心肌梗死(MI)小鼠模型具体方法及步骤
标准动物实验报告
实验名称：小鼠心肌梗死后心肌细胞凋亡检测实验目的：1. 观察心肌梗死后心肌细胞凋亡情况。
2. 分析心肌梗死后心肌细胞凋亡与心肌功能的关系。
3. 探讨心肌梗死后心肌细胞凋亡的干预策略。
实验材料：1. 实验动物：清洁级雄性C57BL/6小鼠，体重20-25g，购自XX动物实验中心。
2. 试剂：TUNEL试剂盒、DAPI染料、Trizol试剂、RT-PCR试剂盒、ELISA试剂盒等。
3. 仪器：显微镜、荧光显微镜、PCR仪、凝胶成像系统、酶标仪等。
实验方法：1. 实验分组：将小鼠随机分为正常组、心肌梗死组、干预组，每组10只。
2. 心肌梗死模型的建立：采用冠状动脉结扎法建立小鼠心肌梗死模型。
3. 心肌细胞凋亡检测：- TUNEL染色：取心肌组织，按TUNEL试剂盒说明书进行操作，观察心肌细胞凋亡情况。
- DAPI染色：取心肌组织，按DAPI染料说明书进行操作，观察心肌细胞核形态。
4. 心肌功能检测：- 心肌收缩力检测：采用Langendorff离体心脏灌流技术，记录心肌收缩力。
- 心肌细胞损伤程度检测：采用ELISA试剂盒检测心肌细胞损伤标志物（如肌酸激酶、乳酸脱氢酶等）。
5. 干预措施：干预组在心肌梗死模型建立后给予干预药物，观察心肌细胞凋亡及心肌功能的变化。
实验结果：1. TUNEL染色结果显示，心肌梗死组心肌细胞凋亡率显著高于正常组和干预组（P<0.05）。
2. DAPI染色结果显示，心肌梗死组心肌细胞核形态异常，较正常组和干预组明显增大、浓染。
3. 心肌收缩力检测结果显示，心肌梗死组心肌收缩力显著低于正常组和干预组（P<0.05）。
4. 心肌细胞损伤程度检测结果显示，心肌梗死组心肌细胞损伤标志物水平显著高于正常组和干预组（P<0.05）。
5. 干预组心肌细胞凋亡率、心肌细胞核形态、心肌收缩力及心肌细胞损伤标志物水平均显著低于心肌梗死组（P<0.05）。
讨论：本研究采用冠状动脉结扎法建立小鼠心肌梗死模型，通过TUNEL染色和DAPI染色检测心肌细胞凋亡情况，结果显示心肌梗死组心肌细胞凋亡率显著高于正常组和干预组，表明心肌梗死后心肌细胞凋亡是心肌损伤的重要机制。
在无创性通气条件下快速建立小鼠心肌梗死模型的简易方法
在无创性通气条件下快速建立小鼠心肌梗死模型的简易方法建立小鼠心肌梗死模型是研究心脏疾病机制和寻找新的治疗方法的重要手段之一、传统的建立小鼠心肌梗死模型的方法通常需要进行开胸及结扎冠状动脉手术，手术创伤大且操作复杂。
为了减少对小鼠的伤害，同时提高模型建立的效率，研究者提出了无创性通气条件下快速建立小鼠心肌梗死模型的简易方法。
1.实验材料准备：- 公共实验室小鼠（如Balb/C、C57BL/6等）- 地慢心脏梗死模型配套器械（如PureHeart Mini心脏梗死模型器材）2.实验步骤：步骤1：术前准备-按照实验要求准备相应的实验材料和设备-将小鼠逐个放入麻醉箱内进行麻醉，待小鼠完全昏迷（通常需要2-3分钟）步骤2：无创性通气条件下建立心肌梗死模型-麻醉后，将小鼠固定在手术台上，用消毒剂彻底擦拭小鼠胸部和腹部皮肤-将小鼠放置在体温控制垫上，保持恒温（37°C）- 将PureHeart Mini心脏梗死模型器材的针头插入小鼠第四肋间（左胸骨中线处），注意避免伤及心脏和其他重要组织-设定模型器材中压力泵的速率、时间和压力参数，以便形成合适的胸腔内压，有效模拟心脏梗死条件-开始通气，继续观察针头指针的转动方向，确保小鼠心脏受到一定程度的阻塞-经过一定时间后，停止通气并移除器材步骤3：术后处理-将小鼠放回饲养箱内恢复，可以提供温暖的环境和足够的饮食-关注小鼠的身体状态和行为，观察是否出现异常情况-根据实验设计，选择合适的时间点进行进一步的实验操作，如心电图监测、组织采集等3.实验注意事项：-建议在合适的无菌实验环境中进行实验操作，确保操作的无菌性-手术和实验过程中需要注意小鼠的麻醉深度和麻醉时间，避免对小鼠造成不必要的伤害-实验结束后，请做好相关废弃物和污染物的处理工作，以保护实验环境和生物安全无创性通气条件下快速建立小鼠心肌梗死模型是一种简易、有效的研究方法，可以显著减少对小鼠的手术损伤。
通过该方法建立的心肌梗死模型可用于研究心肌损伤和修复机制，以及筛选心脏保护药物和治疗方法。
心肌梗死动物模型具体方法及步骤
心肌梗死动物模型具体方法及步骤原型物种人来源结扎冠状动脉左前降支（LAD）导致心梗模式动物品系SPF级SD大鼠，健康，3-4W，雌雄各半，体重为180g-200g。
实验分组实验分六组：正常对照组、模型组、阳性药组、受试药组三个剂量组。
实验周期72h建模方法心肌梗死是指心肌的缺血性坏死，是一种急性及严重的心脏状态。
心脏作为血液循环动力中心这一功能的实现，需要冠状动脉不断提供的血流供应，当冠状动脉发生病变而狭窄或堵塞，使得冠状动脉的血流急剧减少或中断，便会使相应的心肌出现严重而持久地急性缺血，心肌无法得到足够氧气，最终导致心肌不可逆的缺血性坏死，心脏的收缩和舒张功能降低，机体供血不足，严重者最终导致机体死亡。
1. 大鼠用3%戊巴比妥钠（30mg/kg），腹腔注射麻醉，用小动物剃毛器剃除大鼠胸部及腋下毛发（充分暴露手术区），用碘酒和75％乙醇术区消毒。
2.气管插管：麻醉后，夹趾检测无反应即可进行MI手术。
打开外置光源、显微镜开关，打开呼吸机，设置好各参数（呼吸比2：1，潮气量6-8 mL，频率70 次/min），将气管插管沿声门插入气管，取下大鼠接上呼吸机，观察大鼠呼吸状况，胸廓起伏与呼吸机频率一致表示插管成功，即可进行MI手术。
3. 大鼠采用右侧卧位，用眼科剪在左前肢腋下，用显微剪于三、四肋间打开胸腔充分暴露心脏，显微直镊轻轻夹起少量心包并于左心耳下撕开少许心包，充分暴露左冠状动脉前降支（LAD）或所在区域。
4. 结扎冠状动脉：于显微镜下找到LAD走向或可能所在位置,持针器持取5-0带针缝合线，于左心耳根部下方肺动脉圆锥旁以5-0 无创缝合线穿过左冠状动脉前降支( LAD)，以完全阻断LAD血流。
5.关胸：结扎完成后，5-0缝线完全缝合胸腔开口（保证无缝隙、无错位）关闭胸腔，由内向外逐层缝合各层肌肉和皮肤。
6.术后管理：术后密切关注大鼠状态，有无呼吸异常等。
待大鼠自然苏醒后将大鼠从呼吸机上取下并取下气管插管，正常饲养。
小鼠心肌纤维化造模
小鼠心肌纤维化造模
操作流程及步骤：
1、取筛选后的纯合健康成年小鼠，准备手术器械。
2、小鼠麻醉：20g-阿氟汀0.3ml，腹腔注射[1]。
3、剃毛暴露术区。
4、小鼠固定，头-尾-四肢。
5、气管插管，连通呼吸机[2-4]。
6、开胸：第二与第三肋间附近开皮-钝性分离浅部肌肉层、深部肌肉层、穿
透胸膜暴露心脏。
7、用拉钩将上下肋骨拉开，暴露术野。
8、手术针在左心尔正下方2mm处穿入结扎[5]。
9、关胸，封皮。
10、撤掉呼吸机，放在温暖处待小鼠复苏。
11、2周后超声，4周左右造模成功。
心得体会及注意事项：
1、注意小鼠腹腔注射操作规范。
2、最难步骤需要多加练习。
3、插入标志胸部起伏有明显憋气感，拔出支撑导丝憋气症状明显改善.。
4、连通呼吸机后失去自主呼吸，呼吸频率与呼吸机一致。
5、成功标志：所结扎动脉供血下端心肌因缺血而出现缺血性白色。
大鼠急性心肌梗死动物模型的建立和评估-最新文档资料
大鼠急性心肌梗死动物模型的建立和评估1 对象与方法?1. 1研究对象清洁级雄性Spreague-Dawley (SC)大鼠20 只，体质量250〜300 g (275± 15. 3) g,由广州中医药大学实验动物中心提供。
随机分为假手术组和心肌梗死组。
1 .2 研究方法?1 . 2. 1 MI 模型的建立[2-3] 氯胺酮( 75 mg/kg )腹腔注射麻醉，经口人工呼吸(导管置于大鼠的舌体与上颌之间)，连接小动物呼吸机予以正压通气，潮气量3〜5 ml/100 g ，呼吸频率60次/min，吸呼比1? : ?1。
左侧胸部备皮，消毒手术区域，经胸骨左缘第4 肋间开胸，钝性分离肌肉，以眼科开睑器撑开肋间肌切口，暴露心脏，剪开心包，于肺动脉圆锥与左心耳之间距主动脉根部2~3 mm处，用7-0眼科无创缝合针，穿过前降支深部连同一小束心肌一并结扎。
根据心电图和心肌组织颜色确定冠脉结扎成功。
逐层缝合胸壁，自主呼吸恢复后拔出通气导管。
大鼠清醒后送动物房饲养,规律照明,自由进食和饮水。
术后连续3 d 予以青霉素40 万U 腹腔注射以预防感染。
假手术对照组除不结扎冠状动脉外，其余步骤相同。
1. 2. 2 超声心动图检查[4]3% 戊巴比妥钠( 45 mg/kg )腹腔注射麻醉，用Philips Sonos 5500型多功能超声诊断仪( S12探头，频率5~12 MHz),在胸骨旁以二维超声和M型超声测量左室收缩末径（LVSd、左室舒张末径（LVDd、舒张期左室后壁厚度（PWd、舒张期左室前壁厚度（AWd Ml组为梗死区室壁厚度）、左室射血分数（LVEF和短轴缩短率（FS）,分别计算梗死区变薄指数（BBZS即舒张期左室前壁厚度/后壁厚度）和非梗死区增厚指数（ZHZS即舒张期左室后壁厚度/前壁厚度）。
所有参数均在3 个连续的心动周期中进行测量并取平均值。
1．2．3 血流动力学检查[5]3%戊巴比妥钠（45mg/kg）腹腔注射麻醉，气管切开插管，保持呼吸道通畅。
动物实验心肌梗死面积的评估
动物实验心肌梗死面积的评估下文是关于动物实验心肌梗死面积的评估相关内容，希望对你有一定的帮助：动物实验心肌梗死面积的评估(一) 动物心梗实验设计方案联系个人所学专业，选取某种或某类疾病，设计相关实验的动物模型，详细描述其方法及步骤，并阐述所选动物种类和级别的理由以及该动物日常生活和实验的环境要求（包括进出该环境的顺序），实验过程中的注意事项MicroRNA-378(miR-378)在心肌肥厚中的研究一、实验原理：microRNA(miRNA)是一类小分子非编码单链RNA，长约22个碱基，能通过与靶mRNA3’非翻译区(3’UTR)互补配对，使其翻译受到抑制，从而在转录后水平对生物体内基因时序性表达起到精细调节作用。
miRNA的表达变化与心肌肥厚的发生、发展密切相关。
本实验通过异丙肾上腺素和去甲肾上腺素诱导实验动物心肌肥厚，然后用PCR技术测定心肌细胞中miRNA的变化。
二、实验目的：通过统计学方法观察miRNA在正常心肌细胞和心肌肥厚的心肌细胞中的差异，从而将miRNA作为诊断心肌肥厚的潜在的生物学标志。
三、实验材料及步骤：Wistar雄性大鼠30只（200～250g/只，SPF级别），异丙肾上腺素（ISO），去甲肾上腺素（NE），生理盐水。
分组及造模采用随机数表的方法讲30只wistar大鼠随机分成三组，每组10只，分别为对照组、ISO处理组、NE组。
ISO处理组：10只大鼠连续7天背部皮下注射ISO（ 4 mg/kg/天），制成心肌肥厚模型。
NE处理组：10只大鼠连续7天背部皮下注射NE（4 mg/kg/天），制成心肌肥厚模型。
对照组：10只大鼠同法背部皮下注射生理盐水（4 mg/kg/天），制成心肌肥厚模型。
检测造模是否成功高频超声检测分别于造模后第2周，称取大鼠质量，10％水合氯醛麻醉大鼠后，仰卧固定，将其胸前部剃毛，应用TOSHIBA-6000超声诊断仪，频率为MHz的探头置于其胸左侧，取径(LVEDD，LVESD)。
在无创性通气条件下快速建立小鼠心肌梗死模型的简易方法
在无创性通气条件下快速建立小鼠心肌梗死模型的简易方法目的：探讨建立小鼠心肌梗死模型的快速简易方法，提高动物存活率。
方法：使用戊巴比妥钠麻醉小鼠，在无创性机械通气的条件下开胸，将心脏轻轻挤出胸腔后，用手术针钩断冠状动脉的左前降支（LAD），通过观察存活率、心电图改变和组织病理学染色来评价心肌梗死模型是否成功。
同时与冠状动脉结扎组进行比较。
结果：LAD钩断术后心电图出现ST段抬高，TTC染色可见明显的梗死区域，术后4周心肌发生纤维化；模型组的术后存活率为85%，而冠状动脉结扎组则为54%。
结论：应用这种改良的新方法可以快速并成功地建立小鼠心肌梗死模型。
标签：心肌梗死；戊巴比妥钠；机械通气；冠状动脉结扎冠状动脉发生粥样硬化时可引起血管管腔狭窄或阻塞，导致心肌缺血、缺氧和坏死即心肌梗死，甚至最终演变成为心衰[1-2]。
在我国随着经济的发展，冠心病的发病率死亡率都在逐年增长，因此对冠心病的防治研究十分重要[3-4]。
在应用动物模型研究心肌梗死的致病机理以及使用药物进行干预时，都会涉及到心肌梗死模型的建立。
以往报道的心肌梗死模型制作方法包括冠状动脉左前降支（LAD）结扎法、血栓形成法、药物注射法、球囊堵塞法、Ameriod环套扎法和冷冻法，其中应用得最为普遍的是LAD结扎法[5-13]。
在实验动物的选择上，大鼠、兔、羊、猪和犬应用得较多[14]。
近年来，随着转基因技术的成熟，小鼠已成为基因功能研究中不可取代的模式生物。
然而小鼠体型较小，在应用传统的LAD结扎法制作心肌梗死模型时受到了极大的限制，而且存活率也比较低。
为了提高小鼠的心肌梗死术后存活率，并减少其在手术中承受的痛苦，极大程度地提高动物福利，该项研究从麻醉方法、呼吸支持到手术方法进行了一系列改良，成功地建立了一种全新的且极为简易的小鼠心肌梗死模型制作方法。
1 材料与方法1.1 实验动物SPF级昆明（KM）小鼠，雄性，6～8周龄，体重25～30 g，由中山大学实验动物中心提供，动物实验在中山大学实验动物中心的屏障环境下进行，使用许可证号：SYXK（粤）2011-0112。
石蜡切片-小鼠心脏组织-心衰模型-实验步骤
石蜡切片操作流程及步骤：1、样品4℃过夜[1,2]。
2、清洗水槽及过滤网[3]。
3、打开机器开关，调节水池温度21℃、展片水池温度45℃、烘片温度55℃[4]。
4、固定包埋组织块[5]。
5、调节出水水流大小[6]。
6、调节切片厚度5um、10 um[7]。
7、将包埋组织块下调至与刀片位置同一平面，前后距离使其与刀片距离恰好接触[8]。
8、开始切片带出现完整的组织切横切面将其随水流传送至水池中[9-13]。
9、选择较好的切片，用载玻片将其从21℃水池中捞出。
每个石蜡取5-6张片子[14-15]。
10、放到展片水池中展开、载玻片编号[16]。
11、55℃烘干，无水滴后可收片。
心得体会及注意事项：1、包埋组织块冻存温度过低会冻坏，不冻存石蜡粘性大不容易切片。
2、操作期间应放入冰中储存，自备冰块。
3、水槽中石蜡会堵塞上水滤网影响出水速度。
4、展片水池水要在展片前达到预设温度。
5、要固定牢固，固定不牢切片时容易破坏样品。
6、以中间水柱恰好达到刀片位置最佳，水流过小切片不易冲下，水流过大会导致切片破坏。
7、5 um染色效果更佳，根据不同组织染色要求调节切片厚度。
8、若前后位置调节不精确可使距离稍大，随后手动摇轮慢慢靠近，每次前进距离为提前设定距离5um或10 um。
9、切片期间不出现严重的黏附，粘连，裂片，不要轻易停止，切片要匀速.10、切片过薄会迅速升温从0℃升至21℃或更高，若随意停止，石蜡黏附性增加会导致粘刀片等问题影响继续操作。
11、若一个样本操作时间过长应取下放入冰块一段时间再继续操作。
12、原则没有大问题匀速不要随意停。
13、换新刀片（刀片上有黏附石蜡会导致切片裂开，最好换至新刀片）。
14、尽量清理水池多余无用切片及碎石蜡，但是要小心不要碰坏样品切片。
15、每个载玻片取2-3个组织最佳。
16、展片不足会有褶皱影响染色结果，展片时间过长会导致组织裂开。
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心肌梗死(MI)小鼠模型具体方法及步骤原型物种人
来源结扎左冠状动脉前降支（LAD）法致心梗
模式动物品系SPF级Balb/c小鼠，雄性，周龄为6w~8w，体重为
23g~27g。
实验分组实验分三组：模型组（10只），对照组（10只），空白组（10只）。
实验周期0h、3h、6h、12h、24h、72h
建模方法1. 3%戊巴比妥钠80mg/kg腹腔注射麻醉，用小鼠剃毛器剃除小鼠胸部及腋下毛发（充分暴露手术区），用碘酒和75％乙醇手术区消毒。
2.气管插管：麻醉后，夹趾检测无反应即可进行MI手术。
打开外置光源、显微镜开关，打开呼吸机，设置好各参数（呼吸频率110bpm），将气管插管沿声门插入气管，取下小鼠接上呼吸机，观察小鼠呼吸状况，胸廓起伏与呼吸机频率一致表示插管成功，即可进行MI手术。
3.小鼠采用右侧卧位，用眼科剪在左前肢腋下，用显微剪于三、四肋间打开胸腔充分暴露心脏，显微直镊轻轻夹起少量心包并于左心耳下撕开少许心包，充分暴露左冠状动脉前降支（LAD）或所在区域。
4. 结扎冠状动脉：于显微镜下找到LAD走向或可能所在位置,持针器持取7-0带针缝合线，于左心耳下缘2mm处进针，缝线穿过LAD，以完全阻断LAD 血流。
5. 关胸：结扎完成后，6-0缝线完全缝合胸腔开口（保证无缝隙、无错位）关闭胸腔，由内向外逐层缝合各层肌肉和皮肤。
6.术后管理：术后密切关注小鼠状态，有无呼吸异常等。
待小鼠自然苏醒后将小鼠从呼吸机上取下并取下气管插管，正常饲养。
模型评价
1.心脏功能评价由Laplace定理可知：S=Pr/2h，P为心室内压，r为心腔内径，h为心壁厚度。
在心脏压力负荷过重的情况下，为适应心脏做功增加，室壁厚度增加，左室室壁应力增加，提高心脏收缩功能起到早期代偿的机制；但持续的压力超负荷，可促进心肌肥厚，导致心肌细胞的坏死及凋亡，心脏的收缩和/或舒张功能受到损害，最终发展为慢性心力衰竭甚或心源性猝死。
可通过超声或血流动力学检测来评价心功能。
M超图像，测量左室舒张末期及收缩末期内径(LVIDd、LVIDs)，同时系统将会自动计算出相应的射血分数（EF%）及左室短轴缩短率（FS%）。
2. TTC染色测量梗死面积
迅速取下心脏，清洁并挤压心脏蘸干血渍，4°C生理盐水冲洗干净后蘸干，于-20°C冰箱冷冻15min至心脏变硬，取出并用刀片自心尖向心底沿房室沟方向切成1mm厚切片，共切5片，迅速将切片置于5ml 37°C 1% PH为7.4的TTC磷酸缓冲液中，水浴15min，TTC染色后梗死区为白色，梗死边缘区为砖红色，正常区为红色。
3 病理学评价
取出心脏，剔除血管、脂肪等杂质，心脏放纱布上蘸干残留的血渍和溶液并称重后放入4%多聚甲醛溶液中保存，24h后行脱水、包埋、石蜡切片，各个标本选择固定位置（乳头肌水平）切片，做HE染色。
HE 染色结果可见，对照组心肌排列整齐、细胞质丰富均匀、间质正常；模型组部分心肌细胞核丢失、
心肌细胞呈空泡样变、梗死区可见心肌组织紊乱、梗死区心肌细胞消失，代之以纤维瘢痕组织。
取出心脏，剔除血管、脂肪等杂质，心脏放纱布上蘸干残留的血渍和溶液并称重后放入4%多聚甲醛溶液中保存，24h后行脱水、包埋、石蜡切片，各个标本选择固定位置（乳头肌水平）切片，做HE染色。
HE 染色结果可见，对照组心肌排列整齐、细胞质丰富均匀、间质正常；模型组部分心肌细胞核丢失、心肌细胞呈空泡样变、梗死区可见心肌组织紊乱、梗死区心肌细胞消失，代之以纤维瘢痕组织。