生物工程中游实验--植物组织培养基母液的配制
培养基配制

(2)无机微量(100倍液,配制500ml) 无机微量(100倍液,配制500ml) 倍液 500ml 药品名称 MnSO4 ·4H2O 4H ZnSO4 ·7H2O 7H CuSO4 ·5H2O 5H H3BO3 Na2MoO4 ·2H2O 2 KI CoCl2· 6H2O 配方用量mg/L 扩大50倍称量mg 50倍称量 配方用量mg/L 扩大50倍称量mg 1150 22.3 8.6 0.025 6.2 0.25 0.83 0.025 430 1.25 310 12. 12.5 41. 41.5 1.25 定容于500ml 定容于500ml 蒸馏水中。 蒸馏水中。每 升培养基吸此 液10ml
四、实验步骤
1、接种前的准备:如实验一准备的培养基等; 接种室的准备(超净台的准备) 2 2、培养材料表面灭菌:洗涤、清理;(此处 开始在超净台上操作)75%酒精浸泡30秒, 倒出酒精;0.1%升汞5-8 min,倒出升汞; 无菌水洗涤3-5次,无菌水浸泡备用。
四、实验步骤
3、接种:取出叶片置于培养皿中的滤纸上, 吸取水分,剪去被升汞杀死的叶片边缘,将 叶片剪成适当大小(3-5mm见方),接种到 适当培养基中。重新包扎好瓶口,写好标签 (时间、材料等) 4、培养观察:置于培养室或培养箱中培养, 温度25度左右,光照16小时,照度20003000lux。第一周注意观察污染情况,随时 清理污染的培养瓶,记录污染率及生长情况。
实验三 月季的快繁
一、实验目的:对月季茎段进行快繁 ,掌握 利用茎段作为外植体进行无性繁殖的方法 二、实验用品: 1、仪器用具:超净工作台、接种器具(实验 一已灭菌)酒精灯、酒精棉球 2、试剂:实验一准备的培养基、0.1%升汞、 75%酒精、吐温、无菌水 三、实验材料:植物茎段(月季)
9.4.植物培养基母液的配置

一、植物组织培养中的培养基
培养基:培养基是植物细 胞、组织和器官离体培养所需 的营养基质,其中含有植物细 胞生长分化所必需的各种营养 成分和生长调节物质。
固体培养
液体培养
培
水
养
基
无机盐
成 分
有机物
植物激素
培养体支持材料
辅助性物质
二、培养基母液的配置
(一) 母液配置的必要性 将配方中的药品一次称量供一段时间使用,
化学式
KI H3BO3 MnSO4.4H2O ZnSO4.7H2O Na2MoO4.2H2O CuLeabharlann O4.5H2O CoCL2.6H2O
用量(mg/l)
0.83 6.2 22.3 8.6 0.25 0.025 0.025
1.减少工作量 2.减少误差 3.便于母液的低温贮藏。
(二)大量元素母液的配置
(三)母液配制流程图
确定培养基
称量
贴标签 保存于冰箱
母液分装
溶解 定容
母液分装、贴标签
母液保存
保存
在冰箱内 低温保存
思考题
如何配置培养基母液?
Thank You!
即配成一些浓缩液,用时稀释,这种浓缩液就是浓 缩贮备液(简称母液)。
每种培养基往往需要十多种化合物,配制 起来很不方便,也很难达到准确和精确,特别 是微量元素和植物生长调节物质用量极少,很 难准确秤量。
微量元素(以MS培养基为例)
序号 化学名称
1
碘化钾
2
硼酸
3
硫酸锰
4
硫酸锌
5
钼酸钠
6
硫酸铜
7
氯化钾
植物组织培养实验报告

植物组织培养实验报告学院:生命科学技术学院班级:11生物技术(制品)学号:**********姓名:**植物组织培养实验报告实验一植物组织培养母液的配制一、实验目的1.了解植物组织培养基本培养基的组分及其作用。
2.学习掌握植物组织培养MS培养基的配制方法。
二、实验原理培养基是植物组织培养中离体组织赖以生存和发育的条件。
大多数培养基的成分是有无机盐、有机化合物(碳源、维生素、肌醇、氨基酸等)、生长调节物质、水分和其他附加物等五大类物质组成。
无机盐类由大量元素和微量元素组成。
大量元素中,氮类化合物主要以硝酸类和铵类化合物的形式存在,但在培养基中多用硝酸类,也可以将硝酸类和铵类混合使用;磷和硫常用磷酸盐和硫酸盐来提供;钾是培养基中主要的阳离子;钙、钠、镁的需要量较少。
微量元素包括碘、锰、铜、锌、钴、铁。
培养基中的铁离子,大多数以螯合物的形式存在,即硫酸亚铁与乙二胺四乙酸二钠的混合。
有机化合物包括碳源、维生素、肌醇、氨基酸等。
培养中的植物组织和细胞的光合作用较弱,因此,需要在培养基中附加一些碳水化合物物来提供营养需要。
培养基中的碳水化合物通常为蔗糖。
蔗糖除了作为培养基的碳源和能源外,对维持培养基的渗透压也起着重要的作用。
在培养基中加入维生素有助于细胞的分裂和增长。
一般包括VB1、B6、烟酸、生物素、叶酸、泛酸钙、VC。
肌醇在糖类的相互转化、维生素和激素的利用等方面具有重要的催进作用。
常用的植物生长调节物质包括以下三类:①生长素类:吲哚乙酸(IAA)、萘乙酸(NAA)、二氯苯氧乙酸(2,4-D)②细胞分裂素:玉米素(ZT)6-苄基嘌呤(6-BA)和激动素(KT)。
③赤霉素:组织培养中使用的赤霉素只有一种,即赤霉酸(GA3)。
培养基中的其他附加物包括人工合成和天然的有机物附加物。
其中最为常见的为酵母提取物。
琼脂作为培养基的支持物,也是最常用的邮寄附加物,他可以是培养基呈固体状态,以利于组织和细胞的培养。
植物组织培养是否成功,在很大的程度上取决于培养基的选择之上。
培养基母液的配制方法

培养基母液的配制方法一、实验目的1.了解无菌操作2.掌握培养基母液的配制方法二、实验原理配制培养及时,为了使用方便和用量准确,通常采用母液法进行配制,即将所选培养基配方中各试剂的用量,扩大若干倍后再准确称量,分别先配制成一系列的母液置于冰箱中保存,使用时按比例吸取母液进行稀释配制即可。
三、实验器材和药品器材:电子天平、烧杯、容量瓶、细口瓶、药勺、玻璃棒、电炉。
药品:NH4NO3、KNO3、CaCl2·2H2O、MgSO4·7H2O、KH2PO4、KI、H3BO3、MnSO4·4H2O、ZnSO4·7H2O、Na2MoO4·2H2O、CuSO4·5H2O、CoCl2·6H2O、FeSO4·7H2O、 Na2-EDTA·2H2O、肌醇、烟酸、盐酸吡哆醇(维生素B6)、盐酸硫胺素 (维生素B1)、甘氨酸。
四、实验步骤1、大量元素母液的配制各成分按照表1培养基浓度含量扩大10倍用天平称取,用蒸馏水分别溶解,按顺序逐步混合。
后用蒸馏水定容到 1000ml的容量瓶中,即为10倍的大量元素母液。
到入细口瓶,贴好标签保存于冰箱中。
配制培养基时,每配1L培养基取此液100ml。
表1 MS培养基大量元素母液制备注意:(1) 配制大量元素母液时,某些无机成分如Ca2+、SO42-、Mg 2+和H2PO4一等在一起可能发生化学反应,产生沉淀物。
为避免此现象发生,母液配制时要用纯度高的重蒸馏水溶解,药品采用等级较高的分析纯,各种化学药品必须先以少量重蒸馏水使其充分溶解后才能混合,混合时应注意先后顺序。
特别应将Ca2+、SO42一、Mg 2十和H2PO4一等离子错开混合,速度宜慢,边搅拌边混合。
(2)CaCl2·2H2O要在最后单独加入,在溶解CaCl2·2H2O 时,蒸馏水需加热沸腾,除去水中的CO2,以防沉淀。
植物组织培养基母液的配制

植物组织培养基母液的配制
植物组织培养基是培养植物细胞、组织和器官的基础培养介质。
配制
植物组织培养基的母液可以按照以下步骤进行:
1. 准备所需的化学品和试剂,包括无机盐、有机添加剂、维生素和其
他辅助物质。
这些化学品可以根据不同的植物种类和培养目的进行选择。
2. 称取所需的化学品,并依次加入无菌蒸馏水中。
搅拌溶解,直到所
有化学品完全溶解。
3. 调节pH值。
使用pH计测量溶液的pH值,如果需要,可以使用酸
或碱来调节pH值,直到达到所需的pH范围。
4. 向溶液中添加琼脂糖或琼脂糖替代物,作为凝胶剂。
溶解并搅拌直
到完全溶解。
5. 过滤溶液,以去除悬浮固体和杂质。
使用无菌滤纸或滤器进行过滤。
6. 灭菌。
将过滤后的溶液装入无菌烧瓶或容器中,使用高压灭菌器或
自动压力锅进行灭菌,通常在121℃高压下灭菌20-30分钟。
7. 灭菌后,将培养基倒入无菌培养瓶中,密封并保存在冰箱中或低温
环境中。
以上是植物组织培养基母液的配制步骤,具体的操作和配方可以根据
不同的要求和实验目的进行调整。
培养基母液的配制

培养基母液的配制植物在自然状态下生长时,具有完整的营养体,是属于自养型的,很多营养物质可以自制,对外界营养条件的要求比较简单,而在离体条件下生长的植物器官、组织和整体植物不同,属于异养型,要求的营养条件十分复杂,因此在人工合成养基的组成和制备上必须全面考虑,满足供应。
一、实验目的配制培养基母液是植物组织培养的基本技术。
当需要连续和大量配制培养基时,如果每次都称量药品、溶解并定容,工作将十分繁琐,因此需要将大量元素、微量元素、铁盐、有机物质、激素类分别配制成适当的浓缩液。
要求拿握植物组织培养培养基母液的配制方法。
二、实验材料仪器冰箱、电子天平(0.0001g)容量瓶: 1000 ml, 500ml、250 ml、100 ml、25 ml广口储液瓶: 500 ml、250ml、50 ml、25 ml烧杯: 1000ml、500ml 、250m、100ml 、50 ml.数十根玻璃搅棒、大药勺、小药勺、标签纸、胶水、记号笔药品50%酒精、95%酒精、1N盐酸(1N盐酸(HC1)的配制:取浓盐酸825ml,加入蒸馏水1000ml,即为IN的HCI)、1 N Na0H(1N氢氧化钠(或氢氧化钾)的配制:称40 gNa0H (或氢氧化钾57.1g)加入蒸馏水100ml ,即为1N的Na0H( IN的K0H)几种常用的培养基所需的大量元素、微量元素、有机物、激素、铁盐等药品、蒸馏水三、实验步骤按照培养基配方,把大量元素、微量元素、铁盐、有机物、植物激素分类,每一类中各种药品分别称量。
如Ms培养基各种母液的配制步骤如下:1、大量元素母液:包括用量较大的几种化合物,按表中排列顺序,将每种药品的用量扩大10倍,分别称取,分别溶解,然后按照顺序混合在一-起。
如钙盐等易发生沉淀的药品不能混合,应单位定容。
最后加上蒸馏水,定容至1升或500毫升。
在定容时注意用蒸馏水洗净烧杯和玻璃棒以减少误差。
定容后的溶液为大量元素母液,配制培养基时,每配1 L培养基需吸取该母液100 m或502、微量元素母液:因用量少,为了称量精确和方便,常配成100倍或100倍的母液,即每种药品扩大100倍或者1000倍。
植物组织培养基的配制—培养基制作方法

• 6-BA:7.5ml
• NAA:5ml
• 大量Ⅰ母液吸取量(20倍):6.25ml
• 大量Ⅱ母液吸取量(20倍):6.25ml
• 微量母液吸取量(200倍):1.25ml
• 铁盐母液吸取量(100倍):2.5ml
• 有机物母液吸取量:甘氨酸(200倍):1.25ml
•
盐酸硫胺素+盐酸吡哆醇+烟酸:1.25ml
• 2、取少量蒸馏水或去离子水(培养基总量的1/2-2/3的蒸馏水)加入烧杯中。
• 3、按需称取琼脂后加入(2)水中加热搅拌均匀。加入称好的糖。
如何配置1mol/LNaOH100ml?
• 4、按母液顺序和规定量,用量筒、移液管或微量移液器取母液,依次放入烧杯中。(一般最后加激素母液)
• 5、定容。
• 6、调PH值。用0.1mol/L、0.5mol/L、1mol/LNaOH和HCl调至所需数值。
分化:1/2MS+2.5mg/L6BA+0.2mg/LNAA+20g/L白糖+4g/L琼脂
• 大量Ⅰ母液吸取量:
• 大量Ⅱ母液吸取量:
• 微量母液吸取量(200倍):
• 铁盐母液吸取量(100倍):
• 有机物母液吸取量:甘氨酸(200倍):
•
盐酸硫胺素+盐酸吡哆醇+烟酸:
• 肌醇母液吸取量(50倍):
• 2、取少量蒸馏水或去离子水(培养基总量的1/2-2/3的蒸馏水)加入烧杯中。 • 3、按需称取琼脂、糖。 • 4、按母液顺序和规定量,用量筒、移液管或微量移液器取母液,依次放入烧杯中。
(一般最后加激素母液) • 5、定容。 • 6、调PH值。用0.1mol/L、0.5mol/L、1mol/LNaOH和HCl调至所需数值。 • 7、分装。 • 8、封口。 • 9、灭菌 • 10、冷却备用。书写标签(培养基类型代码、配制日期、配制人)
植物组织培养基配制

培养基的配制植物组织培养中常用的一种培养基是MS培养基。
MS培养基的配制包括以下步骤。
培养基母液的配制和保存MS培养基含有近30种营养成分,为了避免每次配制培养基都要对这几十种成分进行称量,可将培养基中的各种成分,按原量的20倍或200倍分别称量,配成浓缩液,这种浓缩液叫做培养基母液。
这样每次使用时,取其总量的1/20(50 mL)或1/200(5 mL),加水稀释,制成培养液。
现将制备培养基母液所需的各类物质的量列出,供配制时使用。
大量元素(母液Ⅰ) mg/LNH4NO3 33 000KNO3 38 000CaCl2·2H2O 8 800MgSO4·7H2O 7 400KH2PO4 3 400微量元素(母液Ⅱ)KI 166H3BO3 1 240MnSO4·4H2O 4 460ZnSO4·7H2O 1 720Na2MoO4·2H2O 50CuSO4·5H2O 5CoCl2·6H2O 5铁盐(母液Ⅲ)FeSO4·7H2O 5 560Na2-EDTA·2H2O 7 460有机成分(母液Ⅳ)ⅣA肌醇20 000ⅣB烟酸100盐酸吡哆醇(维生素B6) 100盐酸硫胺素(维生素B1) 100甘氨酸400以上各种营养成分的用量,除了母液Ⅰ为20倍浓缩液外,其余的均为200倍浓缩液。
上述几种母液都要单独配成1 L的贮备液。
其中,母液Ⅰ、母液Ⅱ及母液Ⅳ的配制方法是:每种母液中的几种成分称量完毕后,分别用少量的蒸馏水彻底溶解,然后再将它们混溶,最后定容到1 L。
母液Ⅲ的配制方法是:将称好的FeSO4·7H2O和Na2-EDTA·2H2O 分别放到450 mL蒸馏水中,边加热边不断搅拌使它们溶解,然后将两种溶液混合,并将pH调至5.5,最后定容到1 L,保存在棕色玻璃瓶中。
各种母液配完后,分别用玻璃瓶贮存,并且贴上标签,注明母液号、配制倍数、日期等,保存在冰箱的冷藏室中。
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3.2.2结果分析 根据愈伤产生的速度和形成愈伤的类型,可以初步判断愈伤的质量,即产生再生 植株的可能性。较好的愈伤组织多呈淡黄(绿)色或无色,疏密程度适中。过于紧 实或过于疏松的愈伤都很难再诱导分化产生植株。愈伤组织结构应该是不均匀者 为好,就是说在整团愈伤组织中应有一些颗粒状或成簇的小细胞团,这些小细胞 团往往是分化产生植株的核心,有的称其为芽点或原始胚状体。一开始紧密坚实, 呈现浓厚的绿色,质量不好,很难再分化出再生植株[3]。 本实验失败的原因可能与上个步骤诱导产生的愈伤组织的质量有很大关系,产 生的愈伤组织质地都相当紧密,结构也较均匀,不见一些颗粒状的小细胞团;另 外可能存在一些激素、营养供应等方面的原因使愈伤组织难以分化。还有很可能 就是镊子取材时未冷却将组织烧伤,细胞已死亡。
3结果与分析 3.1愈伤组织诱导 3.1.1愈伤组织诱导情况 总共接入外植体30个,实际形成了21个愈伤组织,光照培养的有11个,黑暗培养的 有10个。 愈伤组织诱导率(%)=实际形成愈伤组织数/接种外植体数
烟草叶片愈伤组织诱导情况统计表
编 号 1 2 3 4 5 6 每瓶 接种 数 5 5 5 5 5 5 培养条 件(暗、 暗 光) 光 光 光 暗 暗 暗 愈伤组织 诱导率(%) 诱导率 80 100 40 40 80 80 愈伤组织状态 1 个有绿豆大,其余3 个稍小;圆形突起 个有绿豆大,其余3 个稍小; 嫩绿色, 嫩绿色,略有透亮光泽 5个大小较均一,绿豆大;黄绿色;质地紧密 个大小较均一,绿豆大;黄绿色; 个大小较均一 2个圆形突起近于绿豆大小;黄绿色,质地紧密 个圆形突起近于绿豆大小;黄绿色, 个圆形突起近于绿豆大小 2个有绿豆大小;淡黄色;结构不均匀;有光泽 个有绿豆大小;淡黄色;结构不均匀; 个有绿豆大小 2 个比绿豆略大,另2 个稍小;淡黄色,质地紧密 个比绿豆略大, 个稍小;淡黄色, 4 个都比绿豆稍大;淡黄色偏白;有1个突起上有暗黄色小斑 个都比绿豆稍大;淡黄色偏白; 个突起上有暗黄色小斑 污染 率(%) 0 0 0 0 0 0
1前言: 细胞是生物体的基本结构单位和功能单位。 细胞工程就是利用细胞的全能性, 通过类似于工程学的步骤,在细胞整体水平或细胞器水平上,按照人们的意愿来 改变细胞内的遗传物质以获得新型生物或特种细胞产品的一门综合性科学技术[1]。 细胞工程所涉及的基本内容,包括细胞培养、细胞融合、细胞核移植、染色体添加、 细胞器转移、胚胎分割、动植物克隆等一系列技术[2]。 在植物学界,早在1902年德国的植物学家哈泊兰德就预言植物细胞的全能性。 1934年荷兰的植物学家温特发现生长素,并证实了对植物细胞培养的作用。1937 年,在法国巴黎的Gautheret实验室、格勒诺布尔的Nobecourt实验室和普林斯顿的 White实验室等几个实验室几乎同时获得植物培养物的愈伤组织并长期培养成功 [3]。这是植物细胞与组织的首次成功。 1960年,英国诺丁汉大学科金教授创造性地应用酶解的方法,首次成功地从番 茄幼苗的根部制备到大量的原生质体。在此基础上,1972年美国的卡尔森等人用 NaNO3作为融合诱导剂,将来自不同种的两个烟草原生质体进行融合,获得了世 界上第一个体细胞杂种植株[1]。 细胞工程技术给医学、农牧业带来巨大的变革。诸如组织培养等生物技术只需 小量投资就可开发,但却能给农民带来实在的利益[4]。 植物细胞和组织培养的技术性强,要求无菌操作,通过本实验可初步掌握常规 的组织培养技术,加深对无菌操作的了解,掌握植物愈伤组织诱导培养技术和调控 条件,了解器官分化和植株再生的过程。
今天清点/签名 押金 实验结束后交还 实验结束后交还/退还押金 今天清点 签名/押金→实验结束后交还 退还押金 签名
实验论文选登
烟草叶片愈伤组织诱导与植株再生
摘要: 在植物组织培养中,主要目标是诱导愈伤组织形成和形态发生,使一个 离体的细胞、一块组织或一个器官的细胞,通过脱分化形成愈伤组织,并由愈伤 组织再分化形成植物体。本实验通过烟草叶片外植体体外培养,诱导愈伤组织, 并分化培养产生再生植株。 Abstract:In the plant tissue culture, the main target is to induce the callus forming and morphogenesis, thus makes a cell, a tissue or an organ in vitro forming the microspores by dedifferentiation, then a plant by redifferentiation.In this experiment we use the explant cultured in vitro to generate the callus and to be regenerated the plant by differentiation. 关键词:全能性;组织培养;愈伤组织;分化培养;无菌操作
3.2分化培养与植株再生 分化培养与植株再生
3.2.1分化情况 取自光下的愈伤组织经分化培养后,三瓶都没有分化;暗处的愈伤组织分化培 养后,只有一瓶里面有分化芽,该瓶原来接入2个愈伤组织,2个都分化了。 分化率(%)=能够分化芽的愈伤组织/接种愈伤组织数×100
烟草叶片愈伤组织再生植株情况统计表
编 号 1 2 3 愈伤组织来源 (光/暗) 暗 光 光 光 暗 暗 暗 分化率 (%) 0 0 0 每个愈伤组 织分化芽数 0 0 0 无分化芽 无分化芽 无分化芽 愈伤组织长大并分化,有樱桃大小 绿色 愈伤组织长大并分化 有樱桃大小,绿色 有樱桃大小 绿色, 呈现不规则组织块状,每个表面都有很多 呈现不规则组织块状 每个表面都有很多 球形突起,表面有很多深绿色的小点即分 球形突起 表面有很多深绿色的小点即分 化芽 无分化芽 无分化芽 分化芽状态 污染率 (%) 0 0 0
4
12
设计 性
6
1.实验室规则 安全 实验室规则&安全 实验室规则 实验要求 2.不得缺席 小组长负责制 不得缺席& 不得缺席
3.人人动脑动手 观测 实验报告 人人动脑动手&观测 人人动脑动手 观测+实验报告 4.设计性实验的要求:开放性 设计性实验的要求: 设计性实验的要求 小组团队协作→讨论 查阅资料 讨论 设计 小组团队协作 讨论→查阅资料 讨论→设计 讨论 查阅资料→讨论 →可行性报告 定稿 实施 观测 记录 图片 可行性报告→定稿 实施→观测 记录/图片 可行性报告 定稿→实施 观测/记录 图片→ 小论文 5.条件 责任 条件&责任 条件 每组一套用具
2.1.4分装好的培养基于121°C灭菌20min左右,置于无菌室保存备用。 2.2愈伤组织诱导 2.2.1将手洗净,用75%酒精将手消毒,再进入超净工作台开始接种操作; 2.2.2点燃酒精灯,将镊子、解剖刀在酒精灯下烤干; 2.2.3取一无菌培养皿,然后用解剖刀切取1-2片无菌苗叶片置于无菌培养皿中,并 用锋利解剖刀将叶片切成2mm2左右的小片;太小产生愈伤组织的能力弱,太大 在培养基上的地方太大,所以大小应以适当为妥[6]。 2.2.4取一烟草叶片无菌培养瓶,打开烧瓶口; 2.2.5将切好的小叶片接种于培养瓶中,每瓶接5片; 2.2.6快速封好瓶口,用记号笔写上姓名和接种日期; 2.2.7接种后的三角瓶置于24°C条件下,三瓶光培,三瓶暗培。 注意:外植体切割时,动作要快,减少失水。 2.3分化培养与植株再生 2.3.1组织诱导结果:统计诱导率;观察记载黑暗和光照条件下愈伤组织的差异, 结合理论学习进行分析; 2.3.2将诱导产生的愈伤组织一一对应接入相同的培养基上,标明取自光/暗材料; 2.3.3置于20-22°C,光照条件下培养; 2.3.4培养一段时间后观察、统计结果。
3.1.2 结果分析 很多研究已证明,用于诱导形成器官的植物材料本身的生理状态,包括培养材料 的组织类型及其相互的位置关系,器官、组织和细胞的生理或个体发育年龄等,以 及在用愈伤组织进行实验时,诱导愈伤组织形成的条件,愈伤组织的年龄以及继 代培养的代数和时间,均对培养中器官或胚状体形成有着明显的影响[7]。 植物全能性的发挥,除细胞本身的内在原因之外,培养时的光、温度及植物激 素的应用也是十分重要的因素。其中,植物激素的调节起着十分决定性的作用。 科学家们用烟草作试验发现,当细胞分裂素和生长素配合使用时,细胞分裂素的 比例高,生长素的比例低,则细胞就产生芽;反过来,生长素的比例高就会生根。 通过植物激素对培养材料的调节,使我们能更好地控制植物器官的分化方向[8]。 本次愈伤组织诱导全部没有污染,但诱导率较低,总结原因可能有以下几个方面: (1)接入时,切取的外植体小片太小,难以发生细胞分裂[9]; (2)取材时切取的某些部位的叶片过于老化,很难诱导产生愈伤组织,而靠近胚 柄部位的胚性才比较高; (3)可能接入前,镊子在酒精灯上烧过之后未等冷却就接触了叶片,致使叶片烧 伤受损; (4)可能培养基营养供应不足,致使某些愈伤组织因营养缺乏而死亡; (5)其他因素如光照、温度、湿度、激素等方面可能没多大问题,因为同一组的 其他成员诱导的愈伤组织的诱导率都普遍较高。 比较光照和黑暗两处培养的愈伤组织的差别,主要体现在颜色上,光照条件下 的愈伤组织颜色偏绿,而黑暗处组织没有光照,无法合成叶绿素,因而呈现淡黄 色。
4小结 当植物的器官组织与完整植株分离之后,如果供给合适的营养和生长 调节物质,它们在离体条件下由于受到伤害的刺激及生长调节物质的 诱导,可恢复细胞分裂和生长分化的能力。因此植物的离体组织、器 官、细胞或原生质体在无菌和适宜的人工培养条件下培养,能够产 生愈伤组织,并长成植物体[10]。
植物组织培养的成功与否取决于外植体的制备、无菌操作和人工培养环境。 外植体的制备是能否建成离体繁殖系要过的第一关。制备外植体的原则是无菌 和有活性,无菌是外植体植被的要求,有杂菌带入培养基会造成微生物污染,而 阻滞甚至杀死外植体。有活性是外植体制备的前提,无活性的外植体的培养在植 物组织培养中是无意义的。 无菌操作是贯穿于整个组织培养过程的一门关键技术,甚至可以说组织培养的 前提就是无菌。实验室中经常使用的无菌操作设备是超净工作台。无菌操作者的 操作手法和习惯也是无菌操作成功与否的关键,通常进行无菌操作的实验人员也 要经过严密的无菌操作训练并建立严格的“无菌概念”。 能否把植物组织培养做到满意的人工调控,关键在于人工培养环境。所有的多 细胞植物都有诱发愈伤组织的可能,诱发成功的关键并不在于植物材料的来源, 重点,也是近百年来植物生理学家一直探讨 和研究的重要话题。人工培养环境包括能量的来源——光照,新陈代谢的保证— —温度,气—水平衡——湿度,生物原料的来源——培养基。这与植物的自然环 境是类似的,即光照、温湿度和土壤。 SKoog和Miller的"激素平衡"概念已成为组织培养者的指导原理。他们指出,在烟 草的愈伤组织上,培养基中细胞分裂素与生长素之间的比率,是决定生根还是生芽 的关键。