植物组培的设计性报告
植物组培实验报告
姓名班级学号实验日期科目植物生理学实验实验名称Effects of Hormones on Morphogenesis in Plant Tissue Culture 合作者指导教师成绩Effects of Hormones on Morphogenesis in Plant Tissue Culture IntroductionThe technology of plant tissue culture is based on the principle of totipotency which means the capacity to generate a whole plant from any cells or an explant.During the plant tissue culture,the hormones affect largely on morphogenesis,such as Auxin and Cytokinin.And the content and ratio of these hormones can make different results.NAA is the routine reagent of auxine and6-BA is the reagent of cytokinin.For the tissue culture,we prepare the Murashige and Skoog’s medium(MS medium).The MS medium contains hormones,macronutrients and micronutrients(detailed ingredients are in Table 2-1).The pH in the medium will be adjusted with1M NaOH.We should prepare10MS media with hormones.During the whole operation of tissue culture,six potential source of contamination are air,water, growth media,equipment,explant and people.We use the laminar flow hood to remove most of microbes from air flow.The water and the media have been autoclaved.The tools should be kept sterile in the70%alcohol and flamed by alcohol burner.And we sterilize the explants with Ca(ClO)2and70% ethanol and sterile water.We use the NAA to induce the callus to generate root.MaterialsFresh young leaves of tobacco(Nicotiana tabacum)MS medium:NH4NO3,KNO3,CaCl2,MgSO4,KH2PO4,MnSO4•H2O,ZnSO4•7H2O,KI,Na2MoO4•2H2O,CuSO4•5H2O,CoCl2•6H2O,Na2EDTA,FeSO4•7H2O,Nicotinic acid,Pyridoxine HCl(VB6), Thiamine HCl(VB1).Glycine,Mesoinositol.Agar,HgCl2,NAA,6-BA.2%Ca(ClO)2,sterile distilled water,70%ethanol,Beaker,Balance,10 Bottles,pH test strips,Laminar flow hood,Tween-80,Scissor,Forceps,Scalpels,Alcohol lamp. MethodPart1:Prepare10bottles of culture.1.Wash10bottles and dry them for a group.2.Our group’s task:Weigh50mg6-BA and mix with sterile distilled water to be50mL1mg/ml solutionin a bottle and mark the stock solution name,the date,and our group number.3.Other groups prepare the MS medium culture,agar,NAA and sugar.In Table2-1,MS=100ml A+1ml B+10ml C+5ml D+10ml E.Every3group prepare1L medium=MS+1mg/ml6-BA+0.2mg/L NAA+3%sugar+0.7%agar.Boil the solution with induction cooker to mix thoroughly.4.Adjust the pH of medium to5.8with1M NaOH or HCl.5.Repackage the1L medium to the bottles of3groups.10bottles of each group,30ml for each bottle.6.Sterilize the culture bottles by autoclaving at115℃for30min.Store them at room temperature. Part2:Operation of plant tissue culture.1.The space in the laminar flow hood has been sterilized by UV light for15min.We place all items inwell order to start working.2.Rinse4young leaves as explants in tap water for10-30min.The next operations are all aseptic.3.Take the leaves into70%ethanol for90s and gently agitate the explants.4.Pour out the ethanol and add some2%Ca(ClO)2with a drop of Tween-80,gently agitate for6min.When submerge for about6min,we found that the leaves are lightly wilting,so we stopped submerge without continuing to15-30min.5.Decant the disinfectant.Rinse with sterile distilled water4times.6.Transfer the leaves on a sterile metal plate,and cut out the edges of all leaves.Excise the leaves into5mm×5mm sized blocks and clamp the leave blocks into the medium bottles,1or2leaf blocks per bottle.The lower surface of leaf block should cover the medium.Because some leaves we used are lightly wilting,we choose several leaves of germfree tobacco bleedings to excise into blocks and cultivated them directly.7.Place the10bottles in the light growth chamber,where has light intensity of2000-3000lux for16h at25℃and8h-dark period at20℃.8.Observe them every week for6weeks,and record their growth.Part3:Callus differentiation or Rooting.1.Prepare the culture medium for callus differentiation(4bottles per people).The composition of themedium is as below:1/2MS+NAA0.5mg/L+2%sugar+0.7%agar(pH=5.8)2.Choose some good-looking callus from the5bottles.In the laminar flow hood,cut four pieces of stemswith leaves and insert them in the prepared agar bottles,flame the bottles to sterilize.And seal them to incubate at37℃for several weeks.3.Record the root growing situation every week.Results:pared with the leaves blocks in the bottle in zero week,09/10/2015(figure1),the callus in the3rdweek have some protuberances,which means the tissue have begun to differentiate(figure2).Since the 4th week,several young leaves came into being(figure3),and since the5th week,the young stems appeared(figure4).Finally,in the7th week,the callus had become bigger(figure5),while the callus ina bottle almost didn’t grew up since the3rd week(figure6).2.In the7th week,20/11/2015,we began to rooting cultivation(figure7),and in the4th week,18/12/2015,we observed that the parts we plant in the bottles had generated white slender roots(figure8). Discussion:1.During the tissue culture,the callus in a bottle just finished the preliminary differentiation,and since the3rd week,they almost didn’t continue to differentiate.We think there may be two potential reasons.The first reason is that the leaves blocks in this bottle is very weak,because we said there several leaves is wilted,which made them couldn’t furtherly differentiate.The second one is the bottle was contaminated by microbes that weaken the tissues.I think the first reason is most possible.2.During the rooting culture,the lower leaves became yellow and wilted(figure8),which maybe anormal apoptosis process,we think.Distribution:In the tissue culture operation,we separately prepare5bottles of leaves blocks.And in the rooting culture,I made my3bottles of samples while my partner made4bottles.Figures:Figure1.The leaves blocks(0week)Figure2.Callus tissues(3rd week)Figure3.Callus tissues(4th week)Figure4.Callus tissues(5th week)Figure5.Callus tissues(7th week)Figure6.Weak callus tissues(6th week)Figure 7.The young branch just planted (7thweek)Figure 8.The 3bottles after 4-week rooting culture.第4页Yellow and wiltedlower leavesWhite young roots.。
植物组培实验报告
植物组培实验报告植物组培技术是指利用植物体细胞分裂和分化的能力，通过体外培养的方法，使其成为整株植物的过程。
该技术已经广泛应用于植物育种、遗传工程、植物繁殖等领域。
实验目的：本实验旨在研究植物组培技术对不同植物品种的影响，探究其在植物育种中的应用价值。
实验材料：本次实验选用了四种不同的植物品种，分别为玉米、小麦、水稻和大豆。
实验所需的试剂包括MS培养基、植物生长素、植物生长素和细胞分裂素等。
实验步骤：1.植物材料的准备将四种植物的种子经过消毒处理后，将其在无菌条件下播种在MS 培养基上。
2.植物细胞的分离将培养基上生长的植物幼苗取出，进行细胞分离。
将其放入含有植物生长素和细胞分裂素的液体培养基中，进行震荡培养。
3.植物组织的培养将分离出来的细胞放入含有植物生长素的液体培养基中，进行组织培养。
待组织生长出来后，再将其移植到含有植物生长素和细胞分裂素的液体培养基中，进行细胞分裂和分化。
4.植物的生长与繁殖将培养好的植物幼苗移植到含有适量营养物质的液体培养基中，进行生长。
当植物幼苗长大后，可以进行繁殖试验，检测组培植物在遗传性状上的变化。
实验结果：经过实验，我们发现不同植物品种对组培技术的适应性不同。
在四种植物品种中，水稻和大豆的组培效果最好，生长速度较快，成活率较高；而小麦的组培效果较差，生长速度较慢，成活率较低。
在遗传性状上，我们也发现组培植物与自然生长的植物有一定的差异，但并不影响其在植物育种中的应用。
结论：植物组培技术是一种高效、快速的植物育种方法。
通过本实验，我们发现植物品种对组培技术的适应性不同，需要根据具体品种加以调整。
虽然组培植物与自然生长的植物在遗传性状上存在差异，但并不影响其在植物育种中的应用。
植物组培技术的不断发展和完善，将会对植物育种和植物繁殖领域带来更多的变革。
组培实验的实验报告
一、实验名称植物组织培养二、实验目的1. 了解植物组织培养的基本原理和操作流程。
2. 掌握植物组织培养技术在植物繁殖、遗传改良和资源保护等方面的应用。
3. 培养实验操作能力和团队协作精神。
三、实验原理植物组织培养技术是利用植物细胞的全能性，通过无菌操作将植物组织（如茎尖、叶片、愈伤组织等）在特定的培养基上诱导分化，从而实现植物繁殖、遗传改良和资源保护等目的。
四、实验材料1. 植物材料：柳树茎尖、紫玉兰叶片。
2. 培养基：MS培养基、1/2MS培养基、1/4MS培养基。
3. 试剂：琼脂、蔗糖、葡萄糖、活性炭、硝酸铵、硝酸钠、磷酸二氢钾、硫酸镁、硼酸、氯化钙、氯化钾、氢氧化钠、氢氧化钾、盐酸、氯化钠、硫酸铁、硫酸锌、硫酸铜、抗坏血酸、维生素B6、吲哚丁酸、生长素、细胞分裂素等。
4. 实验器具：超净工作台、高压蒸汽灭菌器、培养皿、移液器、剪刀、镊子、酒精灯、酒精棉、无菌水等。
五、实验步骤1. 材料准备：将柳树茎尖和紫玉兰叶片洗净，用75%酒精消毒30秒，再用无菌水冲洗3次。
2. 培养基配制：按照实验要求，将不同浓度的MS培养基、1/2MS培养基和1/4MS培养基分别配制。
3. 接种：将消毒后的柳树茎尖和紫玉兰叶片接种到培养基上，每个培养基接种3个材料。
4. 培养条件：将接种后的培养基放入培养箱中，温度设置为25℃，光照强度为2000勒克斯，光照时间为12小时/天。
5. 观察记录：每隔7天观察一次培养材料的生长状况，记录其生长速度、颜色、形态等变化。
六、实验结果与分析1. 柳树茎尖培养：在MS培养基和1/2MS培养基上，柳树茎尖生长速度较快，颜色为绿色，叶片形状正常；在1/4MS培养基上，柳树茎尖生长速度较慢，颜色为淡绿色，叶片形状较小。
2. 紫玉兰叶片培养：在MS培养基和1/2MS培养基上，紫玉兰叶片生长速度较快，颜色为绿色，叶片形状正常；在1/4MS培养基上，紫玉兰叶片生长速度较慢，颜色为淡绿色，叶片形状较小。
植物组培实验报告
植物组培实验报告一、实验目的本实验旨在通过植物组培技术培育出按需选择的完整植株，并探究植物组培技术的应用。
二、实验材料试验材料：百香果种子、消毒酒精、无菌培养基、干燥器、灭菌器、显微镜、组织培养器具。
三、实验方法1.种子外壳处理将百香果种子先用消毒酒精处理5min，再用盐酸（1~2mL/L）处理1min，最后用净水清洗3~5次，使种子壳子软化。
2.种子表面消毒将处理后的种子放入75%乙醇，浸泡2mins，在无菌条件下进行消毒处理。
然后在滤纸上用双倍浓度的漂白粉水溶液进行消毒2~4min，之后用无菌水洗3次，每次20~30s。
3.种子萌发将消毒处理好的种子放入含有生长调节剂的MS培养基中进行培育。
培养条件为25℃，光照强度为1500lx，每天进行16小时的光照和8小时的黑暗，培养30天之后，进行观察和筛选。
4.植株分化将萌发出来的幼苗转移到含有植物生长调节剂和培养素的组织培养基上。
在培养的过程中，由于组织培养的原理是通过植物生长调节剂和培养素激活其分裂能力，以实现大规模繁殖，因此在培养时一定要注意调节生长调节剂和培养素的浓度。
5.植株转化和生长将组织培养出来的未成熟小植株转移到含有特定基因和生长调节剂的培养基上进行转化培育，并在之后进行细胞壁硬化，以使小植株具备专门应用的性状。
之后，将已转化和生长成熟的植株经过移栽成功地种植到土壤中。
四、实验结果分析1.种子处理是组织培养成功的关键处理好了种子，百香果的发芽率可达65%～80%。
可见，用酒精消毒、盐酸处理和漂白粉消毒的方法可有效控制种子的杀菌，同时软化外壳，达到提高发芽率的预期目的。
2.多种因素会影响百香果的组培成功率影响百香果组培成活率的因素很多，包括培养条件、培养液质量、培养基配方、营养成分等。
调整不同参数来探究其合理性，比如控制不同光照强度，不同的基质等。
3.尝试不同的分化方法以提高分化率在组织培养出来的小植株进行分化时，可以通过一些策略来提高分化度，如预处理再接种、生长调节剂和营养因子酵素等，以及锌、铜等金属元素。
组培实验报告
一、实验简介实验名称：植物组织培养实验目的：通过植物组织培养技术，了解植物细胞生长、分化和再生的过程，掌握组培技术的操作方法，并应用于植物繁殖和遗传改良。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，通过特定的培养基和外界条件，使植物组织在体外进行生长、分化和再生，最终形成完整的植株。
该技术广泛应用于植物繁殖、遗传改良、基因工程等领域。
三、实验材料与仪器1. 实验材料：植物外植体（如叶片、茎段、愈伤组织等）培养基（MS培养基、改良MS培养基等）诱导培养基（1/2MS培养基、添加生长调节剂的培养基等）细菌培养基（如牛肉膏蛋白胨培养基）灭菌剂（如75%酒精、1%次氯酸钠溶液）其他：超净工作台、接种针、酒精灯、移液器、培养皿、培养箱等2. 实验仪器：电子天平高压蒸汽灭菌器移液器超净工作台培养箱显微镜四、实验步骤1. 材料预处理：选择健康、无病虫害的植物材料，用流水冲洗干净。
将外植体浸泡在1%次氯酸钠溶液中消毒5-10分钟，然后用无菌水冲洗3-5次。
将消毒后的外植体用无菌滤纸吸干水分。
2. 培养基制备：称取适量的培养基粉末，加入少量蒸馏水溶解。
将溶解后的培养基过滤除菌，加入适量的琼脂和生长调节剂。
将培养基倒入培养皿中，待凝固后备用。
3. 外植体接种：在超净工作台中，用无菌接种针将外植体接种到培养基上。
每个外植体接种3-5个，确保接种密度适宜。
4. 培养与观察：将接种后的培养皿放入培养箱中，控制适宜的温度、光照和湿度。
定期观察外植体的生长情况，记录愈伤组织形成、芽生长和根生长等过程。
5. 培养基调整与继代培养：当外植体形成愈伤组织或芽生长到一定长度时，可进行培养基调整和继代培养。
将愈伤组织或芽切割成小块，重新接种到新的培养基上。
根据生长情况，适时调整培养基成分和生长调节剂浓度。
五、实验结果与分析1. 愈伤组织形成：在适宜的培养基和条件下，外植体可形成愈伤组织。
愈伤组织是细胞增殖和分化的基础，是组织培养成功的关键。
植物组织培养实验报告
植物组织培养实验报告目录1. 引言1.1 研究背景1.2 研究目的1.3 研究意义2. 实验方法2.1 材料准备2.2 实验步骤2.3 实验设计3. 结果与讨论3.1 实验结果3.2 结果分析3.3 结果讨论4. 结论引言研究背景植物组织培养是一种重要的生物技术手段，可用于植物繁殖、种质改良、病毒检测等方面。
通过培养植物的组织和细胞，可以实现对植物特定性状的调控和改善。
研究目的本实验旨在探究植物组织培养的基本原理和操作步骤，研究不同培养条件下植物组织生长情况，为植物生物技术的研究提供参考。
研究意义植物组织培养技术可以加快新品种选育的速度，提高植物的遗传改良效率，对于传统育种技术的完善和植物种质资源的保存具有重要意义。
实验方法材料准备- 植物组织样品- 培养基- 生长室- 培养瓶- 剪刀、消毒酒精等无菌操作工具实验步骤1. 准备培养基，对其进行灭菌处理。
2. 取样品进行无菌处理，切取植物组织。
3. 将植物组织置于培养基上，放入生长室进行培养。
4. 定期观察植物组织的生长情况，记录数据。
5. 根据实验设计，对不同处理组进行相应操作。
实验设计本实验设计了对照组和不同处理组，比较不同处理条件对植物组织生长的影响，以验证植物组织培养的有效性。
结果与讨论实验结果经过一段时间的培养，观察到植物组织在培养基上出现生长现象，不同处理组的生长情况有所不同。
结果分析通过对实验结果的分析，可以得出不同培养条件下植物组织生长的规律性，为进一步研究提供了重要依据。
结果讨论在讨论部分，对实验结果进行解释和归纳，总结出植物组织培养的特点和应用前景，为相关研究领域提供参考和启示。
结论植物组织培养是一种重要的生物技术手段，可以在植物繁殖、种质改良等领域发挥重要作用。
本实验结果表明，植物组织培养具有可行性和有效性，对于植物生物技术的发展和应用具有重要意义。
植物组织培养实验室规划设计
植物组织培养实验室规划设计一、实验室布局规划1.空气流动区域：将实验室划分为无菌区和非无菌区，确保无菌操作的进行。
在无菌区域内设置空气净化设备，以保证实验环境的洁净度。
2.实验台和试验设备：在实验室中设置足够的实验台和试验设备，以便进行组织培养和细胞培养的操作。
实验台面应具备耐腐蚀性且易清洁，同时要考虑到实验操作的便利性和安全性。
3.储存区域：设置试剂柜、培养基储存柜和冷藏柜等设备，以便储存组织培养所需的试剂、培养基和细胞培养所需的培养物等。
4.污染物处理区：设置生化废物箱和其他废物处理设备，以便安全处理实验过程中产生的废弃物。
5.孵育区：设立恒温孵育箱和培养箱等设备，以提供合适的温度和湿度条件，以促进组织培养和细胞培养的生长和发育。
二、实验室设备和工具1.空气净化设备：包括高效空气过滤器和无菌操作箱等，用于提供无菌的操作环境。
2.培养箱和孵育箱：用于提供恒定的温度和湿度条件，促进组织培养和细胞培养的生长和发育。
3.微量离心机：用于离心操作，分离组织和细胞。
4.显微镜：用于观察组织和细胞形态和结构。
5.培养皿、量筒、移液器等实验工具：用于组织培养和细胞培养的操作。
三、实验室条件要求1.温度和湿度：实验室内应保持恒定的温度和湿度，通常在25摄氏度左右，湿度在60%-70%之间，以提供适宜的生长条件。
2.光照：实验室应设有适当的照明设施，以提供光照条件。
3.洁净度：无菌区域应设有空气净化设备，以保持实验环境的洁净度。
4.安全措施：实验室应设置紫外线灯，以对实验仪器和工作区域进行消毒。
此外，也需要提供紧急事故处理设备和消防设备。
四、实验室管理1.样品管理：确保每个试验样品都有明确的标识和记录，以便跟踪和管理。
2.设备维护和清洁：定期对实验室设备进行检查和维护，并保持实验室的清洁。
3.废物处理：废弃物应按照相关规定进行处理，以确保实验室的安全和环境保护。
总结：一个合理规划设计的植物组织培养实验室（组培室）能够提供良好的实验环境，确保实验的顺利进行。
植物组培实训报告
植物组培实训报告实训时间：2022年9月1日至2022年9月10日实训地点：XX大学植物生物技术实验室一、实训目的本次实训旨在通过植物组培技术，培养学生对植物生长发育和组织培养技术的理解和掌握能力。
通过实际操作，加深学生对植物细胞培养、愈伤组织诱导、植物器官再生等方面的实践经验，提高学生的动手能力和科学思维能力。
二、实训内容1.细胞培养基的配制在实验开始前，我们首先准备了培养基的配制工作。
根据实验要求，我们按照一定比例调配了含有蔗糖、植物激素和微量元素的培养基。
这是植物组培实验的基础，也是植物细胞生长和分化所需要的养分来源。
2.植物种子的消毒和萌发在组培实验中，种子的消毒是非常重要的一步。
我们采用了酒精和漂白粉的消毒方法，确保种子表面没有细菌和真菌的污染。
随后，我们将消毒后的种子均匀地播放在培养基上，利用培养基中的植物激素刺激种子的萌发和生长。
3.愈伤组织的诱导和分化在种子萌发后，我们将其转移到含有植物激素的培养基上，利用植物激素的作用，诱导种子发生愈伤组织的产生。
通过调节植物激素的浓度和比例，我们成功地诱导了愈伤组织的形成。
随后，我们将愈伤组织转移到新的培养基上，促进其分化为植物器官，如根系、茎和叶片等。
4.植物器官的再生通过将愈伤组织转移到含有适当激素的培养基上，我们成功地促使愈伤组织分化为植物器官。
根据实验要求，我们调整了培养基中植物激素的浓度和组合，以达到不同器官的再生目的。
经过一段时间的培养，我们观察到了根系、茎和叶片的再生情况，并进行了相关的测量和记录。
三、实训收获通过本次植物组培实训，我们获得了丰富的实践经验和知识。
首先，我们对植物细胞培养的基本原理和技术有了更深入的了解。
其次，我们掌握了植物组织培养的基本操作技巧，包括培养基的配制、种子的消毒和萌发、愈伤组织的诱导和植物器官的再生等。
最重要的是，我们培养了扎实的动手能力和科学思维能力，提高了解决实际问题的能力。
四、实训总结通过本次植物组培实训，我们深刻认识到植物组培技术在植物生物学研究和植物育种中的重要性。
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指导教师评分及评语
签字日期
（2）分别添加已配置好的母液A、B、C、D、E、F
（3）加入激素(6-BA0.5mg/L+IBA0.5mg/L)
（4）定容
（5）调pH值（PH=5.8）
（6）分装（每瓶50ml-100ml）
（7）加入琼脂（常用量8g/L）
（8）灭菌（120 ℃灭菌20 min）
（二）将外植体接入培养基
在超净工作台里，将外植体接入培养基内。（注意无菌操作）
4.进一步掌握植物组织培养的原理与方法。
实验意义:1、扩大了植物繁殖途径，
2、便于无性微繁体系的保存，
3、对珍惜濒危物种保护有重大意义，
4、有利于种子繁殖率低
5、便于工厂化生产等
二、实验方案设计（对象、方法、周期）：
对象：石斛
方法：制备MS固体培养基→外植体消毒→接种→培养→移栽→栽培
周期：四个月
三、实验设备及材料：
设计性实验报告
姓名学号
专业班级
实验课程名称＿＿植物组织培养＿＿
指导教师＿＿＿＿＿＿＿＿＿
开课学期＿＿＿＿＿＿＿＿＿＿
小组合作：是○否○
小组成员：史天新、杨冬爽、宫美玉、吕薇、张喜亭、
组长
一、实验目的与意义：
实验目的：1.利用植物ቤተ መጻሕፍቲ ባይዱ全能性，培养石斛植物幼苗。
2.熟悉MS培养基的成分与配置方法。
3.熟练无菌操作的要领。
（1）冲洗外植体：将马蹄莲仔细洗干净，把材料修剪成适当大小。
（2）外植体消毒:用70%酒精浸10～30秒。(由于酒精具有使植物材料表面被浸湿的作用,加之70%酒精穿透力强，也很易杀伤植物细胞，所以浸润时间不能过长。)无菌水冲洗,升汞的渗透力弱，浸泡10-25分钟左右，无菌水涮洗多次。
（3）转移外植体
七、参考文献：
1.吴洪生组织培养中的染菌及预防[ J]药物生物技术, 2001, 8( 2) : 239240
2.王春.石斛兰组织培养及快繁技术研究[J].浙江林业科技,:.
3.刘会清张爱香常美花等.紫皮石斛兰组织培养体系的建立[J].北方园艺,2007(10):192-193.
4.傅玉兰谷凤胡传明等.霍山石斛组培快繁技术研究[J].安徽农业科学,2004,32(3):522-523.
实验设备：培养室，高压灭菌锅，解剖刀，三角烧瓶，烧杯，量筒，组培瓶，组培盖或封口膜，棉线，接种箱或超净工作台，分析天平，长镊子，剪刀，容量瓶，移液管，牛皮纸。
实验材料：石斛无菌苗
四、实验方法与步骤(准备阶段、实施阶段、总结阶段)及注意事项：
(一）.配置MS培养基(愈伤组织诱导培养基)
（1）加水（3/4左右蒸馏水）
3、管理方便，利于工厂化生产和自动化控制。植物组织培养是在一定的场所和环境下，人为提供一定的温度、光照、湿度、营养、激素等条件，极利于高度集约化和高密度工厂化生产，也利于自动化控制生产。它是未来农业工厂化育苗的发展方向。它与盆栽、田间栽培等相比省去了中耕除草、浇水施肥、防治病虫等一系列繁杂劳动，可以大大节省人力、物力及田间种植所需要的土地。
五、实验结果与分析：
幼苗长势并不理想，培养了三株，感染了两株，可能是在接入培养基那个过程中感染了，再接种的时候接种工具消毒不够彻底。也可能是我们配置的培养基并不适合材料石斛无菌幼苗的生长。另一株成活的植物长势良好。
六、讨论与结论：
1、植物组培的培养条件可以人为控制，并且组织培养采用的植物材料完全是在人为提供的培养基和小气候环境条件下进行生长，摆脱了大自然中四季、昼夜的变化以及灾害性气候的不利影响，且条件均一，对植物生长极为有利，便于稳定地进行周年培养生产。
2、生长周期短，繁殖率高。植物组织培养是由于人为控制培养条件，根据不同植物不同部位的不同要求而提供不同的培养条件，因此生长较快。另外，植株也比较小，往往20-30天为一个周期。所以，虽然植物组织培养需要一定设备及能源消耗，但由于植物材料能按几何级数繁殖生产，故总体来说成本低廉，且能及时提供规格一致的优质种苗或脱病毒种苗。
第十四周有真菌感染的植物，菌落面积很小，真菌生长缓慢，植物暂无枯黄现象（淘汰），另一瓶长势良好，有细小的根，无染菌，将植物移栽到继代培养基里
第十七周组培苗张大了些，并将无菌苗在室内开瓶驯化，
第十八周组培苗有缺水现象，最大的叶片稍有枯黄
（四）)对实验结果进行分析
组培苗有染菌现象首先是在移栽时，移栽工具杀菌不够彻底造成的，可能是在灼烧时时间过短，或是灼烧方式不对，不够全面，以致工具带菌污染了无菌组培苗；再者可能由于手法不够熟练，无菌苗在空气中暴露时间过长，空气中杀菌不够彻底，以致染菌。由于在移栽过程中有对器材进行杀菌，同时手法有之前两瓶的练习，因此，第三瓶移栽成功，无染菌现象，且长势良好。
在超净工作台里，将外植体接入培养基（注意无菌操作）。
（4）培养室中培养
（三）定期观察植物的生长状况。
第一周三植物移栽如培养基
第三周三瓶植物成功接种，有成活的现象
第七周三瓶植物中有一瓶有菌落的出现，其他长势良好
第十周又有一瓶有细微的菌落出现，先染菌的那瓶培养基表面已全是菌落，植物有枯黄现象（淘汰），剩余的一瓶很好