芦荟的组织培养快速繁殖技术

芦荟的组织培养 学生姓名： *** 学 号： *********** 专 业： 林学10 日 期： 2012.12.1 目 录 1引言……………………………………………………………………………………1 2方法……………………………………………………………………………………1 2.1材料与培养基………………………………………………………………………1 2.1.1材料的选择………………………………………………………………………1 2.1.2培养基的选择与配制……………………………………………………………2 2.1.3植物生长调节剂的使用…………………………………………………………2 2.2愈伤组织培养………………………………………………………………………2 2.3继代培养……………………………………………………………………………3 2.4分化培养……………………………………………………………………………3 2.5生根培养及苗床假植………………………………………………………………3 2.6炼苗…………………………………………………………………………………3 2.7移栽…………………………………………………………………………………3 2.8脱水…………………………………………………………………………………3 2.9栽植…………………………………………………………………………………3 参考文献………………………………………………………………………………4 芦荟组织培养与快速繁殖技术研究 1.引言 近年来，由于芦荟化学及药理学研究的深入，现已形成了一股世界性的芦荟保健热，从而就带动了我国芦荟栽培产业的发展。现在，芦荟的栽培产业也已开始在我国兴起，但由于芦荟不能自花授粉结实(虽然能开花，但大多数栽培种的芦荟花粉是不孕的，不易产生种子)。因此，用种子繁殖非常困难。目前的繁殖方法主要是分株和分蘖，但难以快速、大量地繁殖种苗，难以满足当今芦荟种植业对种苗的需求。这也是当前芦荟种苗昂贵的重要原因之一。用植物组织培养方法可在短期内繁殖大量规格划一、种性稳定的种苗，具有成本低、效益高的特点。 2.方法

2.1材料与培养基 材料为l0~l5cm高的芦荟幼苗 愈伤组织诱导培养基为MS+(1~6mg/ L)BA+(0.1~0.5mg/L)NAA 分化培养基为MS+(2~4mg/L)BA+ (0.1~0.5mg/L)NAA 生根培养基为MS+(0.1~0.5mg/L)IBA+(2~5mg/L)PP33 2.1.1材料的选择 用芦荟的叶片、茎秆等作为外植体进行组织培养，很难获得成功，因为其分泌的黏液含有较高的多酚氧化酶，其活性使试验材料很快会褐化，甚至变黑；应从健壮生长的芦荟成年植株上摘取侧生嫩芽，取芽时最好用手将芽从母株上掰下，不用剪刀等工具切割，因为掰下的芽在培养时分泌产生相对较少的酚类化合物，对以后培养过程中防止褐化有所帮助，而切割的芽容易产生过多的酚类化合物，在以后的培养过程中易发生褐化。

2.1.2培养基的选择与配制 培养基是活体植物组织体外保存、生长发育的营养来源。不同的植物都有自己最适合的组培培养基。多数学者认为，MS培养基适宜芦荟芽的分化和增殖培养。潘学峰等筛选古巴芦荟侧芽分化的最佳培养基时发现，MS培养基诱导出的侧芽数最多，是芦荟外植体侧芽分化最理想的培养基；其次是H培养基，较差的是KC培养基。 以MS培养基为例，其组成是在配制1升（1000毫升）培养基时，加硝酸铵1.65克、硝酸钾1.9克、氯化钙0.44克、硫酸镁0.37克、磷酸二氢钾0.17克、碘化钾0.83毫克、硼酸5.2毫克、硫酸镁22.3毫克、硫酸锌3.6毫克、钼酸钠 0.25毫克、硫酸铜0.025毫克、氯化钴0.025毫克、硫酸铁27.8毫克、蔗糖30克和琼脂7克。其他生长调节物质要根据花卉的种类和培养目的而确定。大量元素浓度高时有利于发展茎叶，而较低时有利于生根，MS培养基中大量元素浓度过高，为此常采用1/2、1/4大量元素浓度作培养用，仅用很低的细胞分裂素，并加入适量的生长素，用的最普遍的是NAA，这样生长效果较好。 2.1.3植物生长调节剂的使用 在芦荟组织培养中，使用的生长素类有IBA和NAA，细胞分裂素较多是是6-BA，ZT和KT使用较少。生长素类物质与细胞分裂素类物质搭配使用对芽的分化和增殖效果较好，而生根培养多数单独使用IBA或NAA。在促进侧芽产生时往往使用较高浓度的细胞分裂素，在一定浓度范围内，如使用较高浓度是6-BA可明显促进侧芽产生，随着6-BA浓度的声高，分化的芽也随之增加。但是，6-BA在培养过程中存在一定程度的累积效应，过高浓度的细胞分裂素会抑制新芽的发生和生长，且导致培养材料变异的机率增大。适宜浓度的IBA比NAA更有利于芽的分化和增殖，有实验表明：在相同的6-BA浓度下，IBA作用比NAA更有效，增殖率较高，苗生长粗壮，黄叶，畸形叶很少出现。若培养基中不加IBA或其浓度过低，则芽变纤细，不利于移栽成活；但高浓度的IBA明显抑制了芽的分化。 2.2愈伤组织培养

将准备好的芦荟幼苗在清水中冲洗数次，剪去叶片和大部分茎段，取茎尖部分，再冲洗1~2次，淋干。在超净工作台上，先用75%的乙醇将茎尖浸泡30~60s，再用升汞浸泡5-l0min，最后用无菌水冲洗数次。用解剖刀取出包括茎尖生长点的组织切块，接种到愈伤组织诱导培养基MS+6-BA4.0mg/L+NAA0.2mg/L上。茎尖和茎段各接种10瓶，每瓶接2块。培养条件为:每天光照 10~12h，光照度为 1000~2000Lx，温度(25±2)℃。大约15~25d后，试管中接种的外植体就可以膨大，形成愈伤组织。愈伤组织的形成标志着接种的外植体的生长状态已脱离分化状态，开始重新恢复分生能力。愈伤组织形成1周后，就可将愈伤组织转管进行继代培养或分化培养。 2.3继代培养

将愈伤组织在无菌条件下，从试管中取出，用镊子和解剖刀剔除附着在愈伤块上的培养基，并用无菌水反复清洗数次，直至愈伤块上无残留培养基为止。用解剖刀将愈伤块切成数个小块，再接种到装有愈伤组织诱导培养基的三角瓶中，在与诱导愈伤组织相同的培养条件下继续培养。几天后，三角瓶中的小愈伤块即可逐渐长大，这一过程称作继代培养，可反复操作。通过愈伤组织的继代培养，原来接种的1个芦荟茎尖组织可繁殖出大量的新接种材料来，用于分化培养。 2.4分化培养 将愈伤组织在无菌条件下，从试管或三角瓶中取出，用无菌水洗净，切成小接种块，接种到装有分化培养基的三角瓶中，分化培养的条件同愈伤组织培养。大约30~50d后，愈伤组织就可分化出芽，并继续长出小叶片。当分化出的幼苗长到一定高度或分化出一定数量后，将这些小幼苗在无菌条件下取出，进行生根培养或重新诱导分化。 2.5生根培养及苗床假植

当三角瓶中的幼苗叶片长到3cm左右时，将幼苗在无菌条件下取出，放入装有生根培养基MS+NAA0.5mg/L+IBA0.2mg/L的三角瓶中培养，培养条件同分化培养。大约半个月后，幼苗即可生根。 2.6炼苗

当幼苗的根长到一定长度，幼苗形体已显健壮时，移至大棚内，以60%的黑纱遮光炼苗。将幼苗取出，在清水中洗除附着在根上的培养基(注意:一定要严格洗净，否则会烂根)。将洗净的幼苗排好，用清水喷湿，在15~25℃、湿度60%~80%的条件下炼苗24h，也可视情况缩短为l2h。 2.7移栽

将锻炼后的芦荟试管苗从接种袋里取出，在清水中洗掉培养基，并在0.1%高锰酸钾溶液中浸泡消毒约1分钟，然后置于遮光透风的大棚内晾干水分，再假植于沙质苗床中，淋足定根水并以75%的黑纱遮光，待苗床表面的细纱干白后再淋水，20天后调查小苗的成活率，视幼苗长势，即可移栽到苗圃中。 2.8脱水

将消毒后的芦荟苗取出，摆放在干燥的室内地板上，使其自然脱水，以叶片稍有收缩为度。 2.9栽植

基质以河沙或疏松肥沃的沙质壤土为好，切忌土质粘重、渍水，不可栽植过深，栽稳即可。成活关键：1、温度适宜；2、提高周围的空气湿度(90~100%)，使叶面的蒸腾较少，尽量接近培养瓶中的条件，可通过加覆塑料薄膜或在温室内种植来调节。3、种植介质要保水透气，先经灭菌处理，不可过湿过干。4、注意光、温条件，光照不能太弱，以强度较高的漫射光为好。要有足够保证小苗进行光合作用。5、喷药宜7~10天喷一次，水中可加入0.1%的肥料，或用1/2MS大量元素的水溶液作追肥，可加快苗的生长与成活。 芦荟的组织培养是解决芦荟种苗来源的一个重要途径，是实现芦荟产业化生产的基础。虽然目前有少数芦荟品种的组织培养获得成功，但对这些品种的外植体选择、培养基的设计、植物生长调节物质和培养条件的控制等方面，还有待进一步研究，以提高芦荟的繁殖率和存活率；同时要对其它品种进行研究，摸索合 适的组培方法。另一方面，芦荟的组培还仅限于试验研究和小规模生产，需要探索组培条件的控制，实现芦荟种苗生产工厂化、自动化，才能满足产业化需求。最后，还应把芦荟的组织培养与基因工程、细胞工程结合起来，以创造新的芦荟品种，改善芦荟产品的品质。 3.参考文献

[1]代容春等.木立芦荟丛生芽诱导与植株再生.生物技术,2001,(5) [2]崔德才等.植物组织培养与工厂化生产.北京:化学工业出版社,2003.(258~261) [3]王香春.《城市景观花卉》第一版. 北京：中国林业出版社.2001.(100~116) [4]张英等。芦荟的组织培养和快速繁殖[J].广西农业科学，1999（2）：（103~105） [5]傅术林等。木立芦荟愈伤组织的诱导及快速繁殖[J]. 植物生理学通讯，2002，37（2）：（139）.