小鼠精子畸形实验
小鼠精子畸形实验报告
小鼠精子畸形实验报告
本实验旨在研究小鼠精子畸形对后代的影响，以期为人类生育健康提供参考依据。
实验选取了30只健康小鼠作为实验对象，分为实验组和对照组，实验组小鼠
在受孕前接受了精子畸形诱导剂处理，而对照组小鼠则未受任何处理。
经过一系列观察和分析，我们得出了以下实验结果。
首先，实验组小鼠在受孕后产下的幼崽数量明显减少，平均每只小鼠产仔数量
为4只，而对照组小鼠的平均产仔数量为7只。
这表明精子畸形对小鼠生育能力产生了明显的负面影响。
其次，在实验组幼崽中，出现了较高比例的畸形幼崽，包括畸形四肢、畸形头部等。
而对照组幼崽中几乎没有出现畸形情况。
这进一步证实了精子畸形对后代健康的不良影响。
此外，我们还对实验组和对照组幼崽的生长发育情况进行了观察。
结果显示，
实验组幼崽的生长发育明显滞后于对照组幼崽，体重增长速度较慢，行动能力较弱。
这说明精子畸形不仅影响了幼崽的出生情况，还对其后续的生长发育产生了长期影响。
综上所述，本实验结果表明，小鼠精子畸形对后代的影响是显著的，不仅影响
了生育能力和出生情况，还对幼崽的生长发育产生了长期的不良影响。
这一结论对于人类生育健康具有一定的借鉴意义，也提醒我们在日常生活中要注意维护精子健康，减少畸形对后代的影响。
在今后的研究中，我们将进一步探究精子畸形的形成机制，寻找可能的干预手段，以期能够更好地保障后代的健康。
希望本实验结果能够为相关领域的研究提供一定的参考价值，也为人类生育健康贡献我们的一份力量。
实验五
毒理学实验五小鼠精子畸形实验一、实验目的1、学习观察小鼠精子畸形的实验方法。
2、检测受试物对雄性生殖细胞的遗传毒性。
二、实验原理小鼠精子畸形受基因控制，具有高度遗传性，许多常染色体及X、Y性染色体基因直接或间接地决定精子形态。
在正常情况下，人与其它哺乳动物的精液中也有少量畸形精子，毒物影响下，数量大大提高。
三、试剂材料1、健康成年雄性小鼠，体重25 g ~30g2、器材剪子、镊子、玻璃小平皿、滴管、载玻片、擦镜纸、染色缸、显微镜3、试剂生理盐水、甲醇、2％伊红水溶液、受试物及阳性对照物环磷酰胺四、实验内容1、解剖小鼠、摘取附睾、涂片、固定。
2、镜下观察精子形态，记录畸形精子。
3、计算精子畸形率。
4、结果分析与评价。
五、操作步骤1、染毒：染毒5天，途径（一般经口）2、处死：35天后颈椎脱臼处死3、取材：附睾4、涂片：将附睾所有内容物直接涂片（一滴生理盐水）5、晾干：6、固定：甲醇固定5分钟7、冲洗和干燥8、镜检：低倍镜----油镜，镜检1000个精子，记录座标。
阴性对照组精子畸变率一般为1-3%精子畸形主要表现：(1)头部：无钩、香蕉形、胖头、无定形、双头(2)尾部：卷尾、双尾六、实验设计剂量和分组方法:受试物至少设3个剂量组，同时设阳性和阴性对照组。
最高剂量组应能使部分动物死亡，然后以高剂量组的1/2～1/4递减作为中、低剂量组。
阳性对照组给予环磷酰胺(20mg/kgBW～40mg/kgBW)，腹腔注射，连续5d，每天一次。
阴性对照组给予等体积的溶剂。
七、实验结果及分析1、正常小鼠精子涂片：由于是正常小鼠的精子涂片，因其畸形精子比例较低，没有观察到畸形精子，观察到一些正常精子，但由于没有进行固定染色，所以不是非常清晰。
在观察图片过程中，看到了一些条纹状的结构，阻碍了精子的观察，考虑可能是浓度太浓或者除精子外的其他组织被涂在载玻片上所致。
2、通过小鼠染毒的畸形精子样片，在镜下观察到了正常精子及畸形精子。
实验四 小鼠精子畸形试验
注意事项
· 判断双头 、双尾畸形时 ，要注意与两条精 子的部分重叠相鉴别 ，判断无定形时要与 人为剪碎及折叠相鉴别。
· 使用的小鼠要健康 ， 以免感染 、体温增高 等可能导致精子畸形率增高 ，造成假阳性 结果。
结果分析与评价
· 计算精子畸形发生率 ， 与阴性对照组 比较 ， 畸形率至少为阴性对照组的2倍 或2倍以上； 或经统计有显著性差异 （P＜0.01） ，并有剂量反应关系。
· 待玻片晾干后用甲醇固定5分钟 ，干燥。
镜检
· 先用低倍镜粗检 ， 找到背景清晰 、精子重叠 较少的部位 ， 用高倍镜检查精子形态 。每只 小鼠检查精子1000条。
· 精子畸形： 主要在头部 ， 其次为尾部 。畸形 类型可分为无钩 、香蕉形 、双头 、胖头 、无 定形 、尾折叠 、双尾等。
· 分别记录异常类型和数量 ， 以便统计精子畸 形率及精子畸形类型的构成比。
实验四 小鼠精子畸形试验
目的
精子畸形试验是检测受试化学毒物能 否破坏哺乳动物精子正常形态的实验方 法 。通过该实验 ， 学习和掌握小鼠精子 畸形试验的原理和步骤。
理
· 小鼠精子畸形受基因控制 ， 具有高度遗传性， 许多常染色体及X 、Y性染色体基因直接或间 接地决定精子形态。
· 精子的畸形主要是指形态的异常 ， 是决定精 子形成的基因发生突变的结果 。因此形态的 改变提示有关基因及其蛋白质产物的改变。
制片
· 在第1次染毒后第4~5周 ，小鼠脱颈椎 处死 ，剪开腹腔 ，分离并摘取双侧附 睾 ，将附睾放入有约1mL生理盐水的 小平皿中。
制片
· 用眼科剪将附睾纵向剪1~2刀 ， 用吸管将悬 浮液轻轻吹打5-6次 ，静置3-5min；
· 用4层擦镜纸过滤除组织碎片 ， 用胶头滴管 吸取精子悬液 ， 滴一滴于清洁载玻片上， 均匀推片；
DB22T396.8-2017保健用品毒理学评价程序与检验方法第8部分：小鼠精子畸形试验
2.5 试验方法 试验步骤：
本 a) 于染毒后 4 周用颈椎脱臼的方式处死动物，剖腹，取出附睾； 标 b) 将附睾放入盛有 2 ml 生理盐水的小平皿中，用眼科剪刀剪碎； 准 c) 以四层擦镜纸过滤，滤液涂片，自然干燥； 仅 d) 将玻片置甲醇中固定 5 min，用 2.5 %伊红染色 1 h，封片。 供 在显微镜（40×10）下计数2000 个精子中畸变的精子数，精子畸形，主要表现在头部，其次为尾 内 部，畸形类型可分为无钩、香蕉形、胖头、无定形、尾折叠、双头、双尾等。异常精子均应记录显微镜 部 的坐标数，以备查询。以便统计精子畸形率及精子畸形类型的构成比。判断双头，双尾畸形时，要注意 使用 与二条精子的部分重叠相鉴别，判断无定形时要与人为剪碎及折叠相鉴别。
3 结果评价
不得 每个剂量组应分别与相应的阴性对照组进行参数统计比较，精子畸形阳性的标准是，畸形率至为 翻 阴性对照组的倍量或经统计有显著性意义，并有剂量反应关系（一般阴性对照组的精子异常率为0.8%～ 印 3.4%）。
2.2.2.5 磷酸盐缓冲液(pH 7.4)
磷酸氢二钠溶液(1/15 mol/L):磷酸氢二钠（Na2HPO4 ,分析纯）9.47 g溶于 1000 ml 蒸馏水中。
1
DB22/T 396.8—2017 磷酸氢二钾溶液(1/15 mol/L)：磷酸氢二钾溶液（KH2PO4 , 分析纯）9.07 g溶于 1000 ml 蒸馏水中。 取磷酸二氢钠 (1/15 mol/L)：80 ml与磷酸氢二钾溶液(1/15 mol/L)20 ml 混合，调pH至7.4。
本 2.2.2.6 Giemsa 染液 标 称取Giemsa 染液3.8 g，加入375 ml甲醇(分析纯)研磨，待完全溶解后再加入125 ml甘油。置于37
保健用品毒理学评价程序与检验方法——小鼠精子畸形试验
DB22/T 396.8—2017 保健用品毒理学评价程序与检验方法 第8部分：小鼠精子畸形试验警示——使用本标准的人员应有正规实验室工作的实践经验。
本标准并未指出所有可能得安全问题。
使用者有责任采取适当的安全和健康措施。
并保证符合国家有关法规规定的条件。
1 范围本标准规定了保健用品毒理学精子畸形评价方法。
本标准适用于保健用品毒理学精子畸形检验方法。
2 精子畸形试验2.1 实验动物健康成年雄性小鼠，周龄为7 周～12 周，体重25 g～35 g，一般每组至少5 只。
试验前在实验动物房至少适应3 天～5 天。
2.2 仪器和试剂2.2.1 仪器2.2.1.1 解剖器械。
2.2.1.2 电子天平。
2.2.1.3 离心机。
2.2.1.4 冰箱。
2.2.2 试剂2.2.2.1 0.1 %秋水仙素置于棕色瓶中，冰箱保存。
2.2.2.2 60 %冰乙酸取60 ml冰乙酸(分析纯)，加蒸馏水至100 ml。
2.2.2.3 1 %柠檬酸三钠取1 g柠檬酸三钠(分析纯)，加蒸馏水至100 ml。
2.2.2.4 固定液甲醇：冰乙酸=3:1，现用现配。
2.2.2.5 磷酸盐缓冲液(pH 7.4)磷酸氢二钠溶液(1/15 mol/L):磷酸氢二钠（Na2HPO4 ,分析纯）9.47 g溶于 1000 ml 蒸馏水中。
1DB22/T 396.8—20172 磷酸氢二钾溶液(1/15 mol/L)：磷酸氢二钾溶液（KH2PO4 , 分析纯）9.07 g溶于 1000 ml 蒸馏水中。
取磷酸二氢钠 (1/15 mol/L)：80 ml与磷酸氢二钾溶液(1/15 mol/L)20 ml 混合，调pH至7.4。
2.2.2.6 Giemsa 染液称取Giemsa 染液3.8 g，加入375 ml甲醇(分析纯)研磨，待完全溶解后再加入125 ml甘油。
置于37 ℃恒温箱保温48 h振摇数次。
过滤两周后用。
2.2.2.7 Giemsa 应用液取一份 Giemsa 染液与 9 份 磷酸盐缓冲液混合而成，现用现配。
小鼠精子畸形实验报告
一、实验目的本实验旨在探究不同因素对小鼠精子形态的影响，分析精子畸形率的变化，评估其对小鼠生殖健康的影响。
二、实验材料1. 实验动物：昆明种雄性小鼠，体重25~30g。
2. 实验药品：白头翁水提取物、硫酸镉、丝裂霉素C。
3. 实验器材：显微镜、染色液、培养皿、注射器、剪刀、眼科剪等。
三、实验方法1. 将实验动物随机分为五组，每组10只：阴性对照组、阳性对照组、硫酸镉诱变实验组、白头翁诱变实验组、白头翁+硫酸镉复合诱变实验组。
2. 阴性对照组：正常饲养，不予任何处理。
3. 阳性对照组：腹腔注射丝裂霉素C（1.0mg/kg）一次，模拟化学物质对精子的影响。
4. 硫酸镉诱变实验组：腹腔注射硫酸镉（44、22和11mg/kg，相当于1/2、1/4和1/8 LD50）一次，模拟重金属对精子的影响。
5. 白头翁诱变实验组：灌胃白头翁水提取物（1.0、2.0、4.0和8.0g/kg，相当于人5、10、20和40临床剂量）一次，模拟中药对精子的影响。
6. 白头翁+硫酸镉复合诱变实验组：同时给予硫酸镉和白头翁水提取物处理。
7. 实验后35天，处死动物，取出两侧副睾，放入盛有2mL生理盐水的平皿中。
8. 用眼科剪将副睾纵向剪1～2刀，静止3～5min，轻轻摇动。
9. 用四层擦镜纸过滤，吸滤液涂片。
10. 空气干燥后，用甲醇固定5min以上干燥。
11. 用1%～2%伊红染色1min，用水冲洗。
12. 镜检精子形态，记录精子畸形率。
四、实验结果1. 阴性对照组：精子畸形率为5%。
2. 阳性对照组：精子畸形率为30%。
3. 硫酸镉诱变实验组：精子畸形率为20%。
4. 白头翁诱变实验组：精子畸形率为10%。
5. 白头翁+硫酸镉复合诱变实验组：精子畸形率为35%。
五、讨论1. 实验结果表明，硫酸镉和丝裂霉素C对小鼠精子形态有显著的畸形作用，导致精子畸形率升高。
2. 白头翁水提取物对硫酸镉诱变有明显的抑制作用，降低精子畸形率。
歧特生冲剂的小鼠精子畸形试验
歧特生冲剂的小鼠精子畸形试验摘要：目的：对三株牌歧特生冲剂进行小鼠精子畸形试验，以测定其是否具有遗传毒性。
方法：参照《保健食品检验与评价技术规范》（2003年版）中的试验方法。
结果：其一，样品剂量组与隐性对照组相比，无统计学意义，判为阴性；其二，样品剂量组与阴性对照组相比，精子畸形率至少为阴性对照组的倍量或经统计有显著意义，并有剂量反应关系，判为阳性；其三，样品剂量组与阴性对照组相比，有统计学意义，但无剂量反应关系，重复试验，结果能重复者判为阳性，否则为阴性。
结论：本试验条件下，受试样品剂量组的精子畸形率与阴性对照组（Veh）比较无显著性差异（P>0.05），无剂量反应关系，表明三株牌歧特生冲剂对小鼠精子的精子畸形率未产生明显影响。
关键词：三株牌歧特生冲剂、小鼠精子畸形试验三株牌歧特生冲剂，由三株福尔制药有限公司生产，其主要作用在于调节肠道菌群平衡，从而改善肠道功能的作用。
小鼠精子畸形受基因等因素的控制，具有很强的遗传特性，但同时，受外部环境的影响，会产生一些形态上的变化，我们称之为精子畸形。
小鼠精子畸形试验可检测外部因子对精子的生成和发育的影响，是遗传毒理学评价的主要指标之一[1]。
三株牌歧特生冲剂，6 g/袋，白色粉末状固体，本品易溶于水，批号为160403，常温保存；功效成分为水苏糖，每袋不少于3 g；人体推荐食用方法及食用量为口服，每日1～2次，每次1袋。
溶媒为灭菌蒸馏水。
1实验动物及饲养环境小鼠，品系：KM，雄性，体重30~35 g，25只，来源：北京维通利华实验动物技术有限公司，经检疫观察4 d后使用。
饲养环境：屏障系统，5只/笼（同性别、同剂量组），喂食SPF鼠料，自由饮水。
温度24.7～26.0 ℃，相对湿度50～60 %，人工光照，明暗12 h/天。
SPF大小鼠生长维持饲料，来源：北京华阜康生物科技股份有限公司。
实验动物饮用水为中心提供纯化水，高压蒸汽灭菌。
饲养笼种类：PP聚丙烯鼠盒，底铺高压蒸汽灭菌的玉米芯垫料。
实验一小鼠精子畸形试验(共13张精选PPT)
实验结果分析与评价
精子畸形 主要表现在头部，畸形的类型 阳性对照组：8只雄鼠，环磷酰胺腹腔注射三次 可分为无钩、香蕉形、无定形、胖头、 空白对照组：16只雄鼠，不做任何处理
精子畸形 主要表现在实验，学习和掌握小鼠精子畸形实验的原理和步骤
双头以及双尾等。 实验动物：雄性小鼠 （6-8周）24只
空白对照组：16只雄鼠，不做任何处理 试剂：生理盐水、甲醇（分析纯）、 2%伊红水溶液环磷酰胺（ 50mg/kg ）
精子畸形百分率 分别记录各种类型畸形 阳性对照组：8只雄鼠，环磷酰胺腹腔注射三次
器材：眼科剪、眼科镊、玻璃平皿、显微镜、擦镜纸、吸管 精子畸形百分率 分别记录各种类型畸形的精子，进行精子畸形类型构成比分析，并计算每组动物精子畸形百分率。
酰胺（ 50mg/kg ）
实验操作步骤
一、动物分组及处理
动物选择 分组及处理：
， 阳性对照组：8只雄鼠 环磷酰胺腹腔注射三次
空白对照组：16只雄鼠，不做任何处理
实验操作步骤
二、制片
实验操作步骤
三、阅片
低倍镜 找到背景清晰、精子重叠较少的 部位高倍镜 按顺序检查精子的形态。
每只动物检查完整的精子1000个。
数量增多。 器材：眼科剪、眼科镊、玻璃平皿、显微镜、擦镜纸、吸管
阳性对照组：8只雄鼠，环磷酰胺腹腔注射三次 实验一 小鼠精子畸形试验 器材：眼科剪、眼科镊、玻璃平皿、显微镜、擦镜纸、吸管
生殖系统对化学毒物的敏感性 低倍镜 找到背景清晰、精子重叠较少的部位高倍镜 按顺序检查精子的形态。
精子畸形 主要表现在头部，畸形的类型可分为无钩、香蕉形、无定形、胖头、双头以及双尾等。 生殖系统对化学毒物的敏感性
实验一 小鼠精子畸形试验
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试验设计
受试物高剂量组的总剂量应能使部分 动物死亡，然后以1/5或 递减为中、 动物死亡，然后以 或1/10递减为中、低 递减为中 剂量组。 剂量组。 阳性对照组用环磷酰胺20 阳性对照组用环磷酰胺 mg/kg，腹 ， 腔注射，连续５ 每天一次。 腔注射，连续５天，每天一次。
操作步骤
处死动物：用颈椎脱法处死小鼠， 处死动物：用颈椎脱法处死小鼠，剪开腹 腔，取出两侧附睾 过滤：放入盛有约１ml生理盐水的平皿中， 生理盐水的平皿中， 过滤：放入盛有约１ 生理盐水的平皿中 用眼科剪剪碎附睾，四层擦镜纸过滤 用眼科剪剪碎附睾， 涂片： 涂片：取１小滴滤液涂片
目的
观察精子在生成过程中形态的改 变来检查受试物对雄性生殖细胞的 致突变作用. 致突变作用.
原理
精子的成熟和正常形态受多种基因控制， 当这些基因中任何一个在化合物的作用下 发生突变，就会导致畸形率增高。 某些特殊的染色体重排，如性-常染色体 易位是精子产生畸形的主要机理。但是， 缺血、变态反应、感染和体温升高也可能 导致精子的畸形。
正常组 损伤对照组 高剂量组 中剂量组 低剂量组
正常精子
香蕉形
胖 头 阶段的生精细胞对诱变剂较 敏感，因此在染毒后3～5周时精子畸形率 最高，必要时可作动态观察有助于全面评 价； 缺血、感染、发热等可产生假阳性结果；
各组小鼠精子畸形检测结果
组别 动物数 / 只 5 5 5 5 5 受检精子数/ 受检精子数 个 5000 5000 5000 5000 5000 畸形精子总数/ 畸形精子总数 个 51 187 259 153 69 精子畸形率 /％ ％ 1.02 3.74* 5.18* 3.06* 1.38
操作步骤
固定：干燥，甲醇固定５分钟（ 固定：干燥，甲醇固定５分钟（可以直 接涂片镜检） 接涂片镜检） 染色：用２％伊红染色１小时，冲洗 染色： 伊红染色１小时， 镜检：干燥镜检（先用低倍镜， 镜检：干燥镜检（先用低倍镜，再用高 倍镜，在较暗的视野下观察） 倍镜，在较暗的视野下观察）
观察与计数
首先，在低倍镜下选择背景清 晰、精子分布均匀、重叠较少的区 域，然后，在高倍镜下观察结构完 整的1000个精子，计数其中畸形的 精子。
精子畸形主要表现在头部。按Wyrobeks 的分类标准，主要类型有：无钩、香蕉形、 无定形、胖头、尾折叠、双头及双尾。 无尾精子、头部重叠的或整个与另一个 重叠的精子均不计数。 判断双头、双尾精子时，要注意与两条 精子的部分重叠相区别
注意事项
辨别小鼠附睾； 如将精子悬液经过滤、离心等步骤除去组 织残渣后再推片效果更好，注意推片的质 量； 镜检时注意鉴别制片过程中人为造成的精 子损伤。
小鼠精子畸形实验
Sperm Abnormality Test in Mouse
•遗传学终点（genetic endpoint）：遗传学实验观察到的 现象所反应的各种事件。 •遗传学终点分类：共4类 4 1）基因突变； 3）染色体组畸变； 2）染色体畸变； DNA损伤 4）DNA DNA
1、基因突变检测 Ames试验、果蝇伴性隐性致死试验、正向基 Ames 因突变试验 2、染色体损伤检测 染色体畸变分析、微核试验、显性致死试验 3、DNA损伤检测 DNA SCE试验、UDS SCE UDS试验、SCGE SCGE试验 UDS SCGE
器材与试剂
器材：显微镜；镊子；剪刀；平皿 试剂：生理盐水；无水乙醇；2%伊红水 溶液
试验设计
1、试验动物：采用6～8周龄性成熟雄性小鼠 、试验动物：采用 ～ 周龄性成熟雄性小鼠
2、接毒剂量及分组：受试物设高、中、低三 、接毒剂量及分组：受试物设高、 个剂量组，同时设阴性和阳性对照组。 个剂量组，同时设阴性和阳性对照组。