裸鼠肿瘤造模的一点经验分享
裸鼠皮下移植瘤实验造模步骤
裸鼠皮下移植瘤实验造模步骤顾名思义，这种模型的建立是将肿瘤细胞或肿瘤组织直接种植在小鼠的皮下。
种植的点也有讲究，一般选择血运淋巴回流丰富的腹股沟和腋窝。
可根据实验设计选择移植点，统一移植点的位置，除了遵守实验统一的条件外，待肿瘤成熟后收集肿瘤时留下照片证据也显得美观。
裸鼠（Balb/c 鼠，无毛发， T 淋巴细胞缺陷）是比较常见和常用的实验用鼠，尤其是在皮下移植瘤肿瘤模型的建立中起到重要作用。
裸鼠移植瘤模型的建立具有建立周期短、成瘤率高、易于操作、成本低的优点。
当然，这种肿瘤模型也有缺陷，即不能很准确的模拟正常人体肿瘤发生发展的过程。
☞肿瘤细胞移植时的简要步骤首先准备好要移植的肿瘤细胞（细胞量根据不同肿瘤略有不同，我们所用的前列腺癌细胞系每个移植点一般选择1x106 左右；肿瘤细胞可与基质胶 1:1 混匀后用 1 ml 注射器吸取，基质胶能够给肿瘤细胞提供营养环境，有助于肿瘤细胞生长）。
戴无菌手套后，将小鼠用左手大拇指和食指捏住颈部皮肤，然后将鼠尾用左手无名指和小指固定于左手大鱼际。
将腋窝或腹股沟用75% 酒精消毒3 次。
右手持吸有肿瘤细胞和基质胶混合液的注射器，在腹股沟或腋窝的位置，45 度斜角进针，注意不要突破腹膜，将针头保持于皮下位置。
然后近水平位置将针头几乎完全插入皮下，将混有基质胶的肿瘤细胞注射入皮下（肿瘤细胞量约1x106），快速退针，左手食指轻压针孔约1 min 后将小鼠放回饲养笼中，注意将小鼠侧放于垫料上，放置其不适呕吐时呕吐物误入呼吸道引起窒息。
2～3 h 后观察小鼠是否苏醒。
如果是利用肿瘤组织（人体肿瘤标本或小鼠移植瘤传代）建立裸鼠皮下移植瘤模型，则需要首先将肿瘤组织用无菌PBS（或1640 培养基）洗涤3 次，然后在无菌平皿上切成或用无菌剪刀剪成<1 mm3体积的小块（种植前可裹基质胶）备用。
将小鼠用水合氯醛麻醉后平卧于解剖板上，四肢用胶带固定，将腋窝或腹股沟用 75% 酒精消毒 3 次，然后用眼科剪剪开约 0.5 cm 小口，小镊子将皮下筋膜与皮肤分开，然后将肿瘤组织放入贴近腹股沟或腋窝的深部，每个位置放置 2～3 块肿瘤组织，注意不同组间统一放置肿瘤组织块数以保持一致。
裸鼠卵巢癌模型实验技术原理
裸鼠卵巢癌模型实验技术原理
裸鼠卵巢癌模型造模：皮下移植A组：5只，用针头分别于左右背侧近前后肢处皮下注射Ao细胞悬液20ul/注射点，共注射20点；B 组：5只，同法注射20点，每点注射50ul Ao细胞悬液。
注射后每天观察肿瘤形成及有无**、溃破，成瘤后每周用游标卡尺测量瘤体长径与短径，计算肿瘤面积。
接种6w后处死裸鼠，无菌条件下取出瘤体，用于网膜移植并做成标本检测。
裸鼠卵巢癌模型网膜移植：取出瘤体取肿瘤实质部分切成大小一致的16个小块，再从中选出较大和较小的各三个瘤块于无菌室外称重，其余十个瘤块浸于生理盐水中备用。
受体10只裸鼠在麻醉下切开腹壁，将瘤块分别缝扎于脾区网膜表面并作半包埋。
关腹后每天向每只裸鼠注射含antibiotics的细胞培养液1ml，共2w，30d后处死裸鼠尸检并切取瘤体及脾区网膜称重。
方法比较：皮下移植瘤模型的优点是操作简单、便于观察，可根据不同时期肿瘤体积大小了解生长速度，反应肿瘤的生长特征及生物学行为变化。
而卵巢癌发生的原始环境为卵巢本身，皮下移植不符合环境要求。
所以很多学者致力于裸鼠卵巢内原位移植的研究，但裸鼠卵巢较小，操作较困难，且即使在人类卵巢也很难做到。
裸鼠移植瘤造模的注意事项
３．肿 瘤 细胞株 皮 下接种 时要 取对 数 生长期 细胞 ，活细 胞数 大于 ９５％ ，用 无血 清 的培养 基 、ＰＢＳ或生 理 盐 水 调 整细胞 浓 度 ，制 备 成所需 的细胞 悬液 ，每 只小 鼠接 种体 积通 常为 ０．１—０．２ ｍＬ；
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中 国 比较 医 学杂 志 ２０１７年 ３月 第 ２７卷 第 ３期 Ｃｈｉｎ Ｊ Ｃ。ｍｐ Ｍｅｄ Ｍ ａ ｃｈ ２０１７ ，ｖ。Ｉ．２７．Ｎ。． ３ ，
· 专 家 问答 ·
问 ：裸 鼠移植 瘤造模 的注意 事项 答 ：１．实 验要严 格遵 照无 菌 操作 原则 ，所有 手 术器 械 和 物 品要 在 使 用 前严 格 消 毒灭 菌 ，且 实 验 要 在超 净 工 作 台 内完成பைடு நூலகம்；
４．肿 瘤 细胞 株皮 下移植 的部位 较 多 ，可选 择 接 种皮 肤 松 弛 、血 供 良好 、肿瘤 生 长 后 圆 整度 好 、且 易于 实 验操 作 和观察 、便 于测 量肿 瘤体 积 的部位 ，如 腋窝 、大 腿外侧 、颈背部 等 皮下 部位 ；
５．肿瘤 组织 接种 时要 注 意 ，所 取 的肿瘤 组织 需新 鲜 、生长 良好 ，尽 可能 剔 除包膜 和坏 死 的肿瘤 组织 ； ６．实 验 中如需 使用麻 醉 剂 ，要 根据 实 验时 间长 短选择 适 当 的麻醉 剂 ，同时需 要 注意 麻 醉剂 的用量 ，以达 到 对动 物机体 干扰最 小而 疼痛 抑制 效果 最 大为最 佳 ； ７．裸 鼠需 要原 位 移植肿 瘤 时 ，脏 器手 术应使 用较 细 的 可 吸 收缝 合 线 以减 少 对 脏 器 的损 伤 ，术 后 应 连续 三天 给予抗 生 素 以防感 染 ； ８．手 术 后 的动物 要与 清醒 的动 物分 开饲 养 ，以 免挤 压 、踩 踏 、咬伤 ，待 小 鼠度 过术 后 恢 复期 后 按 实 验需 要 分 组 饲 养 ； ９．移植 肿瘤 后要 加强 对动 物 的护理 ，应 注意 保持 动物 实验 室合 适 的温度 、湿 度 ，以及 笼 具 、垫料 、饲 料 和 饮水 等 物 品的洁净 ； ｌ０．裸 鼠皮 下 移 植 瘤 模 型 利 于 观 察 肿 瘤 的生 长 情 况 ，注 意 肿 瘤 生 长 不 宜 太 大 （直 径 应 小 于 ＜１．５ ｅｌｎ）。
裸鼠肿瘤接种技术实验操作方法
裸鼠肿瘤接种技术实验操作方法裸鼠肿瘤接种一般有细胞接种和瘤块接种两种方式，接种取材有手术活检标本、癌性胸腹水标本和体外培养的细胞系三种。
l楼主看来是做体外培养的细胞的裸鼠接种，一般用带6号针头的注射器取适量细胞悬液注射于裸鼠的皮下，部位看试验要求而定，一般在腋下或背部皮下，每个接种部位注射0.1-0.2ml。
就是将培养的细胞收集起来调整到适宜浓度重悬于不含血清的培养液或PBS中，放于冰盒中携至动物房，直接注射即可。
是牵涉到细胞株的成瘤性问题，可以通过增大细胞悬液浓度的办法来解决。
一般细胞浓度可在1*10的6次方到5*10的7次方之间，浓度再大就可能打不进去了。
具体浓度需要查相关文献。
如果成瘤率太低，可以通过把瘤块在裸鼠身上传2—3代的方法提高成瘤率，即将已成瘤鼠的瘤块取出接种于新鼠身上，成瘤后再取出接种新鼠，如此传几代，肿瘤性质稳定后，再将肿瘤取出，剪碎、研磨、匀浆成为细胞悬液后再接种。
一、可移植性肿瘤的建立方法1．腹水瘤的建立将动物实体瘤细胞注入受体动物腹腔内，或将实体疤移植于受体动物的腹壁内，肿瘤生长后引起腹水，腹水内含高大量瘤细胞可移植传代．即为腹水瘤。
建议腹水瘤初期、腹水往往是血性，多次传代后逐渐变为乳白色的瘤性腹水。
腹水如培养基一样供给瘤细胞生长所需的营养。
若将腹水瘤细胞注入皮下，又可形成实体瘤。
由于瘤细胞游离在腹水内，因此总呈圆形，体积可有大、中、小之分c：r．在一些细胞边缘偶见大小不等的泡状突起，称之为“鼓泡”。
一般在接种后第5天时核分裂相达高峰。
偶见三吸或四极分裂。
二、肿癌移植方法1．常规保种传代方法(1)腹水瘤移植方法：瘤源一般用接种后第5～6天的腹水，抽出的腹水以乳白色为佳。
接种应从下腹部件入受体动物腹腔，一般接种o．1一o．2m1。
可在腹水内加适量的抗凝药物。
(2)实体型肿瘤接种法：1)小块接种法：将瘤取出后，切开，选出生长良好而无变性坏死、呈谈红色、鱼肉状的瘤组织，切成小块(约5*5*5mm)；在受体动物腹部外例剪开—个小口，用无钩眼科镊子夹取小块，送入切口内皮下。
裸鼠荷瘤实验
接种量要查文献来确定接种量，在找不到任何相关资料的情况下，最高就用到1*107/0.2ml/site,再高也没有意义了。
如果你的细胞很小，1*107/0.1ml也可以操作，不至于很粘稠，那么最好是1*107/0.1ml/site。
查文献看他们的构建条件是什么样的，比如培养条件，接种量，接种位置什么的，是不是一定要用雌性鼠等等。
有的瘤株也有可能很容易成瘤，而且生长速度很快。
建议用几只动物试试不同的接种浓度，万一能够长出来，而且还长得很快，那你就要根据情况选择一个合适的浓度了。
基本上一般认为比较合适的接种浓度有这么几个特征：1. 接种后10到15天左右可以开始试验。
2. 开始试验时可以用于试验的动物数不少于60~70%，而且SD 不大于平均值的1/3左右。
3. 开始试验三、四周后肿瘤重量大于1g，并且没有溃烂。
当然，这些条件都是锦上添花的东西，如果以1*107/site 都勉勉强强长出肿瘤，那么就不必过多的去考虑它了。
接种部位接种部位:腋窝中部外侧皮下为好。
皮下肿瘤模型中，想要成瘤率高就接种在腋下。
接种时由裸鼠体侧腰部稍靠上的部位进针，要保证与接种点的距离小于针头的长度，向头部方穿行，绝对不能刺破皮肤或者刺破肌肉层，当针头到达接种位点时注射，退出针头，这样操作的目的并不完全是避免漏液，其实熟练后，不需要皮下穿行也不会漏液，主要是避免污染，进针点还有少量污染的可能性的，针头在皮下穿行一段后，接种点离进针点较远，最大限度减少污染的可能。
如果是用于正式实验，那么一只老鼠就只能接种一个位点，不可以接种多个位点用于保证可用的模型数。
因为在有些情况下，一个老鼠身上有多于一个肿瘤的情况下，会有相互影响的可能，无论这几个肿瘤相距有多远。
要是想多打几个部位做做预试验，倒也不是不可以，但是我觉得，基本上没有什么必要。
皮肤不用绷得太紧，平展就可以了，另外接种的时候进针点很靠下，针头在皮下走一段再注射，速度不要太快。
注射前针头稍微动一动，能动就说明在皮下，否则可能在皮内或者肌肉内。
裸鼠荷瘤方法及注意事项
关于肿瘤细胞株的选择，确实是一个很麻烦的问题，各类文献中提到过的细胞株有很多，但是一般而言，我觉得，对于我们做裸鼠肿瘤模型，细胞株的选择应该考虑一下几个方面：1. 国际公认度，虽然SFDA的指导原则上表示只要是建株细胞株均可以，但是一般来说，还是应该尽量考虑国际上比较公认的细胞株。
2. 体内生长情况，很多细胞株，在文献中有很高的出镜率，但是实际上，基本都是从体外开始有名，所以很多人就硬生生的往体内套，结果就是吃力不讨好，比如楼主提到的A549，还有MCF-7，都是很有名气的细胞株，但是在体内却不是一个好的试验对象，成瘤率低，生长慢，均一度差。
现在国内的很多研发单位，特别是一些公司的领导们，缺乏这方面的认识，动不动就把这些著名的细胞株挂在嘴边，硬压着一线的研究人员去花功夫做这些细胞株，作的不好，就怀疑大家的水平如何如何的，奶奶的，对此非常生气！3. 药物的敏感性，这一点常常被大家忽视，大部分的裸鼠肿瘤模型都是为抗肿瘤药物的筛选以及研究服务的，但是常常大家只考虑了这个细胞株是不是好做，但是没有考虑到细胞株本身对于药物的敏感性，比如Lovo细胞，国际公认度也还可以，体内生长情况也很棒，但是对于药物的敏感性不佳，大部分的常规化疗药物到了它这里，抑瘤率都会下降，显而易见，对于抗肿瘤药物的筛选来说，它不是一个好的选择。
另外说一点，体内与体外的关系，现在做体内的人，常常被体外的人牵着鼻子走，体外做出来什么什么细胞株敏感，体内的人就得吭哧吭哧的去做这个，但是却死活做不好，其实，现在我和一些老前辈们的观点是，体内和体外应该协调好细胞株的选择问题，体外的人手上有大把的细胞株可以选择，如果，体内的人不去和他们协调，那么将永远被牵着鼻子走，受累还不讨好，应该大家坐下来，一起选择20~30种细胞株作为常规的筛选细胞株，这就足够了，细胞株选择的时候考虑好方向（胃癌、肝癌、肺癌什么的）、靶点（EGF、vEGF等等），不能漫无边际的抓着哪个体内就的做哪个，谁也没有这个本事啊。
裸鼠前列腺原位肿瘤模型的建立
裸鼠前列腺原位肿瘤模型的建立裸鼠前列腺原位肿瘤模型是研究前列腺癌的一种重要方法，可以帮助研究前列腺癌的发生机制、治疗方法以及预后。
在这篇文档中，我们将介绍创建裸鼠前列腺原位肿瘤模型的步骤和需要注意的事项。
一、实验动物选择当前，最常用的裸鼠前列腺原位肿瘤模型是使用BALB/c裸鼠进行实验。
这种鼠标品系的免疫系统极度压制，不会产生对异位移植物的免疫反应，从而提供了可行的肿瘤原位移植模型。
二、细胞株选择在建立裸鼠前列腺原位肿瘤模型的时候，选择合适的细胞株非常重要。
选择常用的前列腺癌PC-3和LNCaP细胞，或者使用病人前列腺癌细胞系，也可以根据需要转移所选原位移植物的特定表型。
三、移植前肿瘤细胞的处理肿瘤细胞的本质是异种细胞体，从人体获取到的肿瘤组织处理一般包括酶处理过程和细胞悬液制备过程。
酶液（例如胰酶）可以消化组织基质和纤维素，使细胞更容易生长。
酶液需要在恰当的温度和pH值下进行消化，并获得最高的细胞产量。
消化完毕后，过滤产生的细胞系悬液，以获得细胞。
四、移植前的裸鼠准备在移植前，要为裸鼠准备好阴茎垫和保持体温的设备。
可以使用小激光剪切器轻轻地切割皮肤做一个小孔，将悬液注入到前列腺内。
五、细胞移植移植前，应将细胞重新悬浮在适合的细胞培养基中，调整至合适的细胞浓度。
将细胞直接注入到头孢钠和甲苯磺丁脲等抗生素加载的BALB/c裸鼠前列腺中。
六、术后护理在移植完成后，将裸鼠安置在恰当的环境中，并监测它们的舒适程度。
为了预防感染和控制感染，需要注射抗生素和止痛药，以及监测患处的融合情况。
七、标本收集和肿瘤评估从移植的裸鼠体内收集原位移植物的标本，并用组织学方法鉴定癌细胞的形态学，确定癌细胞类型。
在肿瘤评估过程中，还可以进行微管道侵袭实验、体内药物毒理学试验等进一步的研究。
总之，裸鼠前列腺原位肿瘤模型的建立对研究前列腺癌的发生机制、治疗方法和预后等方面有重要意义。
从以上步骤和注意事项可以看出，建立该模型的过程繁琐，需要确保实验严谨，才能有效提高研究精度和推进前列腺癌的临床治疗。
裸鼠荷瘤方法及注意事项
关于肿瘤细胞株的选择，确实是一个很麻烦的问题，各类文献中提到过的细胞株有很多，但是一般而言，我觉得，对于我们做裸鼠肿瘤模型，细胞株的选择应该考虑一下几个方面：1. 国际公认度，虽然SFDA的指导原则上表示只要是建株细胞株均可以，但是一般来说，还是应该尽量考虑国际上比较公认的细胞株。
2. 体内生长情况，很多细胞株，在文献中有很高的出镜率，但是实际上，基本都是从体外开始有名，所以很多人就硬生生的往体内套，结果就是吃力不讨好，比如楼主提到的A549，还有MCF-7，都是很有名气的细胞株，但是在体内却不是一个好的试验对象，成瘤率低，生长慢，均一度差。
现在国内的很多研发单位，特别是一些公司的领导们，缺乏这方面的认识，动不动就把这些著名的细胞株挂在嘴边，硬压着一线的研究人员去花功夫做这些细胞株，作的不好，就怀疑大家的水平如何如何的，奶奶的，对此非常生气！3. 药物的敏感性，这一点常常被大家忽视，大部分的裸鼠肿瘤模型都是为抗肿瘤药物的筛选以及研究服务的，但是常常大家只考虑了这个细胞株是不是好做，但是没有考虑到细胞株本身对于药物的敏感性，比如Lovo细胞，国际公认度也还可以，体内生长情况也很棒，但是对于药物的敏感性不佳，大部分的常规化疗药物到了它这里，抑瘤率都会下降，显而易见，对于抗肿瘤药物的筛选来说，它不是一个好的选择。
另外说一点，体内与体外的关系，现在做体内的人，常常被体外的人牵着鼻子走，体外做出来什么什么细胞株敏感，体内的人就得吭哧吭哧的去做这个，但是却死活做不好，其实，现在我和一些老前辈们的观点是，体内和体外应该协调好细胞株的选择问题，体外的人手上有大把的细胞株可以选择，如果，体内的人不去和他们协调，那么将永远被牵着鼻子走，受累还不讨好，应该大家坐下来，一起选择20~30种细胞株作为常规的筛选细胞株，这就足够了，细胞株选择的时候考虑好方向（胃癌、肝癌、肺癌什么的）、靶点（EGF、vEGF等等），不能漫无边际的抓着哪个体内就的做哪个，谁也没有这个本事啊。
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1、取5-6周龄裸鼠饲养(此时大小约16-23g。
)。
虽然此时的裸鼠个头较小，但是，标准的做法与权威的文章都是如此。
考虑可能是此时裸鼠个体差异小，对实验数据影响小吧。
2、制备肿瘤细胞悬液，按5×10*6-2×10*7细胞/只(稀释成0.2ml)接种于裸鼠腹腔，形成腹腔种植瘤。
(小鼠腹水出现情况一般如下：5～6 d出现腹水，6～8d抽取传代最好，10～12 d出现血性腹水，14～15 d小鼠开始死亡。
)
3、取腹水瘤，细胞数5×10*6-2×10*7，稀释成0.2ml接种于裸鼠前腋皮下。
4、加药。
根据使用药物的不同，方法各异。
时间上可以是24小时，或第1、3、5天等等。
给药方式可以是腹腔或鼠尾静脉。
注意，由于鼠尾静脉非常细，推药一定要非常慢。
药物的量一般根据裸鼠的体重进行调节。
当然，最重要的是药物的特性。
4、20-30天处死裸鼠，并进行相关数据的检测(肿瘤大小、重量等。
)。
注意时间点，可以经常观察，在最能体现你结果的时候将裸鼠处死。
备注：
1、若对照组中20%小鼠的肿瘤小于400mg或平均重量小于1g，均为肿瘤生长不良，实验数据应作废。
因为裸鼠比较小，肿瘤生长相对缓慢，因此，时间可以调整以达到要求。
2、如对照组小白鼠肿瘤平均重量小于1g或20%鼠的瘤重小于400mg，大白鼠肿瘤平均重量小于2g，表示肿瘤生长不良。
3、在试验期间给受试物组鼠死亡超过20%，或平均体重(去瘤后)下降(自身对照)超过15%者，表示受试物的毒性反应。
应当减少剂量重新试验。
但是，肿瘤时间长可导致鼠恶病质，因此，肿瘤生长时间也不能太长，肿瘤不能太大。
否则无法判断时恶病质还是药物导致的毒性反应。
4、也可以不使用腹水瘤，直接用培养的细胞接种。
但是，细胞数一定要根据自己的需要。
一般来说，10*6即可使绝大部分裸鼠成瘤，但要想成瘤率高些，最好达到10*7细胞。
接种的时候一定要将细胞摇匀，否则肿瘤大小不一。
细胞从制备单细胞悬液到接种时间要尽量短，否则细胞活力受很大影响。
但是细胞数是一个非常个体化的东西。
如果你要观察血管生成等，最好细胞数低一些，否则很快就生成血管，让你的实验无法进行。
此时甚至可以将细胞数降低到10*4。
10*4肿瘤细胞即可使部分裸鼠成瘤。
当然，成瘤与细胞株的特性也有相当大的关系。
不同的细胞可以有一定的差别。
5、细胞消化成单细胞悬液后，可置于冰上保存，这样细胞损伤小。
最好用PBS稀释。
因为培养液、血清等可能会导致动物的炎症反应。
6、接种部位一般不前腋下，这里血管丰富，易成活。
接种于皮下。
太浅则因血管少而不易成瘤，太深会在肿瘤长大后与周围的肌肉、结缔组织等相粘连，让你不能很好地分清肿瘤与侵犯的组织；特别是不易观察肿瘤的生长情况。
7、肿瘤生长到一定大小后，一般是大小0.8-1cm后，中心常出现坏死区。
在分离时要小心，不要用皮肤镊，夹钳肿瘤要小心，否则常会导致部分肿瘤破溃，使肿瘤大小及重要的的测量结果不准确。