小鼠尾静脉注射

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实验小鼠给药与采血方法

实验小鼠给药与采血方法

实验小鼠给药与采血方法1.实验小鼠给药方法:a.静脉注射:i.静脉注射是一种常用的给药方法,适用于需要迅速将药物输送到循环系统中的实验。

ii. 首先,选择小鼠尾静脉作为给药途径。

悬空小鼠尾部并握紧尾根,使用角度较小的针头(例如26G针头)直接注射药物。

iii. 注射前,可以先用温水或者温湿纱布预热小鼠的尾部,以增强血管的扩张和血流。

iv. 确认成功注射药物后,将小鼠放回饲养笼中,并观察其行为和健康状况。

b.口服给药:i.口服给药是一种常用的给药方法,适用于需要药物通过消化系统进行吸收的实验。

ii. 在给药前,可以在小鼠笼子的饮水中添加药物溶液,或将药物悬浮液灌注到小鼠胃部。

iii. 同时,在给药过程中,需要将小鼠固定住,可以使用实验动物颈环进行固定。

iv. 给药后,观察小鼠的饮食情况和健康状况,并适当调整药物剂量和给药方式。

2.实验小鼠采血方法:a.尾静脉采血:i.尾静脉采血是一种常用的、非常便捷的小鼠采血方法。

ii. 首先,选择小鼠尾部静脉作为采血部位。

悬空小鼠尾部并使用温湿纱布加热,以增加血管扩张和血流。

iii. 使用角度较小的针头,例如26G针头,刺入尾静脉,然后将血收集到适当的试管中。

iv. 在采血过程中,保持顺利的血流,可以使用温湿纱布加热尾部以保持血管扩张。

v.采集到所需血液样本后,用棉球或止血带对采血部位施加轻压,以避免出血和感染。

vi. 采血结束后,观察小鼠的健康状况,并给予适当的处理和护理。

b.眼窝静脉注射采血:i.眼窝静脉采血是一种比较特殊的小鼠采血方法,适用于需要大量血液样本的实验。

ii. 在采血前,可以使用温湿纱布加热小鼠眼部,以增加血管扩张和血流。

iii. 使用角度较小的针头,例如26G针头,插入眼窝静脉并拔回,将血液从针头收集到适当的试管中。

iv. 在采血过程中,保持稳定的手部和注射器位置,以避免对小鼠造成伤害。

v.采集到所需血液样本后,用棉球或止血带对采血部位施加轻压,并进行适当的处理和护理,以减少对小鼠的不适和伤害。

小鼠注射急性毒性实验心得体会

小鼠注射急性毒性实验心得体会

小鼠注射急性毒性实验心得体会在医学研究中,小鼠常常被选为实验对象,进行毒理实验,小鼠目前的给药方式有灌胃给药,腹腔注射,皮下注射,尾静脉注射等。

尾静脉注射是一项重要的给药方法,由于小鼠尾静脉较细,尾静脉难度大,在学生实验中的广泛应用受到了限制。

以下为实验心得:1.器材与方法,器材:1ml-次性注射器,棉球,纱布,毛巾或面纱手套方法简介:将小鼠固定在小鼠固定器中,使其尾巴露出。

用手指压迫尾根部的两侧片刻,一手食指从下面托起尾尖部,与拇指捏住并微微转动使左或右侧的静脉向上, -手持4号或4.5号针头注射器,在距尾尖1/2或1/3处进针。

发表论文。

--次注射量为0.05~0.1m/10g体重。

注射完后拔出针尖,把尾部向注射侧弯曲或以棉球压迫止血[2]。

2.实验开始之时,应注意检查小鼠固定器是否完好,注射针头是否变钝,否则应注意更换,以免由于实验器材的问题造成不必要的困扰,影响实验的进度。

3.小鼠尾部的血运十分丰富,在其背、腹及左右两侧有数条动静脉伴行的血管丛。

其中背、腹各一根的动脉与左右各-根的静脉最为明显。

动脉的位置相对较深且管腔相对较小,不容易刺入,因此常常选择两侧的静脉,且两侧的静脉较容易固定,它的直径平均小于0.60.5mm ,但当遇到热水,75 %酒精,或远红外线的烘烤时,尾静脉呈明显扩张,平均为0.90.7mm[3]。

4.压迫尾根部使血管充盈,此外,使用40°C左右的热水浸泡鼠尾10—20s或使用75%酒精棉球强檫,软化角质,还可以灯泡靠近鼠尾烤均可以使血管更加充盈、清晰。

局部还可以使用血管扩张药如硝酸甘油。

用热水浸泡鼠尾时,注意水温不要太高,以免烫伤鼠尾,甚至引起脱皮。

小鼠尾静脉注射方法

小鼠尾静脉注射方法

小鼠尾静脉注射方法一器材1 mL 一次性注射器、棉球(酒精棉球和干棉球)、试管夹、橡胶手套、固定器(自制,将50mL 螺盖塑料离心管底部钻开4-6个透气小孔,离心管盖子正中钻一直径约5mm的小孔),电热恒温水槽。

二方法1.小鼠的固定最好使用小鼠固定器,前部有气孔保证小鼠呼吸,后部可以将尾部拉出,不要让小鼠在固定器中有太多活动空间,如空间较大,可加入一些填充物,防止小鼠在注射时乱动。

2.尾静脉的准备对于小鼠,其尾部血管中有4根十分明显:背腹各有一根动脉,两侧各有一根静脉。

动脉的位置相对较深且管腔相对较小,不容易刺入,因此常常选择两侧的静脉,且两侧的静脉较容易固定,它的直径平均小于0.6±0 .5 mm,但当遇到热水,75 %酒精,或远红外线的烘烤时,尾静脉呈明显扩张,平均为0.9±0 .7 mm。

可以将小鼠尾部在45℃左右温水浸浴2分钟,以扩张静脉法适用于室温较低的情况。

如果是炎炎夏天,可直接省去热水浸泡,改为喷酒精即可。

3.尾静脉的选择小鼠尾部有3条尾静脉。

背部1天,两侧各1条。

由于背部静脉较深,较细,一般选择侧面的2条。

4.注射器的选择选择1-2ml注射器,针头采用4号或4.5号(外径为0.4mm,0.45mm)。

注射器吸入药液后,应将空气推出,防止因空气栓塞。

5.注射用75%酒精消毒鼠尾后,一般在尾部远端的1/3到1/2处进针,此处皮肤较薄,血管清晰,进针容易,而且一旦注射不成功,可以有更多近端注射的余地。

将欲注射的鼠尾用左手紧紧压在桌面上,右手进针时针头与桌面平行,针尖稍稍朝下,一旦进入,将针头稍稍上挑进入,针头沿血管进入,肉眼可关察到针头前进。

如果针头在血管中前进,可明显地感觉到针行通畅,毫无阻力。

若针头不在血管中,手感针行有阻力。

进针时不要太深,针头入皮肤后马上把针头略往上,平行进针,针扎入时有落空感,推液时无阻力则说明成功了。

如果推液阻力较大,甚至注射处出现渗液,则说明不在静脉内,需要重新调整注射。

小鼠注射方式的缩写符号

小鼠注射方式的缩写符号

小鼠注射方式的缩写符号1.腹腔注射(Intraperitoneal Injections,IP)小鼠腹腔注射的位置在下腹部腹中线两侧0.5cm处,未免伤及脏器,保定小鼠时需使其头部稍向后仰,以使其下腹部脏器上移。

(1)抓取小鼠,使其头部稍向后仰。

(2)以75%酒精棉球消毒注射部位。

(3)先将注射器针头刺入皮肤,进入皮下后,向下倾斜针头,以约45度刺入小鼠腹腔。

注意:穿透腹膜后,针尖的阻力消失。

(4)回抽针栓,如无回血或液体即可注入药物。

注意:腹腔注射麻醉操作与此操作相似。

2.尾静脉注射(Intravenous Injections,IV)小鼠尾部背侧及两侧各有一根静脉,由于两侧的静脉易于固定,可用于注射及采血。

(1)将小鼠用专门的保定器保定,使其尾部充分暴露。

(2)将其尾部用酒精棉球反复擦拭,并轻轻捏住尾根部,轻弹注射位置,以使血管充盈扩张,或用45-50℃的温水浸泡30秒。

(3)用拇指和食指固定住尾部。

(4)右手持注射器,沿与静脉平行方向,在鼠尾后1/4处进针。

(5)针头刺入至少3mm后,轻推针栓,如无阻力,即可注射。

注意:如阻力较大,或注射时有隆起,则说明注射到了皮下。

此时应迅速抽出注射器,轻轻在原注射位点稍上的位置再次注射。

(6)注射后,以干棉球按压止血或把尾部向注射侧弯曲以止血。

如需反复注射,应从尾部末端开始,逐渐向尾根方向移动。

3.肌肉注射(intramuscular injection,IM)固定小鼠后,用小指和大鱼际固定住后肢,XX%酒精消毒注射部位,斜着XX度角进针入后肢大腿根部。

回抽针栓,以确定没有注射入血管内。

假如没有回血,慢慢注射药物。

4.皮下注射(Subcutaneous Injections,SQ)固定小鼠后,用拇指和食指绷紧背颈部皮肤,用70%酒精消毒注射部位,斜着插入注射针头。

针头应沿着皮肤平行的方向插入,5.皮内注射(Intradermal Injections,ID)固定小鼠后,用70%酒精消毒注射部位,斜着插入注射针头,之后几乎和皮肤平行的方向在皮下走行3-5mm,注射药物。

小鼠尾静脉注射

小鼠尾静脉注射

:高手经验谈1、固定:小鼠一定要固定好,注射时尾巴不能动。

我一直用小鼠固定器固定,另外一人用手指轻轻夹住尾巴的根部,这样一般能固定的很好。

(我自己是找一个去500或者1000ml的烧杯,倒卡在桌子上,小鼠放在里面露出尾巴即可)2.对血管的选择,一般来说,小鼠尾部有三条静脉,左右两边各一根而且比较浅,容易穿刺;中间一根位置较深,不是很容易穿到,建议尽量不选择.另外穿刺选择尾部中下处比较好,因为此处皮肤较薄,我的体会是可以采用75%酒精反复擦拭穿刺血管,使其充盈,并且使皮肤的角质层软化,利于穿刺.或者在注射之前,小鼠尾巴用温水(水温约50度左右)泡大约2分钟,这样能使血管充分舒张。

用干棉球擦干。

血管应选择两侧的血管,从下向上扎。

这样的好处是万一一次扎不进,还可以继续使用此血管。

3.针的选择:书上说使用1毫升的注射器.有人在实践中采用的是头皮针,后接1毫升注射器.因为头皮针针头更小,对血管的损伤更小,适合多次连续给药,其次使用头皮针穿刺后,我们可以通过回血来判断穿刺是否成功.(我的体会是4号半1毫升注射器,已经足够且很容易进针)4、注射手法:左手食指和中指上下夹注你所选择血管的靠近身体的一边,无名指和小指垫起一块纱布或者纸巾(建立一个穿刺的平面的作用),拇指压住所选血管的尾尖端,上下夹住血管的距离应以不影响右手持针上下移动为宜.(否则容易人为建立穿刺的角度,而使右手持穿刺针穿刺过深,导致穿刺失败.)右手持穿刺针,稍微挑起皮肤一点,就可以平着进针,看到回血表明成功,还可以回抽,见到回血后表明穿刺已进入血管,可以给药.用左手将鼠尾拉直,右手持1ml注射器的中下部位,针斜面向上,在尾部的下处进针,针与皮肤稍成一角度(10度左右),进针后要将针头稍向上挑,然后将针向里送一点。

如果在血管里,则无阻力,并且能看见针。

若针看得很清晰,则扎到了皮下,若针看不清,则扎深了。

可轻推液体验证。

(联系那么多次,发现开始不能很顺利的进针,原因大部分就是插进去然后有个挑起的过程)5.穿刺结束后,用纱布压住穿刺部位反折尾部进行止血.良好并彻底的止血对于血管可以起到很好的保护作用,这对于需要天天穿刺给药是非常有用的.(一般小鼠需要按压时间很长,否则易引起出血)使用无菌的1毫升的无菌小注射器足够了,药店里到处是卖的。

尾静脉注射技巧

尾静脉注射技巧

尾静脉注射技巧
尾静脉注射是指将药物注射入小鼠、大鼠尾部的静脉,通常用于实验室动物的药理研究、毒理研究和生物学实验等研究领域。

以下是尾静脉注射的技巧:
1.准备好注射器、药物和针头。

注射器选择0.5毫升或1毫升的,针头可以选择30号或32号。

2.将小鼠或大鼠置于实验台上,用70%乙醇清洁尾部。

3.可以用温水浸泡尾巴5-10分钟,使尾巴血管扩张,易于找到尾静脉。

4.用手指轻轻压迫尾部,将血液推至尾的远端,找到尾的基部,可以在尾基部用光镜找到明显的血管。

5.用消毒的针头轻轻扎破皮肤,针头与血管成约45度角度插入尾静脉,向远端轻轻推进,直到看到血液。

6.吸取药液,将药物注入尾静脉内。

7.拔出针头,用棉球或压迫止血器压迫注射部位,避免流血。

8.观察研究动物的反应状态,如有异常情况及时处理。

注射完毕后,可以将小鼠或大鼠放回笼子内,并留意其情况,通常注射后应保持动物安静,24小时内不给予水和食物。

需要注意的是,尾静脉注射对动物可能存在一定的刺激和压迫,应根据具体实验需要和动物功能状态选择注射液量和注射频率,避免超量或过
度注射导致动物伤害和严重不良反应。

同时也要严格按照实验室动物合法管理要求进行操作,减少对动物的伤害。

小鼠静脉注射

小鼠静脉注射

小鼠静脉注射这也是常见的操作,稍微有点难度,没有指导的话,一开始可能会感觉有点手足无措。

但是可以肯定的说,只要掌握了方法,小鼠的尾静脉注射还是很容易的。

操作步骤:1. 首先要固定小鼠,最简单的固定方法就是把小鼠放在盒子里面,让它的尾巴伸在盒盖的外面,用手抓住小鼠尾巴,轻轻往外拽,就可以固定好小鼠了。

这种固定方法,小鼠可以在盒子里面活动,固定的也不是很牢固,但是只要你尾静脉注射的手法很熟练,就足以用来注射了。

还有的固定方法就是用一个小的圆筒,最好是金属做的,(可以在当地的铁匠铺,或者买白铁铺里面定做)首先是金属比较结实,而且可以用来固定在铁架台上,方便操作。

圆筒的一段有个盖子可以拿下来,盖子中间有个小孔,可以让小鼠的尾巴伸出来(中间的小孔可以用胶布缠一下,防止锐利的边缘割伤小鼠尾巴)。

另外一段可以用金属网的结构,网的形状可以做成子弹头的头端形状。

网状结构可以让光线透近来,方便小鼠钻进圆筒里面。

圆筒的长度约10cm,直径约3~4cm,可以做个系列长度和直径的圆筒,适合不同大小的小鼠。

2. 固定好小鼠后就是注射了,一般用一次性的1ml的注射器就可以了,玻璃的1ml的注射器也可以用,针头用4号的就可以了。

3. 注射前首先要让小鼠的血管充盈。

可以采用75%的酒精棉球擦拭的方法或者采用温水浸泡的方法。

若小鼠的血管很不清楚,推荐采用温水浸泡的方法,水温以不烫手为宜。

温水浸泡2~3分钟后,取出小鼠尾巴,用干棉球擦拭。

等一会儿,待血管充盈后,酒精棉球擦拭后就可以进针了。

若血管还不充盈,可以反复用温水浸泡,切不可冒险注射,除非你手法很熟练,另当别论。

4. 小鼠尾部共有四条血管,一般认为左右的两条静脉比较容易注射,多采用这两条静脉进针。

一般要求进针部位靠近小鼠的尾端,这样若注射失败的话,还可以再向上选择进针点。

但是进针部位也不可以太靠下,因为越往下,静脉越细,操作越难,一般以小鼠尾巴下三分之一的位置比较好。

5. 最关键的就是进针了。

固定小鼠的技巧

固定小鼠的技巧

固定小鼠的技巧
固定小鼠的技巧有很多种,具体采用哪种技巧应该根据实验的需要和小鼠的特性来决定。

以下是一些常用的固定小鼠的技巧:
1. 药物麻醉固定:使用适当剂量的麻醉药物,如异氟醚或氯硝西泮等药物进行麻醉,然后用特制的夹具将小鼠固定在实验台上。

2. 尾静脉注射麻醉:使用绷带或者特制的夹具将小鼠的尾巴固定,然后通过尾静脉注射麻醉药物。

3. 静脉注射麻醉:使用特制的夹具将小鼠固定在实验台上,然后通过静脉注射麻醉药物。

4. 肌肉松弛剂固定:通过注射肌肉松弛剂,如琥珀胆碱等药物,使小鼠的肌肉松弛,然后用绷带或特制的夹具将小鼠固定在实验台上。

5. 气体麻醉固定:使用特制的麻醉箱或麻醉罩,将小鼠置于其中进行气体麻醉,然后用夹具将小鼠固定在实验台上。

6. 内镜固定:使用内镜固定器将小鼠的头部固定,然后进行内窥镜检查或实验。

无论采用哪种固定技巧,都需要谨慎操作,确保小鼠的安全和实验的准确性。


外,还需要注意以下几点:
- 麻醉药物的剂量要适当,过量的麻醉药物可能导致小鼠的呼吸抑制或死亡。

- 固定小鼠时要避免过度限制,以免造成小鼠的疼痛或不适。

- 固定小鼠后要定期检查小鼠的生命体征,以确保其安全。

总之,固定小鼠是实验中常用的技巧之一,选择合适的固定技巧和谨慎操作是保证实验准确性和小鼠安全的重要因素。

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小鼠尾静脉注射:高手经验谈1、固定:小鼠一定要固定好,注射时尾巴不能动。

我一直用小鼠固定器固定,另外一人用手指轻轻夹住尾巴的根部,这样一般能固定的很好。

(我自己是找一个去500或者1000ml的烧杯,倒卡在桌子上,小鼠放在里面露出尾巴即可)2.对血管的选择,一般来说,小鼠尾部有三条静脉,左右两边各一根而且比较浅,容易穿刺;中间一根位置较深,不是很容易穿到,建议尽量不选择.另外穿刺选择尾部中下2/3~1/2处比较好,因为此处皮肤较薄,我的体会是可以采用75%酒精反复擦拭穿刺血管,使其充盈,并且使皮肤的角质层软化,利于穿刺. 或者在注射之前,小鼠尾巴用温水(水温约50度左右)泡大约2分钟,这样能使血管充分舒张。

用干棉球擦干。

血管应选择两侧的血管,从下向上扎。

这样的好处是万一一次扎不进,还可以继续使用此血管。

3.针的选择:书上说使用1毫升的注射器.有人在实践中采用的是头皮针,后接1毫升注射器.因为头皮针针头更小,对血管的损伤更小,适合多次连续给药,其次使用头皮针穿刺后,我们可以通过回血来判断穿刺是否成功.(我的体会是4号半1毫升注射器,已经足够且很容易进针)4、注射手法:左手食指和中指上下夹注你所选择血管的靠近身体的一边,无名指和小指垫起一块纱布或者纸巾(建立一个穿刺的平面的作用),拇指压住所选血管的尾尖端,上下夹住血管的距离应以不影响右手持针上下移动为宜.(否则容易人为建立穿刺的角度,而使右手持穿刺针穿刺过深,导致穿刺失败.)右手持穿刺针,稍微挑起皮肤一点,就可以平着进针,看到回血表明成功,还可以回抽,见到回血后表明穿刺已进入血管,可以给药.用左手将鼠尾拉直,右手持1ml注射器的中下1/3部位,针斜面向上,在尾部的下1/3-1/2处进针,针与皮肤稍成一角度(10度左右),进针后要将针头稍向上挑,然后将针向里送一点。

如果在血管里,则无阻力,并且能看见针。

若针看得很清晰,则扎到了皮下,若针看不清,则扎深了。

可轻推液体验证。

(联系那么多次,发现开始不能很顺利的进针,原因大部分就是插进去然后有个挑起的过程)5.穿刺结束后,用纱布压住穿刺部位反折尾部进行止血.良好并彻底的止血对于血管可以起到很好的保护作用,这对于需要天天穿刺给药是非常有用的.(一般小鼠需要按压时间很长,否则易引起出血)使用无菌的1毫升的无菌小注射器足够了,药店里到处是卖的。

由于师兄做的是小鼠尾静脉注射,自己没事也玩玩,所以耳叙目染对尾静脉注射也有一点感受:1:小鼠尾静脉最重要的是小鼠一定要固定好,自己可以做一个前面有挡板的塑料同道,后面也有挡板,在后面的挡板留一个小洞,以使尾静脉伸出来。

2:注射前将小鼠尾静脉用热水泡一下或是用75%的酒精擦拭小鼠尾静脉,以使注射1前使尾静脉充分充血扩张;或是在上方悬挂一灯泡,在适当距离烤尾静脉也可以使尾静脉充血扩张。

3:一开始最好从小鼠尾静脉的末端开始注射,如果在中前端注射一旦失败这样可以防止注射的数次失败后液体漏出。

4:注射时手上的感觉很重要,如果针头进入尾静脉,手上会有一种透空感,这种感觉只有自己亲自经历后才会有比较深的体会,另外针头如果进入后,液体的推射会很顺利;如果,感觉液体推不进去,很费力,说明针头没有进入尾静脉,而是进入了周围的软组织。

5:在注射时,一个很重要的原则是注射要缓慢,均匀推射,速度不可以快,一旦速度快,小鼠会发生充血性心衰;如果一旦出现这种情况,立即停止注射,对小鼠实行心脏按摩,也许可以救活(自己曾经这样救活过2只小鼠)!6:每次注射的剂量:不可以超过0.2毫升;注射剂量过多,也会发生充血性心衰。

本人最近也在练习尾静脉注射,前面的帖子也看了不少,但是一直没找到手感,前天偶然在一个网页上看到相关技巧的介绍,试了一下果然灵验,今天的成功率居然提高到40%(原来是很低的哦),大体是这样的:小鼠左右两侧的静脉较粗,而且很鼓(中间的那根太扁,最好不要采用),用酒精擦一下,使血管扩张,可看到有明显的两根血管充盈,在距鼠尾2~3cm处小于30度进针,若打进去,则推行无阻力,而且拔针会有回血。

我做过小鼠的尾经脉注射,可以分享如下:1.固定:先放一托盘再桌子上,用市售的小鼠固定器(刚好固定住)固定小鼠,手持尾巴并向后拉,力量要适当;2.搽洗:我试过用75%的酒精搽洗尾巴,但是试验成功率很低;在老师的建议下,我使用的是热水,搽洗若干次;你就可以看到小鼠尾部双测血管比搽前红而充盈。

3注射:小鼠一般用1ml的注射器就可以了。

如果你是初学者,要先从尾的最远端开始,以防一次不成功还可以再次选择注射部位注射。

针头进入血管时会有一种透空感,正如上述战友所说,药物推进速度不课太快等等。

注意:针头一定不要有倒刺,要光滑;你可以用手感觉到的;水的温度一定要把握好,太热容易使小鼠尾巴烫伤;温度不够达不到效果。

这两条是注射成功的关键。

如果你的试验需多次重复给药,那么你的一次进针的成功率就要达到99%以上,否则会影响你下次注射给药。

打了将近一个学期尾静脉,谈谈自己的一些经验:1、固定:很重要,我们实验室自制了一个小圆筒,筒的直径正好容下一直小鼠,筒的一端是盲端,筒身上开了N个通气空,有一个后盖,后盖上留有一圆孔,正好容下尾巴。

由于小鼠有钻洞的习性,把它往筒口一放,自己就钻进去了,然后把尾巴从盖孔中穿过,盖上后盖即可。

这样比较稳妥。

我一般找一张桌子,把尾巴压在桌边沿上,由于边沿是个直角,把尾巴的下1/3处压在直角上能使尾部暴露很好。

2、扩张血管:关键,我一般用热水泡,直至发红即可,不能太热,容易把皮烫掉了;小鼠尾巴如果发白,那是没烫到位,再多泡一会即可。

3、手法:这要靠多练,熟能生巧。

现在我基本上是100%的成功率,关键是要对自己有信心!!我做过小黑鼠的尾静脉注射,也来说说体会:首先,要用固鼠器固定好,尽量把鼠尾拉直,用酒精擦鼠尾(必要时再用手拍打),好让静脉充分扩张,在鼠尾两侧可找到两条尾静脉(小黑鼠比较难看一点,但认真还是可以看到的)。

用细针头皮下进针(我用的是4号)从远端打起,后面的皮薄一点,较容易打成功(个人看法),打成功时进针会很顺畅,注药没有阻力,一般不会自己回血,若不成功再往近端打,但一般一条血管打过三次还不成功的话最好先暂停,因为刺激后血管会收缩,很难打,歇一会儿换另一边打。

还有一点,信心很重要!!有了信心才能找到感觉。

所以楼主一定要坚信自己能行,这样才能很轻松打中了。

首先,我觉得你打不进去小鼠的尾静脉,不应该发这个帖子,有这个时间和工夫,还不如去练习。

尽管我体验过几十只老鼠只打进去几只的崩溃心情。

我记得刚刚开始打尾静脉,很多老鼠都打废了,中午的时候我一个人在动物房对着一笼老鼠有放声大哭的冲动,心里难过得要命,可就是打不进去,我一个师姐买了包子让我吃了再做,包子是和眼泪一起吞到肚子里的,下午5点多回家以后我才意识到,一整天从早上起床到下午五点,我除去吃了师姐的一个包子外,没有吃任何东西,没有喝一口水,甚至没有上过厕所。

不过终于度过那段时间了,现在我几乎可以针针无虚发。

任何实验操作,掌握它只有一个办法,那就是勤练,除此之外没有任何投机取巧的办法,在实验的操作上大家都有心得,但这些心得都是在长期练习后得来的,每个人都有不同的感觉。

当然,有的时候不是有那么多的动物可以让你练手,我练尾静脉的时候,本科的实验有小鼠的,我就让同学做完先不要处死,然后自己养起来练;还有练习大鼠动脉插管时,如果实验室有人杀大鼠,就跑去帮忙,然后在死老鼠身上练插管,也就练出来了。

梅花香自苦寒来,宝剑锋从磨砺出,好好地练吧,有一天你一定会针针无虚发,有了自己的操作心得。

小鼠尾静脉注射主要要靠多练,养两笼老鼠,天天打进去一针,连续打3周,再换一批,再打三周......一直到你的技术过关了为止。

这些大家都知道,我说几条大家一般比较少提到的注意点:1.选择进针部位,进针的位置不是死板的,用酒精棉球擦过后,选择血管清晰鼓胀发黑的部位进针,主要多体会几次就是那种感觉很“厚"的位置,有些血管,粉红粉红的,颜色浅浅的,看起来挺宽,实际上非常难打,因为这种血管很扁,进针深浅不好掌握,要知道,我们进针的时候左右的偏差几乎是没有的,但是深浅的偏差很难控制,所以这种扁扁的位置很难打,怎么判断血管是不是扁扁的,主要看颜色,有的位置看起来很细很细,但是颜色很浓,这种其实也很好打,当然,那种又粗又黑的血管是极品进针位置,就不说了。

还有一种地方不能进针,就是那种有结节的地方,一定要避开,血管颜色再深都不要去打,有的小鼠的尾巴从头到尾密密麻麻的结节,这种小鼠放弃为妙。

同理,从头到尾都是粉红色扁扁的血管的小鼠也要放弃。

这种小鼠特别是连续i.v的时候,简直能让人抓狂。

我做实验的时候,都是把vehicle组放在最后,前面给药的时候发现不好的尾巴就换到vehicle组(或者其他的给药没有给进去也无关紧要的组),呵呵。

2. 手法很重要,大家进针的手法讨论的很多,比如斜面朝上什么的,但是我觉得还有几点要注意的手法的问题:一个是保证注射面平直,有的人固定方法的问题,造成打两侧血管都需要把小鼠的尾巴扭曲起来,这种时候至少要保证进针那一段尽量平直。

第二个,固定小鼠尾巴的那只手的手法很有讲究,食指和大拇指捏住尾巴,这个大家都知道,但是要注意,大拇指的位置要低一些,差不多压在食指指腹中部的位置(千万不要用指甲去掐,要用皮肉的部位去捏住),为什么呢,如果大拇指随随便便的往食指上一搭,进针的针头被大拇指顶住,不可避免的要以一个角度刺入,然后再挑起来,这个属于比较高难度的动作,如果大拇指的位置低一些,针头几乎就可以水平刺入,更好掌握。

另外中指也不能闲着,要顶出去,顶在前面的物体上(笼子壁啊,桌子边什么的),而且要顶紧,把小鼠固定住,这样有支力点的固定比较牢靠,小鼠一般的挣扎你都能控制得住,如果没有这个支点,想来大家都体会过明明已经刺准了,小鼠一动,又滑出来或者把血管刺穿的感受吧,这种情况对操作者的耐心是最大的打击。

3. 大胆一点,进针深一点吧,很多人在初学的阶段,总是抖抖索索刺进去一点点就不敢继续进针了,这样子首先体会不到针头在血管中滑行感觉,另外对固定也不好,小鼠稍有挣动,针头就滑出来了,针头如果进得深一些就不怕了。

好了,暂时只想到这些,总之还是要多练,上面的技巧只是提高i.v时的把握,但是如果练到深处功夫自然厉害。

我认识一位老师,看远处要带近视眼镜,看近处要带老花眼镜,唯独打老鼠尾静脉的时候什么眼镜都不带,看也不看,全凭手上感觉,小黑鼠也是一扎一个准,用他自己的话来说就是,小黑鼠小白鼠小灰鼠都是一样的,反正我都看不清楚。

另外还有一位同行,姿势手法别扭无比,一把抓住注射器就上手刺的,就这么个奇怪的姿势,人家也能连打三周的小鼠尾静脉,不佩服都不行啊。

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