针的注射器吸取药液，将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。
当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。
用同样的方法对大鼠进行灌胃。
- 注射给药：皮下注射，用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。
右手持注射器吸取药液，将针头刺入皮下，注入药液。
用同样的方法对大鼠进行皮下注射。
4. 采血- 颈动脉采血：左手抓取和固定小鼠，使颈部暴露。
右手持采血针，在颈动脉处刺入，收集血液。
用同样的方法对大鼠进行颈动脉采血。
四、实验结果1. 成功完成小鼠和大鼠的抓取、固定、性别鉴定、给药和采血等操作。
2. 观察到动物在不同实验条件下的生理反应，如呼吸、心率、血压等。
五、实验讨论1. 在实验过程中，应注意操作规范，避免对动物造成伤害。
2. 给药和采血等操作要准确、迅速，以免影响实验结果。
3. 实验过程中要密切观察动物的反应，确保实验安全。
实验动物学实验报告图文
实验动物学课程实验报告实验内容:1. 小鼠的基本实验操作2. 小鼠皮肤移植试验、睾丸(或卵巢摘除术3. 豚鼠和兔的一般操作技术4. 大鼠实验的基本操作5. 大鼠性周期观察和大鼠急性肺水肿模型建立6. 小鼠无菌取胎术7. Beagle犬的一般操作和沙鼠、金黄地鼠、裸小鼠的特性实验一小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓取和固定、性别鉴定、编号、去毛、给药、采血、麻醉、处死,尤其是染色法编号、灌胃、眼球摘除法采血、腹腔注射、脊椎脱臼法处死。
二、实验动物:昆明小鼠4只(2雌2雄三、实验步骤1、抓取和固定2、性别鉴定3、编号(染色法4、去毛(脱毛剂法5、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射6、采血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法7、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉8、处死:脊椎脱臼法、过量麻醉9、解剖:9.1 生殖系统:9.1.1雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明9.1.2雌性:双角子宫、卵巢9.2 肾上腺、胰腺、胆囊、甲状腺四、实验结果1、抓取和固定:抓取:抓小鼠的尾根部固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
2、性别鉴定:观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性:距离长,毛发密(和其他部位一样;雌性:距离短,毛发稀疏。
3、编号:3.1染色法:3.1.1用苦味酸(黄色在小鼠背面染色3.1.2逆毛发生长方向染色,自毛根开始3.1.3可编1-10号(10号为不编号3.2去毛:脱毛剂:8% Na2S,自毛发根部涂抹3.3 给药:3.3.1 灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针, 紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0.5ml3.3.2 注射给药:3.3.2.1腹腔注射:3.3.2.1.1从下腹部的两侧进针3.3.2.1.2进针时针与腹部成45°。
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抓 称 给采麻 解 取 重 药血醉 剖
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注意事项：
1. 抓取与操作动物时小心不要被咬伤，如果被 咬伤需立即用清水冲洗并用碘酒消毒。
2. 抓取动物时用力要恰当,防止动物窒息死亡。 3. 注射给药时要注意安全，注射器不用时要盖
上盖子，不要被扎伤。 4. 实验动物在做完所有操作后才进行处死，处
死后的动物不要与其他垃圾混合丢弃。
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大鼠常规操作技术
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一、实验目的：
1.了解动物实验的目的和意义 2.了解实验动物选择和染毒途径。 3.掌握大鼠实验的基本操作技术。
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二. 实验内容：
1. 实验动物的选择 ✓ 2. 实验动物的抓取和固定 ✓ 3. 性别鉴定 4. 实验动物编号标记 ✓ 5. 实验动物给药途径和方法（灌胃、腹腔、皮下注射、尾静脉
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眼眶后静脉丛采血
左手固定动物→滴少量10%可卡因于动物眼内→ 右手持消毒过毛细吸管→以抗凝剂湿润内壁→ 眼睑和眼球间旋转刺入→采血后消毒纱布止血 30秒。每次0.2-0.3mL
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心脏采血法
动物仰卧→固定器固定→剪左侧心区毛→ 皮肤消毒→小号针头注射器在3-4肋间刺入。可达
0.5mL
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皮内注射
俯卧保定，与皮肤平行 刺入捏住的皮肤，注射 部位局部形成皮丘。为 避免药液流出，停留片 刻，再将针头拨出
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生物标本的采集
血液采集
（断尾采血、眼眶采血、心脏采血等）
尿液采集
粪便采集
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尾尖静脉采血法
固定→用手轻揉鼠尾→静脉充血后剪尾尖（12mm）→用手从尾根向尾尖推挤→采血→干棉 止血。每次0.1mL
注意抓取动物的 手法
抓取固定时力量 大小适宜
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性别鉴定
未成熟鼠生殖器发 育不明显，肛门与 生殖器之间的距离 来区分。远——♂、 近——♀。
成年鼠：雄性卧位 可见睾丸，雌性可 见腹部有12个乳头。
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动物的编号标记
常用标记，两种染 料（苦味酸和中性 红或品红）
先左后右，先上后 下
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实验动物染毒途径和方法
经口染毒
（喂饲、灌胃、吞咽胶囊等）
经呼吸道染毒（静式、动式和气管内注入）
经皮肤染毒
注射染毒
（皮下、皮内、肌内、腹腔和鼠尾静脉注射等）
其它
（直肠内、鼻腔等）
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灌胃
抓取老鼠时应是鼠 成竖直线
灌胃成功时，所遇阻 力较小
灌胃时注意胃容量 0.1ml/10g-0.3ml/10g ，
注射）
✓ 6. 生物标本的采集 （鼠尾取血、心脏采血、眼眶取血） ✓ 7. 实验动物的处死
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实验流程
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动物的选择
动物物种选择基本原则：
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外观观察
健康动物首先看外观： 体形丰满，被毛浓密有光泽、紧贴体表，眼睛 明亮，反应行动灵活。
有无明显疾病症状 体重、年龄
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动物的抓取和固定
单手固定 双手固定 固定器 固定板
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动物的处死
脊椎脱臼法：用左手按住动物的头部于实验台 上，右手抓住尾根部，快速、不间断地向后、 略向上使劲拉，使动物的颈椎以致脊椎脱臼死 亡。
过量麻醉法
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脏器标本的采集
将动物固定于解剖台上，从耻骨联合至下颌沿 正中线切开皮肤，再从耻骨联合至肋骨下缘沿 腹正中线切开腹壁肌肉（不要用力过猛，以免 切破腹腔脏器，特别是膀胱）。从肋骨下端向 脊柱方向，将两侧腹壁剪开，以便观察腹腔内 脏器。应注意不可将腹腔内脏器翻乱，应有次 序地检查。
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穿耳孔法
左耳代表十位，右耳代 表个位
应注意防止孔口愈合， 多使用消毒滑石粉涂抹 在打孔局部
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实验动物的分组
原则：
同一实验中，实验动物的年龄尽可能一致，实验动物 体重大致相近；
同组、同性别动物体重差异应小于平均体重的10%； 不同组间同性别动物体重均值差异小于5%；♀♂动物 各半，且♀♂实验结果分开统计、分析。
＜1mL
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腹腔注射
腹下1/3外侧，避 免损伤实质器官
30-45°角刺入 扎入时有“落空
感”，回抽无尿 液或血液
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尾静脉注射
酒精擦拭尾部
左手食指，拇 指配合按住尾 端
右手持注射器 ，针尖轻轻抬 起与血管平行 刺入
血管由红变白 ，按压止血
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皮下注射
俯卧固定，左手拇指和 食指捏住颈背部皮肤提 起，右手持针沿纵轴方 向刺入皮下，进针时感 觉有阻力，继续刺入， 突然阻力消失，活动针 头，确认刺入皮下即可 注射药液。