设计引物如何设计酶切位点
引物设计原则及酶切位点选择和设计
引物设计原则及酶切位点选择和设计：最初的时候，由于害怕设计酶切位点最后且不开，所以经常采用最通用的方法，用[整理]载体克隆解决问题，但后来发现她也有问题，就是浓度提不上去，你需要体大量的载体来T连入质粒中的重要目的酶切，所以感到还是直接扩增好一点。
但这就需要你仔细设计引物。
扩增出靶基因的时候在核就是进行酶切和连接，当然首先就是在想要合成或者是进行PCR可以在质粒的图谱说明书上酸的两端接入酶切位点，酶切位点是与你的质粒的特点相关的，找取相应的位点，进行设计。
（一）设计引物前应做的准备工作：准备载体图谱，大致准备把片断插在那个部分对片断进行酶切分析，确定一下那些酶切位点不能用准备一本所买公司的酶的商品目录，便于查酶的各种数据及两种酶是否可以配用（二）设计引物所要考虑的问题往往导致两个，所连接片断上没有这两个位点，且距离不能太近，两个位点应是载体上的，除非恰好是与上面两个酶在一起的酶切位点。
只能切一个，酶都切不好。
因此，紧挨在一起，还有一种情况是：不能有碱基的交叉，比如promega的说明书上说，最好隔四个。
我看AGATCTTAAG，这样的位点比较难切。
两个酶切点最好不要是同尾酶（切下来的残基不要互补），否则效果相当于单酶切。
最好使用酶切效率高的。
的酶。
最好使用双酶切有共同buffer最好使用自己实验室有的酶，这样可，ecor1等），最好使用较常用的酶（如hind3，bamh1以省钱。
的问题，很多的战友都有疑惑。
其实园子里有很多的解释了。
的计算，关于TmTm大家可以理解，双链溶解所需的温度。
即是DNA叫溶解温度（melting temperature, Tm），Tm因此，的溶解是没有作用的。
而不互补的区域对DNA 这个温度是由互补的DNA区域决定的，（除时，只计算互补的区域Tm才有贡献。
计算Tm只有和模板互补的区域对对于引物的Tm，过低，是因为他们误把保护碱。
不少战友设计的引物都Tm 非你的酶切位点也与模板互补）反应的诸多困难。
引物设计原则及酶切位点选择和设计
引物设计原则及酶切位点选择和设计1.引物长度：引物长度通常在15-30个碱基对之间，过短的引物可能无法在目标DNA上特异性结合，而过长的引物则会增加非特异性杂交的风险。
2.引物GC含量：引物应具有适度的GC含量，一般在40-60%之间，以确保引物的稳定性和特异性结合能力。
3.引物互补性：引物对的互补性应满足一定的要求，即引物内部无内部连续互补序列，以免引物产生二次结构或引发非特异性杂交。
4.引物末端设计：引物设计时应考虑5'端和3'端的碱基配对，确保引物在目标序列上合理附着并提高扩增效率。
5.引物目标区域选择：引物的目标区域应在目标序列上具有充分的特异性，尽量避免引物与非目标序列相互作用。
酶切位点选择和设计：1. 利用enzyme切割DNA是一种常见的分子生物学技术，合理选择和设计酶切位点十分重要。
酶切位点应在目标序列中具有充分的特异性，尽量避免位点在非目标序列中出现，以避免非特异性切割。
2.酶切位点的选择应考虑应用的需求，例如PCR扩增、限制性酶切鉴定等。
对于PCR扩增，可根据目标序列设计引物，保证引物包含酶切位点，同时也满足引物设计的原则；对于限制性酶切鉴定，应选择与限制性酶切位点有相关性的序列。
3.酶切位点的设计还应注意酶切位点周围的序列，避免引物或其他片段在PCR扩增过程中产生不必要的相互作用。
4.酶切位点的设计还需注意所选择的酶切酶的酶切活性，以确保酶能够切割目标序列，并尽量减少切割非目标序列的风险。
5.在实验设计中，还需考虑酶切位点的数量以及其相对位置，尽量避免多个位点靠得太近或相互重叠，以减少酶切产生的DNA片段数目和长度。
同时还需注意位点之间的横向特异性，以避免相同或相似的位点出现在非目标序列中。
总之，引物设计和酶切位点选择是分子生物学实验中关键的环节，合理的设计和选择能够提高实验的特异性和效率，有助于更好地进行目标序列扩增和酶切等操作。
引物设计原则及酶切位点选择和设计
引物设计原则及酶切位点选择和设计[整理]：最初的时候，由于害怕设计酶切位点最后且不开，所以经常采用最通用的方法，用T载体克隆解决问题，但后来发现她也有问题，就是浓度提不上去，你需要体大量的载体来酶切，所以感到还是直接扩增好一点。
但这就需要你仔细设计引物。
连入质粒中的重要目的就是进行酶切和连接，当然首先就是在想要合成或者是进行PCR扩增出靶基因的时候在核酸的两端接入酶切位点，酶切位点是与你的质粒的特点相关的，可以在质粒的图谱说明书上找取相应的位点，进行设计。
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因此，紧挨在一起，只能切一个，除非恰好是与上面两个酶在一起的酶切位点。
我看promega的说明书上说，最好隔四个。
还有一种情况是：不能有碱基的交叉，比如AGATCTTAAG，这样的位点比较难切。
两个酶切点最好不要是同尾酶（切下来的残基不要互补），否则效果相当于单酶切。
最好使用酶切效率高的。
最好使用双酶切有共同buffer的酶。
最好使用较常用的酶（如hind3，bamh1，ecor1等），最好使用自己实验室有的酶，这样可以省钱。
Tm的计算，关于Tm的问题，很多的战友都有疑惑。
其实园子里有很多的解释了。
Tm叫溶解温度（melting temperature, Tm），即是DNA双链溶解所需的温度。
大家可以理解，这个温度是由互补的DNA区域决定的，而不互补的区域对DNA的溶解是没有作用的。
因此，对于引物的Tm，只有和模板互补的区域对Tm才有贡献。
计算Tm时，只计算互补的区域（除非你的酶切位点也与模板互补）。
不少战友设计的引物都Tm过低，是因为他们误把保护碱基和酶切位点都计算到Tm里了，最后的结果是导致了PCR反应的诸多困难。
设计引物如何设计酶切位点
经常有战友对一些常见问题在丁香园反复问答了很多遍，所以希望园子中一些战友，特别是低分与0分战友，能将好的帖子归纳总结了一下，并结合自己的经验整理，一方面这是个学习提高的过程，另一方面也能帮助大家解决这方面的问题。
同时如有不当或不完善的地方，希望各位战友不断补充，争取有朝一日我们能把园子里战友的经验系统整理，给大家以帮助。
我先把设计引物如何设计酶切位点这方面的帖子整理一下，因为昨天一下子看到三个相似问题。
原帖如下：我想向你求教一个问题,假如说我想把胰岛素基因和腺病毒载体连接起来,如何确定设计目的基因PCR时的引物呢?和相应的限制性核酸内切酶呢?谢谢老师能给予讲解,谢谢[整理]：最初的时候，由于害怕设计酶切位点最后切不开，所以经常采用最通用的方法，用T载体克隆解决问题，但后来发现她也有问题，就是浓度提不上去，你需要体大量的载体来酶切，所以感到还是直接扩增好一点。
但这就需要你仔细设计引物。
连入质粒中的重要目的就是进行酶切和连接，当然首先就是在想要合成或者是进行PCR扩增出靶基因的时候在核酸的两端接入酶切位点，酶切位点是与你的质粒的特点相关的，可以在质粒的图谱说明书上找取相应的位点，进行设计。
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最好使用酶切效率高的。
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引物设计原及酶切位点选择和设计
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因此，紧挨在一起，只能切一个，除非恰好是与上面两个酶在一起的酶切位点。
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还有一种情况是：不能有碱基的交叉，比如AGATCTTAAG，这样的位点比较难切。
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最好使用较常用的酶（如hind3，bamh1，ecor1等），最好使用自己实验室有的酶，这样可以省钱。
Tm的计算，关于Tm的问题，很多的战友都有疑惑。
其实园子里有很多的解释了。
Tm叫溶解温度（melting temperature, Tm），即是DNA双链溶解所需的温度。
大家可以理解，这个温度是由互补的DNA区域决定的，而不互补的区域对DNA的溶解是没有作用的。
因此，对于引物的Tm，只有和模板互补的区域对Tm才有贡献。
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不少战友设计的引物都Tm过低，是因为他们误把保护碱基和酶切位点都计算到Tm里了，最后的结果是导致了PCR反应的诸多困难。
引物加酶切位点的原理
引物加酶切位点的原理
引物加酶切位点是一种在分子生物学实验中常用的技术，用于引导限制性内切酶切割特定的DNA序列。
其原理如下：
1. 设计引物：首先，根据需要切割的DNA序列，设计两个引物。
这两个引物通常位于目标序列的两端，其序列会与目标序列的末端互补配对。
引物的设计要求尽可能准确，以确保引物与目标序列的互补配对能够稳定形成。
2. 引物结合：将设计好的引物与待切割的DNA序列加热至高温，使其双链DNA解链。
随后，将体系温度降低，使引物与DNA序列的互补链能够重新结合。
3. 添加限制性内切酶：在引物结合的体系中添加限制性内切酶。
限制性内切酶是一类能够识别并切割特定DNA序列的酶。
它
们通常与特定的核酸序列互作，并在该序列特定的位置引发剪切作用。
4. 酶切：限制性内切酶与DNA序列中的酶切位点结合，以酶
切作用切割DNA链。
由于引物结合形成的DNA序列中引入
了酶切位点，因此限制性内切酶能够在这些位点上发挥作用，导致DNA序列在酶切位点处断裂。
5. 分析：酶切作用后，可通过各种分析方法来检测DNA序列
的切割情况。
常见的方法包括琼脂糖凝胶电泳、聚合酶链反应（PCR）、或者直接观察DNA条带的可见性。
总结起来，在引物加酶切位点的方法中，引物的设计与酶切位点的结合是关键步骤。
通过合理设计引物，并选择适合的限制性内切酶，可以实现精确的DNA序列切割。
这对于分子生物
学研究、基因工程、或者遗传性疾病诊断等领域具有重要意义。
PCR引物设计酶切位点保护
PCR引物设计酶切位点保护酶切位点保护是指在PCR引物的设计中避免引物与目标DNA片段上可能的酶切位点发生内切。
内切是DNA酶切酶将DNA序列切割为两段的过程。
如果酶切位点在PCR引物的靶序列上，PCR扩增后的产物可能会被酶切导致短小片段的产生。
这种情况下会影响PCR的特异性和扩增效率。
因此，为了保护酶切位点，我们需要在设计PCR引物时注意以下几点：1.避免引物包含酶切位点：在设计引物的时候，可以使用一些基因分析软件或数据库来查找可能的酶切位点。
如果目标序列上存在多个酶切位点，应尽量避免引物与这些位点发生重叠。
可以通过调整引物的位置或序列来避免重叠。
2.引物设计时考虑位点长度：不同的酶切位点具有不同的长度要求。
在设计引物时，应考虑不同位点的酶切长度，并确保引物的长度远大于所考虑的位点长度。
这样可以避免在PCR扩增过程中引物与位点发生内切。
3.考虑酶切位点的限制性：有些酶切位点具有特定的限制性，即只在特定的序列上发挥作用。
在引物设计中，如果目标序列上的酶切位点是特定限制性的，可以选择避免引物与这些位点发生重叠，或者调整引物的位置使其尽量远离位点。
4.引物序列的选择和优化：在设计引物时，可以使用引物设计软件来评估引物的特异性和自身的稳定性。
通过优化引物的碱基组成、GC含量、熔解温度等参数，可以增加引物的特异性和PCR扩增的效率。
总之，PCR引物设计中的酶切位点保护是确保PCR扩增特异性和效率的重要考虑因素。
通过避免引物与目标DNA上的酶切位点重叠、考虑位点长度和限制性、优化引物序列等方法，可以有效地保护酶切位点，提高PCR扩增的可靠性和准确性。
载体结构设计酶切位点和引物原理
载体结构设计酶切位点和引物原理一、概述随着生物技术的发展，载体结构设计在基因工程研究中扮演着至关重要的角色。
其中，酶切位点和引物的设计原理对于基因克隆、表达及遗传转化等方面均有重要意义。
本文将从酶切位点和引物的原理出发，探讨载体结构设计的相关内容。
二、酶切位点的设计原理1. 基本概念酶切位点是指DNA序列上特定的核苷酸序列，能够被特定的限制性内切酶识别并切割。
通过合理设计酶切位点，可以实现对DNA序列的特异性切割，为后续的基因工程操作提供必要的前提条件。
2. 设计原则（1）选择适当的限制性内切酶酶切位点的选择应基于限制性内切酶的特异性，并考虑到后续的克隆和操作需求。
通常选择常用的限制性内切酶，如EcoRI、BamHI等。
（2）避免酶切位点的相互重叠在设计酶切位点时，应当避免酶切位点之间的相互重叠，以免出现无法正常切割的情况。
还应考虑酶切位点的相对位置，以保证后续的克隆操作能够顺利进行。
（3）考虑DNA序列的完整性在设计酶切位点时，应当考虑到DNA序列的完整性，避免对基因序列造成不必要的破坏。
还需注意酶切位点的分布情况，以减少对DNA序列的干扰。
3. 应用示例以人类胰岛素基因为例，其序列包含多个酶切位点，如EcoRI和BamHI。
通过合理设计酶切位点，可以实现对人类胰岛素基因的特异性切割，为后续的基因工程操作奠定了基础。
三、引物的设计原理1. 基本概念引物是用于PCR扩增、基因克隆等实验操作中的一种寡核苷酸片段。
合理设计的引物能够与目标DNA序列特异性结合，从而实现对目标序列的扩增和克隆。
2. 设计原则（1）选择合适的引物长度引物的长度应控制在15-30个核苷酸之间，过长或过短的引物容易导致PCR扩增效率低下。
（2）避免引物间的相互作用在引物的设计中，需要避免引物之间的相互作用，以免出现不必要的二聚体或引物假扩增。
（3）考虑引物的特异性引物的设计应基于目标DNA序列的特异性，避免引物与非目标序列结合，从而影响后续实验结果的准确性。
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经常有战友对一些常见问题在丁香园反复问答了很多遍，所以希望园子中一些战友，特别是低分与0分战友，能将好的帖子归纳总结了一下，并结合自己的经验整理，一方面这是个学习提高的过程，另一方面也能帮助大家解决这方面的问题。
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原帖如下：我想向你求教一个问题,假如说我想把胰岛素基因和腺病毒载体连接起来,如何确定设计目的基因PCR时的引物呢?和相应的限制性核酸内切酶呢?谢谢老师能给予讲解,谢谢[整理]：最初的时候，由于害怕设计酶切位点最后切不开，所以经常采用最通用的方法，用T载体克隆解决问题，但后来发现她也有问题，就是浓度提不上去，你需要体大量的载体来酶切，所以感到还是直接扩增好一点。
但这就需要你仔细设计引物。
连入质粒中的重要目的就是进行酶切和连接，当然首先就是在想要合成或者是进行PCR扩增出靶基因的时候在核酸的两端接入酶切位点，酶切位点是与你的质粒的特点相关的，可以在质粒的图谱说明书上找取相应的位点，进行设计。
（一）设计引物前应做的准备工作：准备载体图谱，大致准备把片断插在那个部分对片断进行酶切分析，确定一下那些酶切位点不能用准备一本所买公司的酶的商品目录，便于查酶的各种数据及两种酶是否可以配用（二）设计引物所要考虑的问题两个位点应是载体上的，，所连接片断上没有这两个位点，且距离不能太近，往往导致两个酶都切不好。
因此，紧挨在一起，只能切一个，除非恰好是与上面两个酶在一起的酶切位点。
我看promega的说明书上说，最好隔四个。
还有一种情况是：不能有碱基的交叉，比如AGATCTTAAG，这样的位点比较难切。
两个酶切点最好不要是同尾酶（切下来的残基不要互补），否则效果相当于单酶切。
最好使用酶切效率高的。
最好使用双酶切有共同buffer的酶。
最好使用较常用的酶（如hind3，bamh1，ecor1等），最好使用自己实验室有的酶，这样可以省钱。
Tm的计算，关于Tm的问题，很多的战友都有疑惑。
其实园子里有很多的解释了。
Tm叫溶解温度（melting temperature, Tm），即是DNA双链溶解所需的温度。
大家可以理解，这个温度是由互补的DNA区域决定的，而不互补的区域对DNA 的溶解是没有作用的。
因此，对于引物的Tm，只有和模板互补的区域对Tm才有贡献。
计算Tm时，只计算互补的区域（除非你的酶切位点也与模板互补）。
不少战友设计的引物都Tm过低，是因为他们误把保护碱基和酶切位点都计算到Tm 里了，最后的结果是导致了PCR反应的诸多困难。
所以，设计引物的时候，先不管5'端的修饰序列，把互补区的Tm控制在55度以上（我喜欢控制在58以上，具体根据PCR的具体情况，对于困难的PCR，需要适当提高Tm），再加上酶切位点和保护碱基，这样的引物通常都是可用的，即使有小的问题，也可以挽回。
Tm 温度高的引物就比较容易克服3‘发卡、二聚体及3'非特异结合等问题。
简单的计算公式可以用2+4的公式。
若你计算的Tm值达到了快90 ，不包括酶切位点。
引物公司给你发的单子是包括酶切位点的。
自己可以再估计一下。
如你设计了带酶切位点的引物，总长分别为29、33个碱基，去掉酶切位点和保护碱基，分别为17、21个碱基。
引物公司给的单子是70多度，实际用的只有50度，用55度扩的结果也差不多。
其它关于Tm值的计算，有用PP5.0进行评价的，需要考虑的参数包括：base number、GC%、Tm、hairpin、dimer、false priming、cross dimer。
退一般退火温度为Tm-5度，退火温度的计算可以不把加入的酶切位点及保护碱基考虑进去，如上所言，PCR几个循环后，引物外侧的序列已经参入了扩增片断中，所以你可以在预变性后多加几步，温度比你Tm值低些（这样可能会增加非特异性），Tm值是你包括酶切位点及保护碱基的Primer计算出来的。
1.一般在5'端加保护碱基,如果你扩增后把目的条带做胶回收转入T-VECTOR或者其它的载体的话,酶切时可以不需加保护碱基 2.有人的经验加入酶切位点的引物可以和未加入时使用相同的退火温度,结果也还是令人满意。
关于引物二聚体，最好用primer或是其他设计引物的软件进行计算一下，看看引物之间的△G（自由能）的绝对值，如果小于10，一般是问题的。
如果稍大，PCR时可以提高一下退火温度，一般是没有问题的。
如果3’端形成二聚体，并且自由能绝对值较大，如果PCR没有条带，建议重新设计引物。
此外，所加的三个核苷酸的保护序列经过尽心设计有时也可以降低二聚体的△G。
在设计酶切位点时，最好能尽可能多的利用引物本身的碱基。
这是因为，一个特异性引物一般都是20bp左右，再加上酶切位点序列和保护性碱基，大致就是28bp 左右了。
而我们在设计退火温度时，与引物的长度有关，比正常的引物(20bp) 的Tm肯定要高一些。
如果我们能利用引物自身的部分序列，就可以有效地减少引物的长度。
还有，有些酶是离不开末端序列的，因此，在设计一个酶位点时，最好把该酶的性质弄清楚设计时限制性酶切位点是应该在5’端的顶端。
在设计引物时，常在5‘端添加酶切位点，以利于PCR产物连接到载体。
设计引物时保证在最后5个核苷中含有3个A或T。
先用软件设计出合适的引物，引物的3’端是引发延伸的起点，因此一定要与模板准确配对，应尽量避免在引物3’端的第一位碱基是A。
（容易错配）引物3’端最佳碱基的选择是G和C，因为他们形成的碱基配对比较稳定。
目的序列上并不存在的附加序列，如限制位点和启动子序列，可以加入到引物5'端而不影响特异性。
当计算引物Tm值时并不包括这些序列，但是应该对其进行互补性和内部二级结构的检测。
酶切位点都需要保护碱基以利于内切酶的有效切割。
酶切位点前加保护碱基 1，两个酶切点至少隔上3个碱基，在做载体构建的时候设计引物扩增片段进行定向连接，除了酶切位点，还要在两端加一个三个核苷酸的保护序列，否则PCR产物很难被酶切，因此就会导致连接失败，因为内切酶需要一定的辅助性碱基才能顺利切割，在没有辅助碱基的情况下，有的酶是可以切割的，比如：SalI和SpeI，他们不需要辅助性碱基即可切割，但大部分酶是需要辅助性碱基的。
所以引物顺序应是：5’—保护碱基+酶切位点+引物配对区—3’下面是几个战友的讨论，请问：在引物的5‘端加限制酶切位点，只在酶切位点的5‘端加保护碱基可以吗？还是必须要在酶切位点的两侧加保护碱基？是的，只要在5‘端加保护碱基可以了。
其实保护碱基就是要给限制性内切酶一个结合位点，3‘端还有更长的引物序列在，当然不需要再加保护碱基了，下面就来讨论一下这个问题：（下面引自NEB网站）1、寡核苷酸近末端位点的酶切为了解不同内切酶对识别位点以外最少保护碱基数目的要求，NEB采用了一系列含识别序列的短双链寡核苷酸作为酶切底物进行实验。
（这里用的是寡核苷酸！！而不是末端带酶切位点的肽链！）实验结果对于确定双酶切顺序将会有帮助（比如在多接头上切割位点很接近时），或者当切割位点靠近DNA末端时也很有用。
然后NEB就提供了一个表，关于链长和切割效率的。
我觉得这只能说明酶在作用于识别位点时所需占据的链长，并不能说明在设计酶切位点时要加那么长的保护碱基，比如我用的NotI，要加10个碱基，切25个小时才95％的效率，这还是用了20倍的酶量！我师姐只加了4个碱基，也没见出现问题。
2、线性载体近末端位点的酶切将线性载体与相应内切酶（10 units/µg）在适宜温度及缓冲液条件下反应60分钟，随后进行连接和转化。
切割效率=100%-(酶切产物转化子数/再连接产物转化子数)""近末端碱基对数"指的是从识别位点到DNA末端的碱基对数，但并不包括最初切割位点处留下的单链突出碱基。
（解释一下：就像下面这个例子EcoRI 酶切位点NNNG AATTCNNC TTAAG它的近末端碱基对数就是3，而不是4）还没有证据表明单链核苷酸能否提高切割效率，因此在设计PCR引物时应至少加上4个额外碱基。
Not I 7 100 (2) Bluescript SK- Spe I4 100 (1) Bluescript SK-Ksp I1 98 (2) Bluescript SK Xba I拿NotI为例，我觉得NEB给出的这个表的意思是，用Spe I切Bluescript SK 载体，得到带7个近末端碱基对的NotI酶切位点，切1小时，效率是100％，以次类推。
也就是说只有带4个末端碱基就能达到100％的效率，而不是像1所说的要加10个碱基，切25个小时。
因为那是针对寡核苷酸的。
这是我的理解，欢迎大家讨论。
因为我发现很多人都是依据那个表来加保护碱基，不管是求助还是应助别人。
然后在5‘端直接加上所需的限制性酶切位点而无需考虑引入的位点和模板的互补配对情况另外保护碱基是不是也不需要与模板对应位置配对以前讨论过这个问题，其实保护碱基的问题可以归纳为几条：1）大多数常用酶，根据NEB公司切割线性化的双链DNA片段的实验数据添加，2）某些比较常用的酶，根据NEB公司双酶先后切割的实验数据解决，参考的文件是NEB公司提供的，见附件3）有些人随意添加3-6个碱基，也是一种做法，我不太赞同，毕竟不同的酶对保护碱基的要求差别很大4）最通用的方法，用T载体克隆解决问题1。
由于内切酶在识别位点时要求位点的两侧都有几个碱基，设计引物的时候，要在位点的外侧至少再加几个碱基？比如 3个碱基－酶切位点－引物。
2。
进行PCR时，是不是要先在较低的温度下反应几个循环，就是以不含酶切位点时引物的Tm－10度，然后再在较高温度做，把引物、酶切位点、额外加入的碱基都包括在内，得到的Tm－10度。
退火温度通常都是不考虑加入的酶切位点及保护碱基的，但要考虑发卡结构，及错误引发率之类的这一段时间为了换载体，重新设计引物花了不少工夫，学了不少东西，希望能和你共勉：1.上下游引物前端个加一个限制性核酸内切酶位点，加保护碱基并不是你所说的“内切酶在识别位点时要求位点的两侧都有几个碱基”，只要求在引物5’端加保护碱基；如你需要在上游引物上加Bam HⅠ（5-GAAGCC-3）酶切位点，那么你的保护碱基可以为C、CG或CGC，选择哪一个根据你的需要，是否影响Primer 的Tm值。
关于保护碱基的问题，你可以查new England的相关资料。
Linearized vectors were incubated with the indicated enzymes (10 units/µg) for 60 minutes at the recommended incubation temperature an d NEBuffer for each enzyme. Following ligation and transformation, cleavage efficiencies were determined by dividing the number of transformants fromthe digestion reaction by the number obtained from religation of the linearized DNA (typically 100-500 colonies) and subtracting from 100%. "Base Pairs from End" refers to the number of double-stranded base pairs between the recognition site and the terminus of the fragment; this number does not include the single-stranded overhang from the initial cut. Since it has not been demonstrated whether these single-stranded nucleotides contribute to cleavage efficiency, 4 bases should be added to the indicated numbers when designing PCR primers. Average efficiencies were rounded to the nearest whole number; experimental variation was typically within 10%. The numbers in parentheses refer to the number of independent trials for each enzyme tested (from Moreira, R. and Noren, C. (1995), Biotechniques, 19, 56-59).Note: As a general rule, enzymes not listed below require 6 bases pairs on either side of their recognition site to cleave efficiently.寡核苷酸近末端位点的酶切为了解不同内切酶对识别位点以外最少保护碱基数目的要求，NEB 采用了一系列含识别序列的短双链寡核苷酸作为酶切底物进行实验。