动物取血方法

生理学实验动物的取血方法

（一）大鼠、小鼠

1、尾静脉

使鼠尾静脉充分充血后，用剪刀剪去尾尖，尾静脉知即可流出，用手轻轻从尾根部向尾尖部挤几下，可以取到数滴血。

2．眼眶动脉和静脉

用左手抓住鼠，拇指和食指尽量将鼠头部皮肤捏紧，使鼠眼球突出。右手取一无钩弯小镊，在鼠右侧眼球根部将眼球摘去，关将鼠倒置，头向下，此法由于取过程动物未死，心脏不断在跳动，因此取血量比断头法多，一般约可取出4-5%鼠体重的血液量。

1－27 切破鼠尾静脉方法

1－28 鼠尾静脉取血方法

3．后眼眶静脉丛连续穿刺

穿刺部位是在眼球和眼眶后界之间的后眼眶静脉丛。采用特制的硬玻璃吸管，管长15厘米，前端拉成毛细管。

取血时，用手从背部捉住动物，同时用食指和拇指握住颈部，利用对颈部所加的轻压力，使头部静脉淤血，将消毒的吸管用抗凝剂湿润其内壁，从内侧眼角将吸管转向前，并轻压刺入，深约4-5mm就达到后眼眶静脉丛，血液自然进入吸管内。

在得到所需血量后，除去加于颈部的压力，同时抽出吸管。

1－29 小鼠后眼眶静脉丛取血方法

1－30 大鼠后眼眶静脉丛取血方法

4．断头

用大鼠断头器或粗剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉，实验者立即将鼠颈向下，提起动物，对准准备好的容器，鼠血即可从颈部滴入容器内。

如图1－31

5．心脏

左手固定鼠，在左侧第3-4肋间，用左手食指摸到心搏，右手取注射器选择心搏最强处穿刺。如图1－32

1－31 小鼠断头取血方法

1－32 小鼠心脏取血方法

6．颈静脉

作一般颈外静脉分离手术。颈静脉暴露楚后，用注射器针头沿静脉平行方向刺入，抽取所需血量，采用此法取血，体重20克的小鼠可取0.6ml左右，体重300克的大鼠可取血8ml左右。

1－33 大鼠颈静脉取血方法

（二）家兔和豚鼠

1、心脏：

将兔仰卧固定在手术台上，把左侧胸部相当于心脏的部位的被毛剪去，用碘伏、酒精消毒皮肤。实验者用左手触摸左侧第3-4肋间，选择心跳最明显处作穿刺。一般由胸骨左缘外3mm 处将注射针头插入第三肋间隙。穿刺时最好用左手触诊心跳，在触诊的配合下穿刺。

经6-7天后，可以重复进行心脏穿刺术。家兔一次可采取全血量的1/6-1/5。

2、耳缘静脉：

同耳缘静脉注射法。

实验动物取血(优质参考)

名称：实验动物的取血关键词：动物,取血,方法目的：规范实验动物(家兔、狗，豚鼠，)取血的方法和途径, 主体内容：（一）家兔 1．耳缘静脉取血法选好耳缘静脉，拔去被毛，用二甲苯或酒精涂擦局部，小血管夹夹紧耳根部，使血管充血扩张。术者持粗针头从耳尖部血管，逆回流方向刺入静脉内取血，或用刀片切开静脉，血液自动流出，取血后棉球压迫止血，取血量2～3ml。压住侧支静脉，血液更容易流出；取血前耳缘部涂擦液体石蜡，可防止血液凝固。 2．耳中央动脉取血法家兔固定箱内，用手揉擦耳部，使中央动脉扩张。左手固定兔耳，右手持注射器，中央动脉末端进针，与动脉平行，向心方向刺入动脉。一次取血量15ml。取血后棉球压迫止血。注意兔耳中央动脉易发生痉挛性收缩。抽血前要充分使血管扩张，在痉挛前尽快抽血，抽血时间不宜过长。中央动脉末端抽血比较容易，耳根部组织较厚，抽血难以成功。 3．后肢胫部皮下静脉取血法家兔固定于兔台上，剪去胫部被毛，股部扎止血带，胫外侧皮下静脉充盈。左手固定静脉，右手持注射器，针头与静脉走向平行，刺入血管后回抽针栓即有血液进入注射器。

4．心脏取血法将家兔固定于兔台上，或由助手在坐位将家兔以站立位固定，剪去胸部被毛，常规消毒。术者在胸骨左侧3～4肋间摸到心尖搏动，在心搏最明显处作穿刺点；右手持注射器，将针头插入肋间隙，在左手触摸到心跳的配合下，垂直刺入心脏，当持针手感到心脏搏动时，再稍刺入即到达心腔。每次抽血量20～2 5ml。针头宜直入直出，不可在胸腔内左右探索。拔针后棉球压迫止血。家兔颈动静脉和股动静脉取血法与大鼠相同，均需作相应的血管分离手术。（二）豚鼠 1．心脏取血法豚鼠心脏取血法与家兔基本相同。取血量可根据需要，采集部分血5～7ml，采集全部血15～20ml。 2．背中足静脉取血法助手固定动物，将后肢膝关节拉直。术者可从动物脚背面找到背中足静脉，常规消毒后，左手拉住豚鼠趾端，右手持注射器穿刺，抽血后立即用纱布或棉球压迫止血。反复取血可两后肢交替使用。（三）狗 1．心脏取血法狗心脏取血方法与家兔相同。可抽取较多的血液。 2．小隐静脉和头静脉取血法小隐静脉从后肢外踝后方走向外上侧，头静脉位于前肢脚爪上方背侧正前位。剪去局部背毛。助手握紧腿，使皮下静脉充盈。术者按常规穿刺即可抽出血液。

小鼠眼球取血.doc

小鼠摘除眼球采血及分离血清一．器材离心管，弯头镊子，离心机，移液器，剪毛剪，乙醚。二．步骤 1.取血前准备在相对封闭的空间内用棉花蘸取乙醚，对小鼠进行麻醉。用剪毛剪剪去胡子，防止发生溶血反应。 2 摘除眼球采血（1）左手拇、食指抓取小鼠双耳及颈后皮肤，小指固定尾部；（2）中指将小鼠左侧前肢轻压在胸骨心脏部位，无名指按在腹部，捻动拇指，轻压取血侧眼部皮肤，使眼球充血突出；（3）用弯头镊夹取眼球；（4）根据需要捻动拇指与食指的方向，使血液从眼眶内以不同速度垂直流入离心管；（5）同时用左手中指轻按小鼠心脏部位，以加快心脏泵血速度；（6）当血液流尽时，用脱臼法处死小鼠。 3. 分离血清（1）将离心管中的血置37℃温箱或水浴1小时，也可室温2小时；（2）再置4℃冰箱内3～4小时或过夜；（3）待血液凝固血块收缩后，4000rpm离心10分钟；（4）取上清于干净的离心管中，保存于-20℃，或加入防腐剂(0.01％硫柳汞或0.02％叠氮钠)，置4℃冰箱中保存备用。三．注意： 1. 采血前，可给小鼠喂点水； 2. 摘眼球采血取血量能达0.8～1.2ml，但老年和疾病小鼠血量会降低； 3. 采血场所有充足的光线；室温夏季保持在25～28℃，冬季，15～20℃为宜； 4. 防止血液浸入眼部周围毛发，否则会造成污染和溶血； 5. 按压心脏时，用力一定要适度，若用力过度，一是会造成动物采血中途死亡，使采血不完全，二是有可能引起溶血现象发生，影响实验结果； 6. 采血用的器材和试管必须保持清洁干燥； 7. 采血时要防止小鼠挣扎，否则会损失比较多的血样； 8. 血液凝固后不宜在4℃放置过久，否则会溶血。

实验动物的处死方法

实验动物的处死方法摘要阐述了实验动物的几种常用的处死方法,包括物理方法致死、化学药物致死、特殊实验动物的处死等,并从动物福利角度讨论了这些方法的利弊,以为实验动物的使用提供参考。关键词实验动物;处死方法;动物福利安乐死是英文单词Euthanasia的中译,Euthanasia一词来源于古希腊语,意思是美好的死亡、快乐的死亡、无痛苦的死亡。日本学者将Euthanasia翻译为“安乐死”,这一译称为中国学者所接受[1]。实施安乐死一般遵循以下原则:①尽量减少动物的痛苦,尽量避免动物产生惊恐、挣扎、喊叫。②注意实验人员安全,特别是在使用挥发性麻醉剂(乙醚、安氟醚、三氟乙烷)时,一定要远离火源。③方法容易操作。④不能影响动物的实验结果。⑤尽可能缩短致死时间,即安乐死从开始到动物意识消失的时间。⑥判定动物是否被安乐死,不仅要看动物呼吸是否停止,而且要看神经反射、肌肉松弛等状况[2]。 1物理方法致死 1.1急性失血法此法应用于大鼠和小鼠等小动物时,常是剪断动物的股动脉,放血致死。可以采用摘眼球法,在鼠右侧或左侧眼球根部将眼球摘去,使其大量失血致死。如果是犬、猫或兔等稍大型动物应先使动物麻醉、暴露股三角区或腹腔,再切断股动脉或腹主动脉,迅速放血。动物在3~5 min内即可死亡[3]。采用急性失血法动物十分安静,对动物的脏器无损害,但器官贫血比较明显,若采集组织标本制作病理切片时可用此法。 1.2断头法此法适用于鼠类等小动物,可用直剪刀,也可用断头器。断头法处死动物时间短,并且脏器含血量少,若需采集新鲜脏器标本可采用此法。断头法会引起血液循环的突然中断和血压的迅速下降并伴随意识的消失,只能用于恒温动物。对于变温脊椎动物不推荐用断头法,因为它们相对能更高的抵制缺氧[4]。 1.3空气栓塞法当空气注入静脉后,可阻塞其分支,进入心脏冠状动脉可造成冠状动脉阻塞,发生严重的血液循环障碍,动物很快死亡。此法适用于较大动物的处死,家兔、猫用此法需注入20~40 mL空气,犬致死的空气剂量为80~150 mL。由于应用此法后,动物死于急性循环衰竭,所以各脏器淤血十分明显。

实验动物采血指南

实验动物采血指南采血方法的选择，决定于实验的目的所需血量以及动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。采血时要注意：⑴采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃为宜；⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒；⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂. 不同动物采血部位与采血量的关系

(一)小鼠、大鼠采血法 1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。 2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。 3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。左右两眼轮换更好。体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。 4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。小鼠可采用约0.8～1.2ml;大鼠约5-10ml。 5.心脏采血鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。活体

生物学研究调查方法-归类分析

种群密度调查方法归类分析湖南省耒阳市第一中学周伟由于种群密度调查的实验有利于学生科学思想与创新能力的培养，因此近年来各级考试中种群密度调查的实验题出现的频次较高，不仅考查形式新颖，而且趋向于开放性与探究性。现将种群密度调查的一些方法归类分析如下，供师生参考。一、标志重捕法标志重捕法是指在被调查种群的生存环境中捕获一部分个体，将这些个体标志后再放回原来的环境，经过一段时间后进行重捕，根据重捕中标志个体占总捕获数的比例，来估计该种群的数量。常用于动物种群密度的取样调查，适用范围是活动能力强和活动范围大的动物，如哺乳类、鸟类、爬行类、两栖类、鱼类等。计算公式是：标志个体总数/种群中个体总数=重捕中所含标志数/重捕个体数。注意事项：①个体被捕捉的概率相等，与标记状况、年龄和性别无关。②标志物和标志方法对动物不能产生有损其寿命和行为的伤害。③标志不能过分醒目，防止改变其与捕食者之间的关系，最终导致结果失真。④标志个体与未标志个体的混合所需时间需要正确估计。 ⑤标志物必须能够维持一定的时间，在调查研究期间不能消失。⑥调查期间无迁入或迁出、出生或死亡。例 1 野生动物研究所对某草原的一种野兔进行了调查，所调查区域的总面积为 2 hm2。统计所捕获野兔的数量、性别等，进行标记后放归；一段时间后进行重捕与调查。所得到的调查数据如下表：以上是某同学对该数据的分析，你认为正确的是( ) A．综合两次捕获情况，该野兔种群的性别比例(♀/♂)约为3∶2 B．该草原野兔的平均种群密度约为250只/hm2 C．如果野兔在被捕捉过一次后更难捕捉，统计的种群密度会比实际低 D．此调查方法可以用来调查土壤中小动物类群的丰富度解析：综合两次捕获情况，该野兔种群雌性个体60个，雄性个体40个，故性别比例(♀/♂)约为3∶2；依据标志重捕法计算公式，50/X＝10/50，推导出2 hm2有250个个体，所

常见小鼠给药和采血方法

小鼠灌胃小鼠灌胃方法比较简单，需要关注的只有两点：一是要保持小鼠的头部和颈部成一直线，方便灌胃针头进入；二是动作要轻柔，从口角进入，防止损失食道。做的多了自然就熟练了。具体操作过程如下： 1.准备灌胃针头。一般可以从市场上面买到，实在没有的话，可以用12号的针头，剪去针尖，用砂纸将头端磨平，也可以用。但是买的灌胃针头的头端用锡或者适宜的方法处理了针头的锐口，自己用砂纸不可能将所有的锐口都磨掉，用这样的针头灌胃，损失小鼠食道的可能性比较大。 2.抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线。抓小鼠的动作很简单，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部即可。因为小鼠始终在活动中，若一次抓的感觉不是很顺手，要放开重新抓，不要逞强进行下一步操作。 3.抓好小鼠就可以灌胃了，一般用1ml的注射器配灌胃针头。灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后就可以推注药液了。（我认为，所谓的灌胃，不必要灌胃针头进入小鼠的胃部，进入食管后就可以推药了，这样对小鼠食道的损伤要小点，特别是要长期灌胃给药的情况下。）当然，灌胃针头也可以再往里面深入一点，防止药液从口中流出。 4.灌胃容积一般是0.1～0.2ml/10g，最大0.35ml/10g，每只小鼠的灌胃最大容积不超过0.8ml。小鼠腹腔注射腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。 1.小鼠腹腔注射可以用1ml的注射器，配合4号针头。

2.腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部，使小鼠的头部向下。这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。 3.尤其是对于体重较小的小鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。 4.小鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10ml/kg。小鼠静脉注射这也是常见的操作，稍微有点难度，没有指导的话，一开始可能会感觉有点手足无措。但是可以肯定的说，只要掌握了方法，小鼠的尾静脉注射还是很容易的。操作步骤： 1.首先要固定小鼠，最简单的固定方法就是把小鼠放在盒子里面，让它的尾巴伸在盒盖的外面，用手抓住小鼠尾巴，轻轻往外拽，就可以固定好小鼠了。这种固定方法，小鼠可以在盒子里面活动，固定的也不是很牢固，但是只要你尾静脉注射的手法很熟练，就足以用来注射了。还有的固定方法就是用一个小的圆筒，最好是金属做的，（可以在当地的铁匠铺，或者买白铁铺里面定做）首先是金属比较结实，而且可以用来固定在铁架台上，方便操作。圆筒的一段有个盖子可以拿下来，盖子中间有个小孔，可以让小鼠的尾巴伸出来（中间的小孔可以用胶布缠一下，防止锐利的边缘割伤小鼠尾巴）。另外一段可以用金属网的结构，网的形状可以做成子弹头的头端形状。网状结构可以让光线透近来，方便小鼠钻进圆筒里面。圆筒的长度约10cm，直径约3～4cm，可以做个系列长度和直径的圆筒，适合不同大小的小鼠。 2.固定好小鼠后就是注射了，一般用一次性的1ml的注射器就可以了，玻璃的1ml的注射器也可以用，针头用4号的就可以了。

动物调查方法

野生动物采样与调查方案设计鸟类种类与数量 1.调查地点在生物、气象、水文和土壤要素长期观测的主要观测场内或其附近相似群落内进行。 2.时间和频度一年中在鸟类活动高峰其内选择数月进行观测，在每个观察月份中，确定数天进行观察，观察时段在鸟类活动高峰期（早晨6：00~9:00，傍晚4:00~7:00） 3.调查方法常用的方法有：路线统计法、样点统计法、样方法。观测工具包括标记木桩或PVC管、带玲绳子、计步器、望远镜和记录表等。 4.鸟类鉴别方法对于数量多、比较熟悉的鸟类、通常根据鸟鸣省判断其种类，根据鸣声丰度推断其数量；或通过望远镜观察其形态特征判断其种类和数量。必要的时候和数码摄像机拍摄相关过程，返回基地后进行综合分析来确定其种类。对于数量少、遇见频率少的鸟类，在上述判别方法的基础上，野外采集标本，带回走访当地长期居住，有经验的村民群众都有助于对不确定鸟类的鉴别。大型野生动物种类和数量 1.调查地点大型兽、中型兽的调查均采用样线调查法，在所围样方的对角线上进行。 2.调查工具路线图，GPS，望远镜，木板夹，计步器，油性记号笔等。 3.调查内容与方法（1）大型兽种类调查。根据不同兽类的活动习性，分别在黄昏、中午、傍晚沿样地线矣一定速度前进，控制在每小时2~3km，统计和记录所遇到的动物、尸体、毛发及粪便，记录其距离样线的距离及数量，连续调查3d，整理分析后得到种类名录，汇入附表中。根据下面的公式分种计算个体数，结果记录在附表中。（2）小型兽种类调查。每日傍晚沿一样线布放置木板夹50个，间隔为5米，于次日检查捕获情况。对捕获动物解剖登记，同一样线连捕2~3d。整理分析得到种类名录，汇入附表中。并按下面节的公式分种统计捕捉的动物个体数，结果记录在附表中。 4.结果描述种群组成可直接记录样方中出现的所有野生动物中文名和拉丁名，而数量则可用一定面积上的动物个数来表示。最后，将结果汇入附表中。 5.注意事项首先对大型兽类和鸟类进行调查，原因是其比较容易受其他调查的影响；其次是森林昆虫和小型兽类；调查完毕后应将不知在样方及其对角线延伸线上的所有夹板全部取回，以免发生意外；避免重复计数。

(完整word版)大鼠和小鼠的处死方法

大鼠和小鼠的处死方法 1.脊椎脱臼法右手抓住鼠用力向后拉，同时左手拇指与食指用力向下按住鼠头，将脊髓与脑髓拉断，鼠便立即死亡。 2.断头法实验者戴上棉绿纱手套，用右手握住大鼠头部，左手握住背部，露出颈部，助手用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉。小鼠处死法相同。 3.击打法右手抓住鼠尾，提起，用力摔击其头部，鼠痉挛后立即死亡。用小木锤用力击打鼠头部也可致死。 4.急性大失血法可采用鼠眼眶动脉和静脉急性大量失血方法使鼠立即死亡。 5.化学致死法吸入一氧化碳，大、小鼠在一氧化碳浓度为0.2-0.5%环境中即可致死。皮下注射士的年，吸入乙醚、氨仿，均可致死。士的年注射量，小鼠为0.76～2.0mg/kg体重，大鼠3.0-3.5ml/kg体重。氯化钾处死大鼠剂量：25%溶液0.6ml/只静脉注入。快速处死小鼠的专业方法：这是在动物试验中最常用的也是最使用的处死小鼠的方法，要领是拉的时候必须要快速使劲，才可让小鼠瞬间死亡，如果拉时固定小鼠头部的手指松了有可能造成小鼠转身咬伤手指的事故发生。脊柱脱臼法：用左手拇指和食指捏住小白鼠头的后部，并用力下压，右手抓住鼠尾，用力向后上方拉，即可使颈椎脱臼，瞬间死亡

动物处死方法：主要依据动物的种类、动物的大小、取材的手段以及观察的组织结构特点，选用动物处死的方法。 1.麻醉的方法（1）吸入麻醉法：适用的动物：大鼠、豚鼠等。麻醉药物：乙醚、三氯甲烷（氯仿）。（2）注射麻醉法适宜的动物：大鼠、豚鼠、兔、猫、犬、猴等。麻醉药物： 4％戊巴比妥、20％氨基甲酸乙酯、1％水合氯醛。按照动物的每公斤体重给予药量。注射途经：肌肉注射、静脉注射、腹腔注射。 2.空气栓塞方法通过向动物静脉内注射一定量的空气，使其心脏在暂短的时间内发生急性空气栓塞，从而造成机体血液循环障碍，导致动物痉挛而死亡。适用的动物：家兔、犬等。注射空气的量视动物大小而不同，家兔：约20～60ml；犬：约80～150ml。注意：利用空气栓塞方式处死动物虽然迅速方便，但此方法可使动物机体内各脏器或多或少地出现淤血的现象，如心内膜下淤血。 3.断头法动物在极短的时间内死亡，避免处于濒临死亡的痛苦，有利于组织或细胞结构的保存，其次放掉动物的血液可减少了取材过程中不必要的过多出血现象。适用的动物：小鼠、大鼠、豚鼠、青蛙或蟾蜍等。 4.其它方法（1）脱臼（断髓）法：适用动物：小鼠（2）股动脉放血法：适用动物：犬、猴小鼠断随（脱臼）法的具体操作

实验动物的处死方法(一)

实验动物的处死方法(一) 摘要阐述了实验动物的几种常用的处死方法,包括物理方法致死、化学药物致死、特殊实验动物的处死等,并从动物福利角度讨论了这些方法的利弊,以为实验动物的使用提供参考。关键词实验动物;处死方法;动物福利安乐死是英文单词Euthanasia的中译,Euthanasia一词来源于古希腊语,意思是美好的死亡、快乐的死亡、无痛苦的死亡。日本学者将Euthanasia 翻译为“安乐死”,这一译称为中国学者所接受1]。实施安乐死一般遵循以下原则:①尽量减少动物的痛苦,尽量避免动物产生惊恐、挣扎、喊叫。 ②注意实验人员安全,特别是在使用挥发性麻醉剂(乙醚、安氟醚、三氟乙烷)时,一定要远离火源。③方法容易操作。④不能影响动物的实验结果。⑤尽可能缩短致死时间,即安乐死从开始到动物意识消失的时间。⑥判定动物是否被安乐死,不仅要看动物呼吸是否停止,而且要看神经反射、肌肉松弛等状况2]。 1物理方法致死 1.1急性失血法此法应用于大鼠和小鼠等小动物时,常是剪断动物的股动脉,放血致死。可以采用摘眼球法,在鼠右侧或左侧眼球根部将眼球摘去,使其大量失血致死。如果是犬、猫或兔等稍大型动物应先使动物麻醉、暴露股三角区或腹腔,再切断股动脉或腹主动脉,迅速放血。动物在3~5min内即可死亡3]。采用急性失血法动物十分安静,对动物的脏器无损害,但器官

贫血比较明显,若采集组织标本制作病理切片时可用此法。 1.2断头法此法适用于鼠类等小动物,可用直剪刀,也可用断头器。断头法处死动物时间短,并且脏器含血量少,若需采集新鲜脏器标本可采用此法。断头法会引起血液循环的突然中断和血压的迅速下降并伴随意识的消失,只能用于恒温动物。对于变温脊椎动物不推荐用断头法,因为它们相对能更高的抵制缺氧4]。 1.3空气栓塞法当空气注入静脉后,可阻塞其分支,进入心脏冠状动脉可造成冠状动脉阻塞,发生严重的血液循环障碍,动物很快死亡。此法适用于较大动物的处死,家兔、猫用此法需注入20~40mL空气,犬致死的空气剂量为80~150mL。由于应用此法后,动物死于急性循环衰竭,所以各脏器淤血十分明显。 1.4断髓法此法适用于小鼠、大鼠等小动物。用于家兔时可敲击延髓致死,用木锤用力锤动物的后脑部,破坏延脑,动物痉挛后死亡,简单迅速。用于蟾蜍、蛙类可直接捣毁脊髓,将金属探针插入枕骨大孔,破坏脑脊髓使动物死亡,操作过程中要防止毒腺分泌物射入实验者眼内。 2化学药物致死常用安乐死药物有:吸入式麻醉剂(包括CO2、CO、乙醚、三氯甲烷等)、氯化钾、巴比妥类麻醉剂、二氯二苯三氯乙(DDT)等。

野生动物种群数量的调查方法

野生动物种群数量的调查方法 Estimating the Numbers of Wildlife Populations 一、为什么要对种群数量进行调查种群数量是动物生态学和资源管理学最核心的问题，无论进行什么类型的研究，都绕不过这个问题。种群动态——密度制约性增长和非密度制约性增长，种群密度与个体迁移间的关系；生活史及进化对策——生命周期、年度变动、出生率与死亡率、编制生命表、预测生命期望值（商业人寿保险精算）栖息地关系——与密度相关的动物活动范围、领域面积、预测栖息地质量动态、种群数量调控；资源管理与有害动物控制——制定狩猎量、捕捉量、捕捞量的依据；行为生态学——婚配制度、繁殖策略、繁殖行为的表达与之密切相关。濒危物种保护——评价实施的保护措施对濒危物种种群恢复的作用；二、种群数量调查法的概念和名词定义绝对数量调查法：准确计数某一指定地区、特定时段内的野生动物数量的调查方法。这个方法不需要对数据进行统计分析，不要求满足任何前提假设。相对数量调查方法：根据生物统计的取样原理、利用某些方法来推算某一指定地区、特定时段内的野生动物数量的调查方法。这个方法则需要选择合适的统计方法，并且要考虑每个方法需要的前提条件。以动物个体为对象的调查方法称直接相对数量调查法；以动物活动留下的痕迹为对象的调查方法为间接相对数量调查法。封闭种群：严格定义：在调查期间种群数量保持稳定，不会增加（出生和迁入），也不会减少（死亡和迁出）。通常使用的定义：只要没有可知的增加和减少的种群就算是封闭种群。两种封闭种群：地理性封闭种群和统计学意义上的封闭种群。开放种群：与封闭种群相反。准确性(Accuracy)：真实地反映实际情况偏差（Bias）：与实际情况的差异度精度（precision）:与实际情况的接近程度，用样本的标准误来表示选择调查方法需要考虑的条件： 1．是否适用于调查的对象； 2．经费和人力需求； 3．要求数据的准确性和精确程度。 *选择调查方法的前提：

小鼠、大鼠采血法介绍

小鼠、大鼠采血法 1.剪尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。再将尾擦干，用锐器（刀或剪刀）割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。 2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时（仅做白细胞计数或血红蛋白检查），可采用本法。先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。 3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部（大鼠采血需带上纱手套），应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈（3～4cm）硬质玻璃滴管（毛细管内径0.5-1.0mm），使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。左右两眼轮换更好。体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。 4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大（小）鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。小鼠可采用约0.8～1.2ml;大鼠约5-10ml。 5.心脏采血鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。活体采血方法与豚鼠相同。若做开胸一次死亡采血，先将动物作深麻醉，打开胸腔，暴露心脏，用针头刺入右心室，吸取血液。小鼠约0.5-0.6ml；大鼠约0.8-1.2ml。 6.颈动静脉采血先将动物仰位固定，切开颈部皮肤，分离皮下结缔组织，使颈静脉充分暴露，可用注射器吸出血液。在气管两侧分离出颈动脉，离心端结扎，向心端剪口将血滴入试管内。 7.腹主动脉采血

大鼠和小鼠的处死方法

大鼠和小鼠的处死方法 1. 脊椎脱臼法右手抓住鼠用力向后拉，同时左手拇指与食指用力向下按住鼠头，将脊髓与脑髓拉断，鼠便立即死亡。 2. 断头法实验者戴上棉绿纱手套，用右手握住大鼠头部，左手握住背部，露出颈部，助手用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉。小鼠处死法相同。 3. 击打法右手抓住鼠尾，提起，用力摔击其头部，鼠痉挛后立即死亡。用小木锤用力击打鼠头部也可致死。 4. 急性大失血法可采用鼠眼眶动脉和静脉急性大量失血方法使鼠立即死亡。 5. 化学致死法吸入一氧化碳，大、小鼠在一氧化碳浓度为 0.2-0.5% 环境中即可致死。皮下注射士的年，吸入乙醚、氨仿，均可致死。士的年注射量，小鼠为0.76?2.0mg/kg 体重，大鼠 3.0-3.5ml/kg 体重。氯化钾处死大鼠剂量： 25%溶液 0.6ml/ 只静脉注入。快速处死小鼠的专业方法：这是在动物试验中最常用的也是最使用的处死小鼠的方法，要领是拉的时候必须要快速使劲，才可让小鼠瞬间死亡，如果拉时固定小鼠头部的手指松了有可能造成小鼠转身咬伤手指的事故发生。脊柱脱臼法：用左手拇指和食指捏住小白鼠头的后部，并用力下压，右手抓住鼠尾，用力向后上方拉，即可使颈椎脱臼，瞬间死亡

动物处死方法：主要依据动物的种类、动物的大小、取材的手段以及观察的组织结构特点，选用动物处死的方法。 1. 麻醉的方法（1）吸入麻醉法：适用的动物：大鼠、豚鼠等。麻醉药物：乙醚、三氯甲烷（氯仿）。（2）注射麻醉法适宜的动物：大鼠、豚鼠、兔、猫、犬、猴等。麻醉药物：4 ％戊巴比妥、20％氨基甲酸乙酯、1％水合氯醛。按照动物的每公斤体重给予药量。注射途经：肌肉注射、静脉注射、腹腔注射。 2. 空气栓塞方法通过向动物静脉内注射一定量的空气，使其心脏在暂短的时间内发生急性空气栓塞，从而造成机体血液循环障碍，导致动物痉挛而死亡。适用的动物：家兔、犬等。注射空气的量视动物大小而不同，家兔：约20?60ml;犬：约80?150ml。注意：利用空气栓塞方式处死动物虽然迅速方便，但此方法可使动物机体内各脏器或多或少地出现淤血的现象，如心内膜下淤血。 3. 断头法动物在极短的时间内死亡，避免处于濒临死亡的痛苦，有利于组织或细胞结构的保存，其次放掉动物的血液可减少了取材过程中不必要的过多出血现象。适用的动物：小鼠、大鼠、豚鼠、青蛙或蟾蜍等。 4. 其它方法（1 ）脱臼（断髓）法：适用动物：小鼠（2）股动脉放血法：适用动物：犬、猴小鼠断随（脱臼）法的具体操作

动物调查报告

动物的调查报告夏庄小学六年级一班栾文雪一.问题的提出我们常在电视里看到动物生活的一些精彩镜头：一头狮子将它的利齿插进一匹斑马的脖颈里；一群野牛奔驰而过，扬起了冲天飞尘；一对丹顶鹤缠绵交颈翩翩起舞……但是在真实的大自然中，这类场面是很少出现的。动物们在多数时间里的表现都是很“低调的”，它们会努力地掩饰自己，尽力让自己与周围的环境融为一体。它们就像变魔术一样，凭空“消失”在周围的环境中，必须仔细地“找”，才能发现它们的踪迹。这些动物是如何伪装的呢? 二、研究的过程与方法 1.确定有代表性的动物的伪装作为具体研究对象。 2.搜集变色龙等会伪装的动物的伪装方式的资料。 3.整理，归纳搜集到的资料（1）变色龙：善于随环境的变化，随时改变自己身体的颜色。变色既有利于隐藏自己，又有利于捕捉猎物。变色这种生理变化，是在植物性神经系统的调控下，通过皮肤里的色素细胞的扩展或收缩来完成的；（2）章鱼碰上敌人，会喷出黑色的墨汁，以便于脱身；（3）羚羊跑得飞快，用来躲避强大对手的攻击；（4）乌龟有一层厚厚的、坚硬的外壳，如果有人要碰它，它马上就会把头缩进壳里，保护自己；（5）刺猬碰到敌人，就缩成一团，以防御敌人；（6）河马以自己的大嘴巴，来吓跑敌人；（7）蜘蛛为了保护自己，织了一张网，如果昆虫来会被粘在上面，蜘蛛用它的毒牙咬住昆虫，注射毒液；（8）蛇伸出舌头，来吓唬敌人；眼镜蛇碰到敌人，会喷出毒液，保护自己；（9）马站着睡觉，是为了保护自己，因为它一遇到猛兽来袭击，能快速逃跑；（10）黄鼠狼遇到敌人，会放臭屁，掩护自己逃脱；（11）壁虎遇到危险，自断尾巴逃走，不过几天就能长出新的尾巴了；（12）螃蟹在争斗中，会脱落钳子，但过一段时间会长出来；（13）斑马身上的花纹能起到保护作用，使猛兽在草丛中难以发现；（14）鱼靠身上美丽的色彩来伪装自己，适应环境，迷惑水中的敌人；（15）峨眉山枯叶蝶是昆虫里伪装的最巧妙的。它停在树上，双翅合并竖在背上，翅的腹面颜色和树叶一致，翅膀很像叶脉，后翅的尾突恰好像是叶柄，一动不动，简直很难被发现；（16）小野鸭通过装死，来逃脱猛兽的追捕；（17）海龙是个伪装高手，身上长满了像海草一样的东西，它躲在珊瑚丛里，敌人很难发现它；

良好的实验动物给药和采血规范指南

A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood,Including Routes and Volumes 良好的实验动物给药与采血(包括途径与体积)规范指南 Karl-Heinz Diehl1, Robin Hull2, David Morton3, Rudolf Pfister4, Yvon Rabemampianina5, David Smith6,*, Jean-Marc Vidal7 and Cor van de V orstenbosch 8 1Aventis, PO Box 1140, D35001 Marburg, Germany 德国马尔堡市35001区1140信箱安万特公司 2N I B S C, Blanch Lane, South Miimms, Potters Bar, Hertfordshire EN6 3QG 英国赫特福德郡EN6 3QG波特斯巴镇South Miimms布兰奇道英国国家生物制品检定所 3The University of Birmingham, Medical School, Edgbaston, Birmingham B15 2TT 英国伯明翰市B15 2TT艾吉马斯顿伯明翰大学医学院 4Novartis Pharma AG, CH-4002 Basel, Switzerland 瑞士巴塞尔CH-4002诺华制药公司 5Centre de Recherche Pfizer, Etablissement d’Amboise, Z1 Poce′-sur-Cisse-BP 159 37401 Amboise Cedex, France 法国Amboise Cedex Z1 Poce′-sur-Cisse-BP 159 37401 Etablissement d’Amboise 辉瑞研究中心 6AstraZeneca R&D Charnwood, Bakewell Road, Loughborough, Leics LE11 5RH 英国莱斯特郡LE11 5RH拉夫堡市贝克韦尔路Charnwood阿斯利康研究中心 7Aventis, 102 Route de Noisy, 95235 Romainville Ce′dex, France 法国Romainville Ce′dex 95235 Noisy路102号安万特公司 8N V Organon, PO Box 20, 5340 BH Oss, Netherlands 荷兰BH Oss5340 20号信箱欧加农公司 Key words: blood volumes; blood removal; administration substances; laboratory animals; refinement、关键词:血容量;采血;给药;实验动物;简化 This article is the result of an initiative between the European Federation of Pharmaceutical Industries Associations (EFPIA) and the European Centre for the Validation of Alternative Methods (ECV AM)、Its objectives are to provide the researcher in the safety evaluation laboratory with an up-to-date, easyto-use set of data sheets to aid in the study design process whilst at the same time affording maximum welfare considerations to the experimental animals、该文章为欧盟制药工业协会(EFPIA)与欧洲替代动物实验方法验证中心(ECV AM)之间的初步结果。其目的在于为安全性评价实验室的研究者提供最新的易于使用的数据库以帮助研究设计过程,同时最大可能地考虑到实验动物的福利。 Although this article is targeted at researchers in the European Pharmaceutical Industry, it is considered that the principles underpinning the data sets and refinement proposals are equally applicable to all those who use these techniques on animals in their research, whether in research institutes,universities or other sectors of industry、The

关于动物的调查报告100字

关于动物的调查报告100字广西区内野生动物调查报告xx-17班吴虹熹 53号近来，野生动物的急剧下降让人类意识到，保护动物，关心生态大自然，就是关心人类自己。就此，我调查了广西区内野生动物目前的生存状况。据我调查，广西区内国家级自然保护区8处，自治区级23处，地市级和县级31处。如下： 1花坪自然保护区花坪自然保护区位于广西壮族自治区龙胜、临桂两县交界处，1960年被广西区批准为保护区，1978年经 __批准为国家级自然保护区，以珍稀孑遗树种银杉和典型常绿阔叶林带森林生态系统为主要保护对象。花坪自然保护区是珠江源头，是国家生态建设的重要组成部

分。花坪自然保护区最重要的身份是活化石银杉的发现地。国家级自然保护区，以珍稀孑遗树种银杉和典型常绿阔叶林带森林生态系统为主要保护对象。保护区地质古老，具有古陆性质，想体验史前一万年的感觉的朋友可以考虑来穿越一番。保护区内物种丰富，被誉为“花的世界，绿的海洋，动物的王国，银杉的故里，瀑布的天堂”，是我国西南地区重要的花卉基因库，所以此地的名字原写作“花瓶”，十分贴切。但进入花坪保护区需要完备的装备和足够的胆量，因为夏天，花瓶里除了处处繁花还有随处可遇见的蛇??但对于色友们来说，蛇的原生态曲线美带给他们更多的是创作的热情。花坪特色生物推荐：

蛇花坪除了花多就是蛇多，不拍蛇算是枉去花坪一趟了。蛇虽然看起来恐怖，其实只要了解蛇的习性，在当地向导的带领下，安全的拍摄蛇的美丽身姿是没有问题的。但是胆量一定要大，足够拿稳相机，但也不建议胆大的同志没事抓蛇玩。白鹇别名银雉，国家二级保护动物，著名的观赏鸟类。李白曾作《赠黄山胡公晖求白鹇》一诗表示自己对白鹇的喜爱。白鹇外形素雅，性情高傲，生活习性独特，但它们又能和粗鲁的野猪十分要好，有野猪的地方常常就会有白鹇，两者关系十分另类，似动物界的伯牙与子期。花坪国家级自然保护区是白鹇的天堂,白鹇群数较多，大的群有超过100只白鹇共同生活着。漂亮的外形，独特的气质都让白鹇成为本系列重点推荐的动物之一，如果顺便能拍

常见小鼠给药及采血方法

常见小鼠给药及采血方法小鼠灌胃小鼠灌胃方法比较简单，需要关注的只有两点：一是要保持小鼠的头部和颈部成一直线，方便灌胃针头进入；二是动作要轻柔，从口角进入，防止损失食道。做的多了自然就熟练了。具体操作过程如下： 1. 准备灌胃针头。一般可以从市场上面买到，实在没有的话，可以用12号的针头，剪去针尖，用砂纸将头端磨平，也可以用。但是买的灌胃针头的头端用锡或者适宜的方法处理了针头的锐口，自己用砂纸不可能将所有的锐口都磨掉，用这样的针头灌胃，损失小鼠食道的可能性比较大。 2.抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线。抓小鼠的动作很简单，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部即可。因为小鼠始终在活动中，若一次抓的感觉不是很顺手，要放开重新抓，不要逞强进行下一步操作。 3. 抓好小鼠就可以灌胃了，一般用1ml的注射器配灌胃针头。灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后就可以推注药液了。（我认为，所谓的灌胃，不必要灌胃针头进入小鼠的胃部，进入食管后就可以推药了，这样对小鼠食道的损伤要小点，特别是要长期灌胃给药的情况下。）当然，灌胃针头也可以再往里面深入一点，防止药液从口中流出。 4. 灌胃容积一般是0.1～0.2ml/10g，最大0.35ml/10g，每只小鼠的灌胃最大容积不超过0.8ml。小鼠腹腔注射腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。 1. 小鼠腹腔注射可以用1ml的注射器，配合4号针头。 2. 腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部，使小鼠的头部向下。这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。 3. 尤其是对于体重较小的小鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。 4. 小鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10ml/kg。小鼠静脉注射

项目二十七常用实验动物的接种和采血方法

项目二十七常用实验动物的接种和采血方法一、接种方法 (一) 皮下注射皮下组织疏松的部位都可皮下注射。一般小鼠在腹部两侧，豚鼠在腹部或大腿内侧，家兔取背部，大腿内侧或耳根部皮下注射。注射部位消毒后，左手提起皮肤，右手持注射器将针头水平刺入皮下，针头摆动无阻力，说明已进入皮下，慢慢注入，注射部位随即隆起。注射完毕，用棉球压住针刺处，再拔出针头。小鼠注入量一般为0.2～0.5ml。家兔或豚鼠注入量为0.5～1.0ml． (二) 皮内注射先将动物注射部位的毛剪去，消毒，然后左手绷紧皮肢，针头斜面向上，紧贴皮肤表层刺入，然后向上挑起再稍刺入，缓慢注射。若注入皮内，注射部位马上有小泡隆起。皮内注射量一般为0.1～0.2ml。 (三) 肌内注射应选择肌肉发达、无大血管通过的部位。一般多选臀部、大腿内侧或外侧。针头直接刺入肌肉，回抽针栓如无回血即可注射。家兔等大动物注射量不超过2ml。 (四) 腹腔注射小白鼠腹腔注射时，用右手拉鼠尾，左手食指和拇指捏住脑背部皮肤，翻转鼠体，把鼠尾和一侧的后腿夹于小指和无名指之间，使动物处于头低位，使内脏移向上腹，右手持注射器在下腹部左侧或右侧刺入皮下，沿皮下朝头部方向进针0.5～1.0cm，再以45°角刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液，尿液或血液即可缓缓注入。家兔等较大动物注射，应先固定，于腹部腹中线旁侧1cm处进针。小鼠注射量一般为0.5～1.0ml，家兔或豚鼠为5ml。 (五) 静脉注射 1．家兔将家兔固定，用酒精棉球轻轻按摩耳翼，压迫耳根部静脉，使耳缘静脉扩张。用左手拇指与中、食指抓住耳尖部，从耳尖部边缘静脉平行进针，试推进少量注射液，如果觉得没有阻力，局部也没有隆起，表示已进入静脉，将注射液缓缓注入。若失败，再逐步向耳根部移位重新注射。注射完毕，用棉球压住针眼处，拔出针头。注射部位一般选用耳外缘静脉，易固定，表浅；耳内缘静脉深，不易固定，故不常用。 2．小鼠于尾部两侧静脉注射。固定小鼠使尾巴露出，置45℃～50℃温水浸泡1～2min，使尾部静脉扩张。取出尾巴，擦干消毒，在末端1/3或1/4处用左手捏住尾巴，右手持注射器，针头与静脉平行缓慢进针，试注入少许注射液，如无阻力，皮肤不发白，表示针头刺入静脉，否则应更换部位重扎。注射时多选用4 1/2# 针头。最大注射量为0.5ml。二、采血方法 (一) 小鼠采血方法 1．断尾采血将小鼠固定，露出尾巴，用手轻揉或浸泡于45℃温水中数分钟或用酒精棉球涂擦，使尾血管充血。将鼠尾擦干，用剪刀剪去尾尖1～2mm。然后用手指从尾根部向尾尖捋，血即从断端流出。采血结束后消毒止血。此法采血每只小鼠可采十余次，每次可采血约0.1ml。 2．眼眶后静脉丛采血左手抓注鼠耳间头部皮肤，将头按在桌面或鼠笼上，轻压颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分突出，眶后静脉丛充血。右手持长为7～10cm 玻璃滴管(毛细管端内径1～1.5mm，长约1cm)或7# 针头的1ml 注射器，在内眼角与眼球之