基于亲和层析的两种蛋白质纯化策略

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分离纯化蛋白质的方法

分离纯化蛋白质的方法

分离纯化蛋白质的方法蛋白质是生命体内最基本的分子,它们参与了生命体内的许多重要生物学过程,如代谢、信号转导、免疫防御等。

因此,对蛋白质的研究具有重要的科学意义。

但是,蛋白质在生物体内的含量很少,且与其他成分相混合,因此需要通过分离纯化的方法来获取纯净的蛋白质样品。

本文将介绍几种常用的分离纯化蛋白质的方法。

1. 溶液层析法溶液层析法是一种常用的蛋白质分离纯化方法。

它基于蛋白质在不同的化学性质和结构特征下在固定相中的不同亲和力,通过不同的溶液组成、pH值、离子强度等条件来分离纯化蛋白质。

溶液层析法的操作简单、效果好,可以分离出高纯度的蛋白质。

但是,它需要对分离材料的性质和蛋白质的性质有深入的了解,以便选择合适的分离条件。

此外,溶液层析法需要大量的分离材料和实验室设备,成本较高。

2. 凝胶层析法凝胶层析法是一种基于蛋白质分子大小、形状和电荷等性质的分离纯化方法。

它利用凝胶作为分离材料,通过分子筛效应、凝胶孔道大小和分子电荷等因素来分离不同大小和电荷的蛋白质。

凝胶层析法具有操作简单、分离效果好、成本低等优点。

但是,它需要长时间的分离过程,而且凝胶的孔径大小和材料的性质会影响分离效果。

此外,凝胶层析法只能分离相对较小的蛋白质,对大分子蛋白质的分离效果较差。

3. 电泳法电泳法是一种通过电场作用将不同电荷的蛋白质分离的方法。

它利用电泳移动速度与蛋白质质量和电荷密度之间的关系,将蛋白质分离纯化。

电泳法具有操作简单、分离效果好、成本低等优点。

但是,它需要专业的电泳设备和实验技能,而且对蛋白质的性质和电泳条件有较高的要求。

此外,电泳法只能分离相对较小的蛋白质,对大分子蛋白质的分离效果较差。

4. 亲和层析法亲和层析法是一种基于蛋白质与其配体之间的亲和作用来分离纯化蛋白质的方法。

它利用配体与蛋白质的特异性结合来分离纯化目标蛋白质。

亲和层析法具有分离效果好、选择性高、可重复使用等优点。

但是,它需要高纯度的配体和专业的实验技能,而且对蛋白质的性质和配体的选择有较高的要求。

四种蛋白纯化方法

四种蛋白纯化方法

四种蛋白纯化方法1. 溶液沉淀法溶液沉淀法是一种常用的蛋白纯化方法,适用于从复杂的混合物中分离目标蛋白。

该方法基于蛋白质在不同条件下的溶解度差异,通过添加盐类或有机溶剂来诱导蛋白质的沉淀。

步骤:1.样品制备:将待纯化的样品经过初步处理,如细胞破碎、组织切割等,得到含有目标蛋白的混合物。

2.溶解度测试:在不同条件下(如pH、温度、盐浓度等)测试目标蛋白质的溶解度,并确定最适合其沉淀的条件。

3.沉淀:根据前一步骤确定的最佳条件,向样品中添加盐类或有机溶剂,使目标蛋白质发生沉淀。

可以通过离心将沉淀物与上清液分离。

4.溶解:将沉淀物重新溶解在适当的缓冲液中,得到纯化后的目标蛋白。

优点:•简单易行,不需要复杂的设备和操作。

•适用于从复杂混合物中纯化目标蛋白。

缺点:•可能会导致非特异性沉淀,使得纯化后的蛋白含有杂质。

•沉淀方法对蛋白质的溶解度要求较高,不适用于所有蛋白。

2. 凝胶过滤法凝胶过滤法是一种基于分子大小的蛋白纯化方法,适用于分离不同分子量范围的蛋白。

该方法利用孔径可调的凝胶柱或膜来分离目标蛋白和其他小分子。

步骤:1.样品制备:将待纯化的样品经过初步处理,如细胞破碎、组织切割等,得到含有目标蛋白的混合物。

2.凝胶柱选择:根据目标蛋白的分子量范围选择合适孔径的凝胶柱或膜。

3.样品加载:将样品加载到凝胶柱上,并使用缓冲液进行洗涤,以去除小分子。

4.蛋白洗脱:通过改变缓冲液的组成或pH值,使目标蛋白从凝胶柱上洗脱下来。

5.收集纯化蛋白:将洗脱得到的蛋白收集起来,即可得到纯化后的目标蛋白。

优点:•可以根据分子量范围选择合适的凝胶柱,实现高效分离。

•纯化后的蛋白质纯度较高。

缺点:•操作相对复杂,需要一定的专业知识和技术。

•只适用于分子量差异较大的目标蛋白。

3. 亲和层析法亲和层析法是一种基于生物分子间特异性相互作用的蛋白纯化方法,适用于富含目标蛋白的混合物。

该方法利用目标蛋白与特定配体之间的亲和力进行分离和纯化。

蛋白质纯化的方法选择

蛋白质纯化的方法选择

蛋白质纯化的方法选择蛋白质纯化是一种将复杂的混合物中的目标蛋白质分离出来的过程,其目的是获得纯度较高的蛋白质样品,以便进行进一步的研究。

在蛋白质纯化过程中,选择适当的方法至关重要,以下是一些常用的蛋白质纯化方法及其特点:1.溶液沉淀法溶液沉淀法是最简单和最常用的蛋白质纯化方法之一、基本原理是通过改变蛋白质的溶解度,使其从溶液中沉淀出来。

常见的溶液沉淀剂有硫酸铵、磷酸铵和醋酸锌等。

这种方法适用于将目标蛋白质从复杂的混合物中富集出来,但无法获得高纯度的蛋白质样品。

2.离子交换层析法离子交换层析法利用离子交换树脂对蛋白质进行分离和纯化。

树脂中的功能基团能够与蛋白质的带电基团发生相互作用,吸附或释放蛋白质。

离子交换层析法适用于富集带相同电荷的蛋白质,但不能获得高纯度的蛋白质样品。

3.亲和层析法亲和层析法利用目标蛋白质与特定配体之间的特异性结合进行分离和纯化。

常见的亲和层析方法包括亲和层析柱和亲和标记技术。

亲和层析法能够选择性地富集目标蛋白质,并获得较高纯度的样品。

但该方法需要配体的特异性和标记的技术支持。

4.尺寸排阻层析法尺寸排阻层析法是一种按照蛋白质在柱子中通过的速度进行分离和纯化的方法。

根据蛋白质的尺寸大小选择不同的尺寸排阻柱,较大的蛋白质在柱子中通过的速度较快,较小的蛋白质在柱子中通过的速度较慢。

尺寸排阻层析法适用于富集目标蛋白质,并能获得较高纯度的样品。

5.电泳法电泳是一种将蛋白质根据其电荷和尺寸分离和纯化的方法。

常见的电泳方法包括SDS-、等电聚焦和二维凝胶电泳等。

电泳法可以获得高纯度的蛋白质样品,但对蛋白质稳定性和成本要求较高。

综上所述,蛋白质纯化方法的选择应根据目标蛋白质的特性和纯度要求决定。

在实际操作中,常常需要结合多种方法进行联合纯化,以获得更高纯度的蛋白质样品。

此外,还应根据实验室的设备和技术条件,选择适合的蛋白质纯化方法。

3种进行基因工程表达目的蛋白质的分离纯化方法

3种进行基因工程表达目的蛋白质的分离纯化方法

3种进行基因工程表达目的蛋白质的分离纯化方法在基因工程研究中,蛋白质分离纯化是非常重要的一环。

下面将介绍三种常用的基因工程表达目的蛋白质分离纯化方法。

1. 亲和层析法:亲和层析法是一种常用的蛋白质纯化方法,基于特定配体与目标蛋白质之间的选择性结合。

通常,可以在目标蛋白质中引入一个标签序列,如融合标签或标签标记,使其与固定在纯化层析柱上的配体相互作用。

配体可以是金属离子、抗体、亲和剂或其他具有与目标蛋白质选择性相互作用的分子。

利用这种亲和层析柱进行分离纯化时,可以通过洗脱缓冲液中高浓度的竞争性配体或特定的环境条件来实现目标蛋白质的高效纯化。

2. 凝胶电泳法:凝胶电泳法是一种常用的蛋白质分离技术,根据蛋白质在电场中的迁移速率差异进行分离纯化。

通常,首先将表达目的蛋白质从细胞裂解物或培养基中提取出来,并用浓缩技术进行初步富集。

然后,将蛋白质样品加载到凝胶(如SDS-PAGE凝胶)中,通过应用电场分离蛋白质。

根据蛋白质的大小和电荷来进行分离,并用染色或质谱等方法进行检测和分析。

3. 逆流层析法:逆流层析法是一种有效的分离纯化方法,根据蛋白质在逆流梯度中的亲和性差异进行分离。

该方法可通过将纯化柱分为若干区域,每个区域都包含不同浓度的缓冲液,从而形成逆流梯度。

蛋白质溶液经过逆流层析柱时,蛋白质会在不同条件下与纯化柱表面相互作用,并在梯度中发生多次吸附和洗脱过程。

通过逆流层析的多次循环,可以逐步富集并纯化目标蛋白质。

综上所述,亲和层析法、凝胶电泳法和逆流层析法是基因工程表达目的蛋白质常用的分离纯化方法。

这些方法各具优势,可以根据目标蛋白质的性质和实验要求选择适合的方法,以获得高纯度的表达目的蛋白质。

两步色谱纯化技术在蛋白质制备中的应用

两步色谱纯化技术在蛋白质制备中的应用

两步色谱纯化技术在蛋白质制备中的应用蛋白质是生物体内重要的分子组成部分,对于研究生命活动、药物研发等具有重要意义。

在蛋白质的制备过程中,纯化是一个至关重要的步骤。

传统的蛋白质纯化方法常常耗时、低效,并且易出现损失。

然而,近年来发展起来的两步色谱纯化技术,改变了传统纯化方法的局限性,成为了一种重要的纯化手段。

两步色谱纯化技术结合了亲和层析和离子交换层析两种技术的优势,并通过两个步骤的有序操作,实现了对蛋白质的高效纯化。

接下来,本文将对两步色谱纯化技术的原理和应用进行详细介绍。

第一步是亲和层析纯化。

亲和层析是一种基于蛋白质和其结合物之间特异性相互作用的分离方法。

亲和层析可以通过蛋白质的特定性质选择性地与其他杂质分离开来。

常见的亲和层析介质包括亲和柱、亲和树脂等。

在亲和层析步骤中,我们可以利用蛋白质与特定配体之间的亲和性质,将目标蛋白质选择性地吸附到亲和层析介质上。

通过洗脱某些特殊配体的方式,我们可以将目标蛋白质从亲和层析介质上洗脱下来,实现目标蛋白质的纯化。

第二步是离子交换层析纯化。

离子交换层析是一种利用杂质与离子交换介质之间的电荷相互作用进行分离的方法。

离子交换层析具有选择性强、纯化效果好的优势。

在离子交换层析步骤中,我们可以根据蛋白质的电荷性质选择合适的离子交换介质,将目标蛋白质与其他带相反电荷的杂质分离开来。

通过改变离子交换介质中的溶液条件,例如改变pH值或离子浓度,可以控制目标蛋白质与介质之间的相互作用,实现目标蛋白质的纯化。

两步色谱纯化技术在蛋白质制备中的应用非常广泛。

首先,在研究领域,两步色谱纯化技术可以用于从复杂的细胞提取物中纯化目标蛋白质,从而便于后续的功能研究。

其次,在药物研发中,两步色谱纯化技术可以用于制备高纯度的药物靶蛋白,为药物研发提供优质的材料基础。

此外,两步色谱纯化技术还可以应用于生物技术工业中,用于制备高价值的重组蛋白质产品,满足市场需求。

总结起来,两步色谱纯化技术以其高效、可靠的特性,在蛋白质制备中得到广泛应用。

亲和层析法离纯化蛋白质的方法

亲和层析法离纯化蛋白质的方法

亲和层析法离纯化蛋白质的方法亲和层析法是一种利用特定配体与目标蛋白质间的亲和作用来分离和纯化目标蛋白质的方法。

该方法简单、高效、选择性强,并且适用于分离和纯化各种规模和属性的蛋白质,因此被广泛应用于生物化学、分子生物学等领域。

亲和层析法的实验步骤如下:1. 配制亲和柱:将特定的配体化合物固定到柱载体上,例如:Ni2+、Protein A/G、抗体等。

固定过程要注意化合物与柱载体的适应性、配位化合物的浓度和固定条件的优化。

2. 样品制备:将待纯化蛋白质与适当的缓冲液混合,如含有余量目标蛋白质竞争配位位点的化合物、pH、离子强度和结构安定剂等。

3. 样品加载:将样品加入亲和柱顶部,让其通过固定的配体和柱内质子、离子等的相互作用与目标蛋白质结合。

样品通过后,用缓冲液淋洗一段时间以去除无关的物质,并测定逐步洗出的蛋白质含量。

4. 洗脱蛋白质:通过改变洗脱缓冲液的pH值,鸟嘌呤核苷酸、纳米微粒、配体等离子强度和竞争配位位点的化合物,剥离蛋白质与配体的相互作用,释放出目标蛋白质。

蛋白质最终会在柱底部被洗出,收集洗脱后的纯化蛋白质即可。

亲和层析法具有一些优点:1. 选择性强,可用于纯化特定蛋白质。

2. 纯化步骤简单,样品不需预备过多。

3. 取得的蛋白质纯度高。

4. 在蛋白质分子中较不会引起构象或孔洞变化,使分离后蛋白质结构相对完整。

1. 需要合适的配体化合物,且有些化合物不易制备或使用方便性较差。

2. 某些特殊的蛋白质可能无相应亲和层析柱,或需要进行配体修饰。

3. 无法分离某些蛋白质互作产物,因为这些产物与配体的亲和性可能相同或更好。

亲合层析原理及标签蛋白纯化

亲合层析原理及标签蛋白纯化
+
特异性
支链甘露糖, 终端甘露糖或葡萄糖 通过α(1,6) 糖苷键连接与海澡糖上 的N-乙酰基-葡萄糖胺的支链甘露糖
亲和层析柱和平衡
重点 • 柱体积:
– 依据目标物的数量和填料的载量确定,Hitrap 1ml and 5ml.
样品准备
重点 • 过滤或离心以去除颗粒性物质 • 用脱盐柱校正样品的pH、盐浓度和添加剂来 提高结合的效率 • 确保已知的能影响结合的物质不存在
• 柱高:
– 无严格要求,一般是短而粗
• 平衡:
– 无严格要求, 对于 HiTrap™柱可以用注射器平衡
上样
重点 • 按照标准程序作 • 上样前充分平衡柱子 • 结合缓冲液一般采用中性 pH • 确保平衡:
– 亲和作用较强或比较容易平衡: 高流速 – 亲和作用较弱或比较难平衡: 慢流速
Troubleshooting
为什么选择亲和层析?
offers high selectivity, hence high resolution, and usually high capacity for the protein(s) of interest • 亲和层析能够完成一般方法很难完成的分离
– 如变性和非变性的,功能不同的蛋白
任何规模纯化都比较简单-Ni Sepharose
预装柱/填料 一次可纯化组氨酸融合蛋 白的量 注意
•筛选参数更方便和可再生的优化;预 装柱,上未澄清样品;用机械手自动操 作或使用离心机/抽真空等手动方式操 作 简化流程:预装柱,上未澄清样品, 离心 预装柱,重力,上未澄清样品 可直接上未澄清的样品,同HisTrap 预装柱,可用注射器、蠕动泵,层析 系统,样品必须澄清 适合大规模样品纯化,简化流程:无 需装柱可用蠕动泵,层析系统操作 •不同包装的凝胶,需要自行装填,客 户需自备空柱 •可用蠕动泵,层析系统(如ÄKTA) 或者批量操作

蛋白质的纯化的方法及原理

蛋白质的纯化的方法及原理

蛋白质的纯化的方法及原理蛋白质的纯化是从其来源中去除其他有机物和无机物,使其成为纯净的蛋白质样品的过程。

蛋白质纯化的方法可以根据需要选择,其中常用的方法包括盐析、凝胶过滤、电泳、金属柱层析、亲和层析、离子交换层析、逆相高效液相色谱等。

下面将详细介绍这些方法及其原理。

一、盐析盐析是利用不同浓度的盐溶液对蛋白质溶液进行逐渐稀释,从而使蛋白质发生沉淀的过程。

纯化蛋白质的关键是利用蛋白质与溶剂中离子之间的相互作用来控制蛋白质的溶解和沉淀过程。

在盐析中,通过选择离子强度和种类可以调整蛋白质溶液中所需溶剂化离子的浓度,达到沉淀和纯化蛋白质的目的。

二、凝胶过滤凝胶过滤是一种分子筛分离方法,利用不同孔径的凝胶进行分离。

凝胶的孔径能够排除较大分子,如核酸和细胞碎片,而较小分子,如蛋白质则能通过孔隙,实现纯化。

该方法简单易行,不需要任何特殊设备,适用于中小分子量的蛋白质纯化。

三、电泳电泳是利用蛋白质在电场中的移动性差异进行分离和纯化的方法。

常用的电泳方法有平板电泳、SDS-PAGE(聚丙烯酰胺凝胶电泳)和Western blotting (免疫印迹法)等。

电泳能够根据蛋白质的电荷、分子大小和不同的电场力,在凝胶中分离蛋白质,使其形成带状。

通过切割所需蛋白质的带状区域,可以实现对目标蛋白质的纯化。

四、金属柱层析金属柱层析是利用金属离子与蛋白质之间的亲和性进行分离的方法。

金属柱通常被配制成金属离子亲和基质,并固定在柱子上。

目标蛋白质通过与金属离子发生亲和作用而被保留在柱中,其他杂质则从柱中流出。

通过调节洗脱缓冲液的离子浓度和pH值,可实现对目标蛋白质的纯化。

五、亲和层析亲和层析是利用配体与其特异性结合的蛋白质进行分离和纯化的方法。

通常将配体固定在柱子上,待蛋白质样品通过柱子时,目标蛋白质与配体结合,其他杂质则流失。

通过改变洗脱缓冲液的条件,如离子浓度、pH值和络合剂的添加,可以实现目标蛋白质的纯化。

六、离子交换层析离子交换层析是一种利用蛋白质与离子交换基质之间的相互作用进行分离和纯化的方法。

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1.2.2 Constructions
Fig. 1. Different
strategies to incorporate and remove affinity tags.
1.2.2 Constructions
Con 1
Con1:a linker region including a specific sequence for endoprotease cleavage increase accessibility of the affinity tag and is often required for effective endoprotease cleavage
1.2.2 Constructions
Con 4
Con4:a fusion protein where a solubility and folding partner is fused N-terminal to the target protein (e.g., SUMO, sortase A). An affinity tag at the N-terminus is required for purification. SUMO has emerged as an alternative for the production, solubility and correct folding of otherwise intractable proteins. The SUMO tag can be removed using a specific protease (e.g., the yeast SUMO protease-1 Ulp1) that recognizes the conformation of the ubiquitin partner rather than a specific sequence. The use of SUMO is mostly constrained to E. coli, since highly conserved SUMO proteases are present in eukaryotes.
1.2.1 Common Affinity Tags
6H IMAC (immobilized metal-ion affinity chromatography) Imidazole WSHPQFEK (DYKDDDDK) EDTA
(链亲和素)
SLAELLNAGLGGS and TKDPSRVG
mild condition good for complexes
1.3.1 Proteases
Proteases are enzymes that cleave proteins at specific sequences and are therefore potential candidates to catalyze tag removal. Exopeptidases(aminopeptidases and carboxypeptidases) catalyze the removal of amino acids from the end of a protein and can be used for the removal of very small tags such as His6. Several affinity tagged process endoproteases are therefore used for tag removal such as Thrombin, virus-derived TEV protease, 3C protease , Granzyme B and Caspase-6, used for the removal of His6, GST, FLAG.
1.2.2 Constructions
Con 3
Con3:the simplest genetic design-a fusion protein designed for exopeptidase removal of the tag (only for N-terminal tags, using TAGZyme)
1st step 2nd step
3rd step
The process is designed for the initial purification of the his-tag protein using IMAC; a tag removal step where a protease (or peptidase)—that also contains a his-tag— is added to the his-tag protein and a final subtractive IMAC purification. In this last step, process impurities such as unprocessed his-tag protein, the protease (or peptidase) and any unspecific binder are retained in the column while the detagged ‘pure’ protein is eluted.
1.2.2 Constructions
Con 2
Con2:aid solubility and folding like maltose-binding protein (MBP) , glutathione Stransferase (GST) or small ubiquitin modifying protein (SUMO), thioredoxin (Trx), among others. Some tags such as MBP or GST are used for both affinity purification and solubility. GST binding glutathione-Sepharose resin with the slow binding kinetics is time consuming. MBP can be purified on amylose but may result in protein degradation. His tag both native and denaturing conditions can be used during purification
1.2.2 Benefits
• • • • • (i) improve protein yield (ii) prevent proteolysis (iii) facilitate protein refolding (iv)protect the antigenicity of the fusion protein (v)increase solubility
A general drawback of endoprotease-mediated tag cleavage is the need for high ratios of enzyme to protein and long incubation time required for complete tag removal. An important limitation is that highly specific endopeptidases are typically expensive and unavailable in quantities. In addition, many of these proteases are highly bioactive (e.g. thrombin凝 血酶 and Factor Xa) and must be separated completely from the target protein, often by an additional purification step.
• • • • • • (i) a change in protein conformation (ii)lower protein yields (iii) inhibition of enzyme activity (iv) alteration in biological activity (v)undesired flexibility in structural studies (vi)toxicity
1.3 Tag removal methods
In many scenarios, the presence of a purification tag might alter the activity of the target protein, or cause a therapeutic protein to become immunogenic. Thus, tag removal is a crucial requirement for many of these methods. The following section reviews various tag removal strategies and how improvements in these methods might have an impact on future use.
1 Background 2 Tandem Affinity Tag 3 Self-cleaving purification tags 4 Conclusions and Inspiration
1 Background
1.1
1.2 Affinity Tags
Traditionally, a purification tag has implied use of an affinity separation method. With these methods, the affinity tag is expressed as a fusion partner with the desired target. The tag binds strongly and selectively to an immobilized ligand on a solid support, and cell and process contaminants are washed away. Affinity chromatography typically yields purities >90% in a single column step.
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