大鼠一般操作技术
复旦大学实验动物学实验报告
复旦大学实验动物学实验报告实验报告一小鼠的一般技术操作一、实验目的和要求：通过实际操作，掌握小鼠实验的一般操作方法，包括动物的抓取和保定、性别鉴定、编号、给药、麻醉、采血、处死、解剖等方法。
二、实验基本步骤：（一）抓取和保定先用右手将小鼠的尾巴提起，至于鼠笼或粗糙的平面上，当小鼠向前挣扎行进时，再用左手的拇指和示指捏住小鼠两耳后颈部皮肤，翻转小鼠至于掌心，拉直后肢。
以小指拉住小鼠尾巴即可。
在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用专门的小鼠固定器进行保定。
（二）性别鉴定将小鼠抓取后，观察其肛门及生殖器之间的距离，距离远的为雄性，距离近的为雌性。
另外翻转小鼠观察生殖器附近，性成熟的雄性小鼠的睾丸降至阴囊内，会有明显的突起；雌性小鼠的肛门至会阴处有一条无毛覆盖的细线。
（三）编号方法常用的有染色法、耳缘打孔法、烙印法、挂牌法。
此外还有断趾法、剪尾法、被毛剪号法、笼子编号法等。
在本次实验中，我们小组使用的是染色法。
（四）去毛方法常用的有拔毛法、剪毛法、剃毛法、脱毛法。
（五）给药方法常用的有经口灌胃法、经呼吸道吸入、经皮肤吸收和注射给药法。
1．经口给药法（1）灌胃法：左手固定小鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从小鼠的一侧犬齿缺失处插入口中，灌胃针竖起靠向口腔后壁，使小鼠消化道成直线，沿咽喉壁缓慢插入食管，使其前段到达膈肌位置，灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食管或误入气管。
（2）口服法在本次实验中，我们小组使用的是灌胃法。
2.注射给药法（1）皮下注射（2）肌肉注射（3）腹腔注射（4）静脉注射在本次实验中，我们使用的是皮下注射、腹腔注射、静脉注射。
（六）采血方法1.断头取血2.眼眶后静脉丛穿刺采血3.尾静脉切割采血法4.摘眼球采血法5.心脏采血在本次实验中，我们小组使用的是眼眶后静脉丛穿刺采血、尾静脉切割采血、摘眼球采血法、心脏采血。
（七）麻醉方法1.常用局部麻醉剂：普鲁卡因、利多卡因2.常用全身麻醉剂：乙醚、苯巴比妥钠、戊巴比妥钠、硫喷妥钠、巴比妥钠、氨基甲酸乙酯。
大鼠灌注固定实验报告
一、实验目的1. 掌握大鼠灌注固定技术操作步骤。
2. 观察灌注固定后大鼠组织器官的结构变化。
3. 分析灌注固定过程中可能出现的问题及解决方法。
二、实验材料1. 实验动物：健康成年大鼠，体重200-250g。
2. 实验仪器：手术器械、手术显微镜、注射器、输液器、灌注针、剪刀、血管钳等。
3. 实验试剂：4%多聚甲醛固定液、生理盐水、注射用无菌注射用水等。
三、实验方法1. 动物处死：采用过量麻醉剂使大鼠处死，确保动物在处死过程中无痛苦。
2. 灌注固定：按照以下步骤进行大鼠灌注固定：（1）准备灌注液：将4%多聚甲醛固定液加入500ml输液用玻璃瓶中，加入适量生理盐水，搅拌均匀。
（2）解剖：在手术显微镜下解剖大鼠，暴露心脏。
（3）穿刺心脏：用灌注针从心脏穿刺，插入主动脉。
（4）灌注固定：将注射器连接到灌注针，缓慢注入固定液，直至大鼠肝脏逐渐变为白色。
（5）继续灌注：待肝脏变白后，继续灌注固定液，直至大鼠全身变白。
（6）终止灌注：观察大鼠四肢抽动，表明灌注液进入大脑，待抽动完全停止，全身组织器官固定良好。
3. 取材：将固定好的大鼠组织器官取出，放入4%多聚甲醛固定液中浸泡。
四、实验结果1. 灌注固定后，大鼠组织器官结构清晰，细胞形态良好。
2. 部分大鼠在灌注固定过程中出现心脏破裂，导致灌注失败。
3. 部分大鼠在灌注固定过程中出现血压下降，需及时调整灌注速度。
五、实验讨论1. 灌注固定是研究组织器官形态结构的重要技术手段，操作过程中需严格按照步骤进行，确保固定效果。
2. 动物处死时，应避免过度麻醉，以免影响固定效果。
3. 灌注固定过程中，要注意观察动物的生命体征，及时发现并解决可能出现的问题。
4. 灌注固定液的选择应根据实验需求进行，如需观察细胞形态，可选择4%多聚甲醛固定液。
5. 实验过程中，要注意无菌操作，避免污染。
六、实验结论本次实验成功完成了大鼠灌注固定，取得了良好的固定效果。
通过观察灌注固定后大鼠组织器官的结构变化，为后续实验研究提供了良好的基础。
8.第八章 动物实验基本操作方法
动物实验的基本操作方法，包括实验动
物的抓取、固定、编号、标记、麻醉、去
毛、给药、采血、采集体液、常见手术操 作、处死等操作方法。
第一节
实验动物的抓取、固定、编号、标记方法
一、小鼠的抓取与固定
二、大鼠的抓取与固定
抓取与固定方法同小鼠,但要防止被大鼠咬伤.
三、豚鼠的抓取与固定
小鼠3cm大鼠或豚鼠5cm大鼠小鼠的灌胃法用左手固定鼠右手持灌胃器安好灌胃针并已吸好药物将灌胃针从鼠的嘴角插入口腔压迫鼠的头部使口腔和食管成一直线轻轻转动针头刺激鼠的吞咽将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管如动物挣扎厉害退出灌胃针待动物安静下来重新插入灌胃针前端达到膈肌水平即可慢慢推灌药液如很通畅则说明已进入胃内
常用实验动物全身麻醉药用法及剂量
药品 动物 给药 途径 剂量
（mg/kg）
浓度
(%) 3 3 2 2
用药量
(mL/kg) 1.0 1.4~1.7 2.0~2.5 2.3 3~4 7.0 7.0 1.3~25 5.0~10.0
麻醉时间
戊巴比妥钠
犬、猫、兔 iv ip ip 豚鼠 大鼠、小鼠 Ip
30 40~50 40~50 45
三、动物麻醉的注意事项 1．有些麻醉药物，如乙醚，是挥发性很强的液体，易燃易 爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存阴 凉处，不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。
2．所有麻醉药使用过量均可引起中毒，应特别注意各种麻 醉药的剂量和给药途径，应准确按体重计算麻醉剂量。由于 动物存在个体差异，文献介绍的剂量仅能作参考使用。 3．注射时，一般要求缓慢，并随时观察动物的肌张力、 角膜反射、呼吸频率、夹痛反射射等指标。
（三）肌肉注射 肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射 不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注 射。动物肌肉注射时，应选用肌肉发达，无大血管经过的部 位，如兔、猫、犬、猴的两侧臀部或股部。 （四）腹腔注射 大鼠、小鼠腹腔注射时，左手抓取并固定好动物，将腹部 朝上。右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置， 从下腹部朝头方向几乎平行地刺入皮下，进针3~5mm，再使 针头与皮肤呈45°角斜穿过腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹腔时， 有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，回抽，无回血，无 肠液、尿液，便可缓缓推入药液。小鼠的一次注射量为 0.1~0.2ml/10g体重。大鼠一次注射量为：1~2ml/100g体重。 兔的注射部位在腹部近腹白线lcm处，犬在脐后腹白线侧边 1~2cm处。
大鼠全血分离血浆步骤
大鼠全血分离血浆步骤
分离大鼠全血以获取血浆是实验室常见的操作步骤，通常包括
以下几个步骤：
1. 采集血液样本，首先需要选择合适的大鼠，通常是通过尾静
脉抽血或心脏穿刺的方式采集全血样本。
在采集血液之前，需要确
保使用无菌技术和合适的工具，以避免样本受到污染。
2. 抗凝剂处理，一般情况下，采集的全血样本需要立即添加抗
凝剂，常用的抗凝剂包括EDTA（乙二胺四乙酸）和肝素。
抗凝剂的
添加可以防止血液在分离过程中凝固，确保血浆的纯净度和完整性。
3. 离心分离，将抗凝血全血样本置于离心管中，然后进行离心
分离。
通常情况下，离心速度和时间的选择取决于实验的要求，一
般来说，较高的离心速度和时间可以得到更纯净的血浆。
离心后，
血浆会沉淀在离心管的上层，而红细胞和白细胞则沉淀在下层。
4. 收集血浆，将离心后的血浆小心地从离心管中吸取出来，避
免将底部的细胞沉淀物一同吸取。
收集后的血浆可以用于后续的实
验操作，如酶联免疫吸附实验（ELISA）、凝血功能检测等。
需要注意的是，在整个分离血浆的过程中，应当严格遵守无菌操作规范，以确保血浆样本的纯净度和可靠性。
另外，分离血浆的步骤也可以根据具体实验要求进行微调和优化。
动物实验的常规操作
动物实验的一般操作实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。
因此，实验人员必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，包括动物的捉拿、固定、性别鉴定、标记、生物材料的收集、处死方法和解剖检查，这是保证实验工作成功的基本条件之一。
一、实验动物的捉拿固定实验动物的正确捉拿和固定，不但可以避免由于过强的刺激和动物的损伤而影响观测结果的正确性，而且还可防止被动物咬伤，从而保证实验的顺利进行。
常用的小鼠、大鼠及家兔的捉拿固定方法如下：（1）小鼠用右手抓住鼠尾，提出后立即放在铁丝笼或粗糙的板面上，而后右手将小鼠缓缓后拉，恰好与鼠要向前爬行的力相反而使其固定，此时可用左手的姆指和食指捏住小鼠耳后枕颈部皮肤即可提起，掌心向上而将鼠体置于掌心中，用无名指和小指将鼠尾压住。
此时小鼠即被固定好，可以进行各种实验操作。
操作熟练后，可采用左手一手抓取法，更为方便，右手可不必放下注射器等器具。
（2）大鼠捉取大鼠时，不宜突然袭击式地去抓它，这样手指容易被咬伤。
取用时，应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，将其放入大鼠固定盒将鼠固定，这样可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃操作时，实验者应戴上帆布手套，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，左手抓紧鼠二耳和头颈部的皮肤，并将鼠固定在左手中，右手即可进行操作。
（3）家兔家兔性情一般较温顺而胆小，捉拿动作要轻。
家兔二耳较长，但并不能承担全身重量，因此捕捉家兔不能抓其两耳，使它疼痛而挣扎。
从笼内捉兔时，先轻轻打开笼门，勿使受惊，随之将手伸入宠内，从头前阻拦它跑动，兔便匍伏不动，此时用右手把二耳轻轻地压于手心内，抓住颈部的被毛与皮，提起兔，然后用左手托住它的臂部，兔身的重量大部分落于左手上。
家兔的固定按实验要求而定，如在耳血管采血、注射、观察瞳孔及呼吸变化时，可将家兔装入能使头部露出的特制木箱。
做心脏抽血时，可将其仰卧固定在简易木质手术台上，头部用特制兔头夹固定，四肢用活结粗棉扁带缚在台边。
大鼠一般操作技术教学教材
教材将加强与其他相关学科的交叉融合，以更加全面地反映大鼠在生物医学研究中的应用价值。
实践与应用
鼓励读者将所学知识应用于实际研究中，通过实践不断提高自己的技能水平。同时，教材将提供更多 与实际应用相关的案例分析，帮助读者更好地理解和掌握相关知识。
THANK YOU
感谢聆听
大鼠的后肢肌肉或腹腔。
注射方法
将大鼠放在注射台上，用酒精消毒注射部位，然后使用注射器将药物缓慢注射 到大鼠体内。
大鼠采血技术
采血部位
大鼠的眼后静脉丛或尾部。
采血方法
用酒精消毒采血部位，然后用采血针刺破静脉丛或尾部，用试管收集血液。
大鼠给药技术
给药方式
口服、腹腔注射、灌胃等。
给药方法
将药物按照实验要求配制好，然后通过相应的给药方式给予大鼠。
介绍大鼠的生物学特性、饲养 环境、饲料选择、饮水管理等 方面的知识和技能。
大鼠实验操作
介绍大鼠实验的基本流程，包 括实验前的准备、实验操作步 骤、实验后的护理等方面的知 识和技能。
实验动物福利
介绍实验动物福利的概念、意 义和措施，以及在实验中如何 保障动物福利。
实践操作
通过实践操作，让学生掌握大 鼠饲养管理和实验操作的基本 技能，加深对理论知识的理解 和应用。
改进建议
部分读者提出，希望教材能够增加更多关于大鼠疾病模型 和伦理问题的内容，以进一步完善教材体系。
评价与排名
经过综合评价，本教材在同类教材中排名靠前，被认为是 内容全面、实用性强、易于理解的优秀教材。
未来发展与展望
技术更新与拓展
随着科学技术的不断发展，大鼠实验操作技术也在不断更新和完善。未来，教材将进一步关注新技术 、新方法的出现，并及时将其纳入教材内容。
《食品毒理学》实验动物一般操作技术及生物材料采集
《食品毒理学》实验动物一般操作技术及生物材料采集一、实验目的和要求毒理学研究需要用实验动物来进行各种实验，通过对动物的实验观察和分析来研究毒作用，获得毒物的毒性、剂量—反应关系、毒作用机制等方面的资料，因此动物实验是毒理学研究中重要的手段之一。
通过本次学习，熟悉并掌握毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术，掌握实验动物的选择、动物抓取、动物分组、采血及处死等技术。
二、主要仪器设备实验动物：成年昆明系实验小鼠（SPF级别）。
器材：解剖剪刀、血色素吸管、干棉球、注射器、镊子、玻璃毛细管、电子分析天平、动物体重秤、酒精棉球、棉签、鼠笼、一次性手术手套、一次性口罩、注射器。
试剂：医用酒精、脱脂棉、苦味酸酒精饱和液。
三、实验内容（一）健康动物的选择无论选择哪种种属品系的动物进行实验，均要求选择健康的实验动物。
健康动物检查时要求达到：外观体形丰满，被毛浓密有光泽、紧贴体表，眼睛明亮，行动迅速，反应灵活，食欲及营养状况良好。
选择时重点检查以下几项：l．眼睛：明亮，瞳孔双侧等圆，无分泌物。
2．耳：耳道无分泌物溢出，耳壳无脓疮。
3．鼻：无喷嚏，无浆性粘液分泌物。
4．皮肤：无创伤、无脓疮、疥癣、湿疹。
5．颈部：要求颈项端正，如有歪斜提示可能存在内耳疾患，不应选作实验动物。
6．消化道：无呕吐、腹泻，粪便成形，肛门附近被毛洁净。
7．神经系统：无震颤、麻痹。
若动物(大鼠、小鼠)出现圆圈动作或提尾倒置呈圆圈摆动，应放弃该动物。
8．四肢及尾：四肢、趾及尾无红肿及溃疡。
（二）实验动物的性别鉴定小鼠：主要依据肛门与生殖孔间的距离区分，间距大者为雄鼠，小者为雌性。
成年雄鼠卧位可见睾丸，雌性在腹部可见乳头。
（三）抓取方法正确地抓取固定动物，是为了在不损害动物健康、不影响观察指标、并防止被动物咬伤的前提下，确保实验顺利进行，小鼠的抓取方法：先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台上向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
实验动物的一般操作技术(兔,豚鼠)
实验动物的标记方法：实验动物常需要编号标记以示区别。
编号的方法很多，根据动物的种类、数量和观察时间长短等因素来选择合适的标记方法。
兔：挂牌法刺纹法剪毛法染色法豚鼠：挂牌法刺纹法染色法剪耳法挂牌法：该法适用于狗等大型动物。
打号法：该法适用于耳朵比较大的兔、狗等动物。
用刺数钳(又称耳号钳)将号码打在动物耳朵上。
刺纹法：该法适用于大小鼠、豚鼠等。
用7号或者8号针头蘸碳素墨水在动物耳朵、前后肢、尾巴等部位刺入皮下，留下黑色标记，在实验动物数量少的情况下，也可用于兔、狗等动物。
剪毛法：该法适用于大、中型动物，如狗、兔等。
此法编号清楚可靠，但只适于短期观察。
剪耳法：此种方法常在饲养大量动物时作为终身号采用。
化学药品涂染动物被毛法（染色法）：常用的染料：苦味酸酒精饱合溶液（黄色）；5%中性红或品红溶液（红色）；小鼠和大鼠用得多。
实验动物随机分组方法：各组非处理因素齐同，防止非处理因素干扰处理因素的效应。
1.将动物按性别，用感应量为0.1g的天平称重，编号，按体重从大到小排序。
2.按实验设计要求进行分组。
常见的实验设计方案是配伍设计、完全随机分组设计和随机区组设计。
随机方法有：随机数字表和随机分组表。
常用“Z”字型分组法。
3.各组之间尽量齐同，同组、同性别动物体重变异系数小于10%。
不同组间同性别动物体重变异系数小于5%。
4.如对性别无特殊要求，宜选用雌雄动物各半，单独分组后雌雄合并。
（常采用每组20只，雌雄各10只）实验动物染毒途径和方法：根据实验目的/实验动物种类，最关键是要参照人接触受试物途径。
例：经口药品、保健品、食品————采用经口染毒静脉药品——————————采用静脉、腹腔染毒农药、化妆品————————经皮染毒易挥发物质—————————经呼吸道染毒1. 经口染毒：喂饲:将受试物掺入动物饲料或饮水中供实验动物自行摄入。
优点：符合人类接触受试物的实际情况；但缺点多：适口性差的受试物，实验动物拒食；易挥发和水解的受试物不适用。
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整理课件
皮下注射
俯卧固定，左手拇指和 食指捏住颈背部皮肤提 起，右手持针沿纵轴方 向刺入皮下，进针时感 觉有阻力，继续刺入， 突然阻力消失，活动针 头，确认刺入皮下即可 注射药液。
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皮内注射
俯卧保定，与皮肤平行 刺入捏住的皮肤，注射 部位局部形成皮丘。为 避免药液流出，停留片 刻，再将针头拨出
死后的动物不要与其他垃圾混合丢弃。
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生物标本的采集
血液采集
（断尾采血、眼眶采血、心脏采血等）
尿液采集
粪便采集
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尾尖静脉采血法
固定→用手轻揉鼠尾→静脉充血后剪尾尖（12mm）→用手从尾根向尾尖推挤→采血→干棉 止血。每次0.1mL
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眼眶后静脉丛采血
左手固定动物→滴少量10%可卡因于动物眼内→ 右手持消毒过毛细吸管→以抗凝剂湿润内壁→ 眼睑和眼球间旋转刺入→采血后消毒纱布止血 30秒。每次0.2-0.3mL
注射）
✓ 6. 生物标本的采集 （鼠尾取血、心脏采血、眼眶取血） ✓ 7. 实验动物的处死
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实验流程
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动物的选择
动物物种选择基本原则：
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外观观察
健康动物首先看外观： 体形丰满，被毛浓密有光泽、紧贴体表，眼睛 明亮，反应行动灵活。
有无明显疾病症状 体重、年龄
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脏器标本的采集
将动物固定于解剖台上，从耻骨联合至下颌沿 正中线切开皮肤，再从耻骨联合至肋骨下缘沿 腹正中线切开腹壁肌肉（不要用力过猛，以免 切破腹腔脏器，特别是膀胱）。从肋骨下端向 脊柱方向，将两侧腹壁剪开，以便观察腹腔内 脏器。应注意不可将腹腔内脏器翻乱，应有次 序地检查。
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抓 称 给采麻 解 取 重 药血醉 剖
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注意事项：
1. 抓取与操作动物时小心不要被咬伤，如果被 咬伤需立即用清水冲洗并用碘酒消毒。
2. 抓取动物时用力要恰当,防止动物窒息死亡。 3. 注射给药时要注意安全，注射器不用时要盖
上盖子，不要被扎伤。 4. 实验动物在做完所有操作后才进行处死，处
灌胃时注意胃容量 0.1ml/10g-0.3ml/10g ，
＜1mL
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腹腔注射
腹下1/3外侧，避 免损伤实质器官
30-45°角刺入 扎入时有“落空
感”，回抽无尿 液或血液
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尾静脉注射
酒精擦拭尾部
左手食指，拇 指配合按住尾 端
右手持注射器 ，针尖轻轻抬 起与血管平行 刺入
动物的抓取和固定
单手固定 双手固定 固定器 固定板
注意抓取动物的 手法
抓取固定时力量 大小适宜
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性别鉴定
未成熟鼠生殖器发 育不明显，肛门与 生殖器之间的距离 来区分。远——♂、 近——♀。
成年鼠：雄性卧位 可见睾丸，雌性可 见腹部有12个乳头。
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动物的编号标记
常用标记，两种染 料（苦味酸和中性 红或品红）
称重 编号 随机分组
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实验动物染毒途径和方法经口染源自 （喂饲、灌胃、吞咽胶囊等）
经呼吸道染毒（静式、动式和气管内注入） 经皮肤染毒
注射染毒
（皮下、皮内、肌内、腹腔和鼠尾静脉注射等）
其它
（直肠内、鼻腔等）
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灌胃
抓取老鼠时应是鼠 成竖直线
灌胃成功时，所遇阻 力较小
大鼠常规操作技术
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一、实验目的：
1.了解动物实验的目的和意义 2.了解实验动物选择和染毒途径。 3.掌握大鼠实验的基本操作技术。
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二. 实验内容：
1. 实验动物的选择 ✓ 2. 实验动物的抓取和固定 ✓ 3. 性别鉴定 4. 实验动物编号标记 ✓ 5. 实验动物给药途径和方法（灌胃、腹腔、皮下注射、尾静脉
先左后右，先上后 下
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穿耳孔法
左耳代表十位，右耳代 表个位
应注意防止孔口愈合， 多使用消毒滑石粉涂抹 在打孔局部
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实验动物的分组
原则： 同一实验中，实验动物的年龄尽可能一致，实验动物 体重大致相近； 同组、同性别动物体重差异应小于平均体重的10%； 不同组间同性别动物体重均值差异小于5%；♀♂动物 各半，且♀♂实验结果分开统计、分析。
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心脏采血法
动物仰卧→固定器固定→剪左侧心区毛→ 皮肤消毒→小号针头注射器在3-4肋间刺入。可达
0.5mL
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动物的处死
脊椎脱臼法：用左手按住动物的头部于实验台 上，右手抓住尾根部，快速、不间断地向后、 略向上使劲拉，使动物的颈椎以致脊椎脱臼死 亡。
过量麻醉法
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