毒理学实验资料
毒理学实验四
毒理学实验四小鼠骨髓细胞微核试验一、实验目的1、了解微核试验原理2、学习微核试验测定方法二、实验原理微核试验：是用于染色体损伤和干扰细胞有丝分裂的化学毒物的快速检测方法。
微核：是指细胞内染色体断裂或纺锤丝受到影响而在细胞有丝分裂后期留在细胞质中的染色单体或染色体的无着丝粒断片或环。
它在末期以后，单独形成一个或几个规则的次核，被包含在细胞的胞质内而形成。
红细胞在成熟前最后一次分离后数小时可将主核排出，而仍保留微核于PCE细胞中，因此，通常计数PCE细胞中的微核数。
微核形态：圆形或椭圆形，大小相当于细胞直径的1/5～1/20，嗜色性、折光率与主核一致，边缘光滑。
嗜多染红细胞（PCE）：是尚未完全成熟的红细胞，细胞体积多数比正染红细胞（NCE）大，无细胞核，胞浆中富含嗜碱性的核糖体，故Giemsa染色呈灰蓝色。
三、实验动物及器材1、实验动物：健康小鼠，体重25～30g。
2、器材：手术剪、镊子、注射器（1ml）、5号针头、载玻片、显微镜、滤纸、凉片架、染色缸。
3、试剂：甲醇（分析纯），吉姆萨（Giemsa）储存液；1/15mol/L Na2HPO4；1/15mol/L KH2PO4。
四、实验内容及步骤1. 骨髓细胞制片和涂片：小鼠脱颈椎处死，将两腿股骨取下→用滤纸擦去残肉→剪去两端骨质，用1ml 注射器吸取小牛血清，反复冲洗骨髓腔后，点在载玻片上，混匀→推片。
2. 固定待涂片晾干→置甲醇中固定10分钟→取出后晾干。
3. 染色固定完的涂片→Giemsa染液中，染色15分钟→自来水冲洗，晾干。
4. 镜检计数：先以低倍镜、高倍镜粗检（选择细胞分布均匀、疏密适度、形态完整、染色良好的区域），然后在油镜下按一定顺序计数PCE和微核，以有核细胞形态完好作为判断制片优劣的标准。
PCE细胞呈灰蓝色、成熟红细胞呈橘黄或粉红色。
微核多数为圆形，边缘整齐，嗜色性与核质一致，呈紫红色或蓝紫色。
PCE细胞中微核多为一个，也可有两个或以上微核，此时仍按有微核的PCE计算。
毒理学实验报告
毒理学实验报告实验目的本实验旨在通过毒性实验评估不同物质对生物体的毒性作用，为了解它们对健康和环境的影响提供科学依据。
实验原理毒理学是研究物质对生物体产生有害影响的科学。
毒理学实验可以通过实验动物（如小鼠、大鼠、兔子等）或细胞培养试验来评估物质的毒性。
这些实验以确定剂量-反应关系、急性毒性和慢性毒性等为主要指标。
实验设计本实验设计了以下几个实验组：1.对照组：不暴露于任何物质的实验组，用于比较确定物质对生物体的影响。
2.低浓度实验组：被暴露于低浓度物质的实验组。
3.中浓度实验组：被暴露于中等浓度物质的实验组。
4.高浓度实验组：被暴露于高浓度物质的实验组。
每个实验组采用适当数量的实验动物或细胞进行测试，实验周期为一定时间。
实验过程中记录下实验动物或细胞的生长情况、行为表现和生理指标等数据。
实验步骤1.动物实验：–预先准备好实验动物（如小鼠）并适应实验环境。
–根据实验设计将动物随机分为不同实验组。
–注射不同浓度的物质或通过其他途径让动物接触到物质。
–观察和记录动物在实验期间的行为和生理反应。
–完成实验后，进行动物解剖并采集必要的器官（如肝脏、肺等）样本。
–对样本进行相关分析，评估物质对不同器官的影响。
2.细胞实验：–预先准备好细胞培养试验所需的细胞系。
–根据实验设计将细胞分为不同实验组。
–添加不同浓度的物质到相应实验组的培养基中。
–在一定时间内观察和记录细胞的生长情况、细胞形态和细胞代谢等指标。
–根据实验设计，进行进一步的细胞分析（如细胞凋亡检测、细胞周期分析等）。
–对结果进行统计和数据分析，评估物质对细胞的毒性作用。
实验结果及讨论根据实验数据和观察结果，可以得到以下结论：1.不同浓度的物质对实验动物（或细胞）的生长和行为表现产生不同程度的影响。
2.高浓度物质组对实验动物（或细胞）造成更明显的损害，如生长受限、器官功能异常等。
3.急性毒性指标显示，高浓度物质组的急性毒性作用较低浓度物质组更为显著。
4.慢性毒性指标显示，在长期暴露下，高浓度物质组对实验动物（或细胞）的影响更为明显。
毒理学实验报告
毒理学实验报告毒理学实验报告引言：毒理学是研究毒物对生物体产生的有害效应的科学。
毒理学实验是评估和研究毒物对生物体的毒性的重要手段之一。
本文将介绍一项关于某种化学物质的毒理学实验。
实验目的：本实验的目的是评估化学物质X对小鼠的急性毒性和慢性毒性，并研究其可能的致癌性。
实验设计：1. 急性毒性实验：将实验小鼠分为不同剂量组和对照组，分别给予不同剂量的化学物质X。
观察小鼠在给药后的行为、体重变化、死亡情况等指标，以评估化学物质X的急性毒性。
2. 慢性毒性实验：将实验小鼠分为长期接触组和对照组，长期给予化学物质X。
观察小鼠在长期接触后的行为、体重变化、器官病变等指标，以评估化学物质X的慢性毒性。
3. 致癌性实验：将实验小鼠分为不同剂量组和对照组，长期给予化学物质X。
观察小鼠在长期接触后的肿瘤发生情况，以评估化学物质X的致癌性。
实验结果：1. 急性毒性实验结果显示，高剂量组的小鼠在给药后出现明显的中毒症状，如食欲减退、运动能力下降等。
部分小鼠在给药后短时间内死亡。
低剂量组的小鼠则没有出现明显的中毒症状，但体重增长速度较对照组较慢。
2. 慢性毒性实验结果显示，长期接触化学物质X的小鼠在行为上出现明显的异常，如活动减少、毛发脱落等。
体重增长速度较对照组明显减慢。
解剖观察发现，部分小鼠出现肝脏、肾脏等器官的病变。
3. 致癌性实验结果显示，长期接触高剂量化学物质X的小鼠中出现了肿瘤的发生。
肿瘤种类包括肺癌、肝癌等。
低剂量组和对照组的小鼠中未观察到肿瘤的发生。
讨论：根据实验结果，可以得出以下结论：1. 化学物质X对小鼠具有急性毒性和慢性毒性。
高剂量给药会导致小鼠出现明显的中毒症状和死亡，低剂量给药会导致小鼠体重增长速度减慢。
2. 长期接触化学物质X会引起小鼠行为异常、体重减慢和器官病变。
这表明化学物质X对小鼠的慢性毒性较明显。
3. 长期接触高剂量化学物质X会增加小鼠发生肿瘤的风险，表明化学物质X可能具有致癌性。
结论：本实验结果表明，化学物质X对小鼠具有急性毒性、慢性毒性和致癌性。
药理毒理学实验
药理毒理学实验
药理毒理学实验是指研究药物对机体生理和病理过程的影响以及药物的毒性和安全性的实验研究。
这些实验常用于药物的开发、评价和监管。
药理学实验常包括以下方面的研究：
1. 药物在体内的吸收、分布、代谢和排泄过程；
2. 药物对生理系统和器官的作用机制和效应；
3. 药物对生理参数（如血压、心率、血糖等）的影响；
4. 药物的药效学研究，如测定最小有效剂量、最大耐受剂量等。
毒理学实验主要研究药物对机体引起的毒性反应，包括急性毒性、慢性毒性和亚慢性毒性等。
常用的毒理学实验包括：
1. 急性毒性实验：用于确定药物对动物的一次性剂量引起的毒性反应；
2. 慢性毒性实验：用于评估长期接触药物对动物的毒性效应；
3. 亚慢性毒性实验：用于评估中长期接触药物对动物的毒性效应；
4. 各种毒性指标的测定，如致死剂量、半数致死剂量、致畸性、致癌性等。
药理毒理学实验通常在动物模型中进行，常用的动物包括小鼠、大鼠、猴等。
实验设计需要符合伦理规范，并进行必要的安全措施，以确保实验过程安全且可靠。
值得注意的是，药理毒理学实验虽然可以提供药物效果和毒性的初步评估信息，但实验结果在转化到人类临床应用方面仍需要进行更进一步的研究和验证。
毒理学资料
毒理学资料解释毒理学资料包括化学毒物的急性毒性、刺激性、亚急性和慢性毒性、致突变性、生殖毒性及致癌性。
急性毒性选用的急性毒性指标为半数致死剂量或浓度 ( LD50 或 LC50)，即引起受试动物（大鼠rat小鼠mouse）半数死亡的剂量或浓度。
指使实验动物一次染毒后，在14天内有半数实验动物死亡所使用的毒物计量。
LD为Lethal dose(致死剂量)的缩写，标志数值：经口摄：固体LD50≤500mg/kg，液体LD50≤2000mg/kg；经皮肤接触24h，LD50≤1000m g/kg；吸入粉尘、烟雾及蒸气半数致死浓度LC50≤10mg/L例如：LD50≤1000mg/kg就是说，人的重量70kg的话，摄入70g为中毒死掉1 剧毒品急性毒性为：经口LD50≤5mg/kg；经皮接触24h LD50≤40mg/kg；吸入1h LC50≤0.5mg/L。
2 有毒品急性毒性为：经口LD50：5 -50mg/kg；经皮接触24h LD50：40 - 200mg/kg；吸入1h LC50：0.5 - 2mg/L。
3.3 有害品急性毒性为：固体经口LD50：50 - 500mg/kg；液体经口LD50：50 - 2000mg/kg；经皮接触24h LD50：200 - 1000mg/kg；吸入1h LC50：210mg/L。
亚急性和慢性毒性动物经亚急性和慢性染毒后的毒作用表现及组织病理学检查所见。
刺激性为毒物对动物眼睛和皮肤的刺激性实验数据。
刺激强度分轻度、中度和重度。
致突变性以沙门氏菌回变试验(Ames试验)数据为主，适当收录大小鼠、人及其它试验数据。
生殖毒性以动物(尤其是大小鼠)吸入和口服的生殖毒性实验数据为主；均为最低中毒剂量或浓度(TDL0或TCL0)下的数据。
致癌性采用国际癌症研究中心 (IARC) 专家小组的评定结论。
毒理学实验报告
毒理学实验报告
《毒理学实验报告》
摘要：本实验旨在研究不同毒物对生物体的毒性影响，通过实验观察和数据分析，得出毒物对生物体的毒性程度以及可能产生的健康危害。
实验结果表明，不同毒物对生物体的毒性影响存在差异，一些毒物可能对健康造成严重危害，需要引起高度重视。
1. 实验目的
本实验旨在研究不同毒物对生物体的毒性影响，通过实验观察和数据分析，得出毒物对生物体的毒性程度以及可能产生的健康危害。
2. 实验材料和方法
（1）实验材料：实验中使用了多种毒物，包括有机化合物、重金属离子等。
（2）实验方法：将不同毒物溶液滴加到小白鼠身上，观察其反应并记录下来。
同时，将不同浓度的毒物溶液滴加到细胞培养基中，观察细胞的生长情况。
3. 实验结果
（1）小白鼠实验：实验结果表明，不同毒物对小白鼠的毒性影响存在差异，一些毒物可能对小白鼠的健康造成严重危害，例如导致呼吸困难、肌肉痉挛等症状。
（2）细胞培养实验：实验结果显示，不同浓度的毒物溶液对细胞的生长情况产生了明显影响，高浓度的毒物溶液会导致细胞死亡或凋亡。
4. 讨论与结论
通过本实验的研究，我们得出了不同毒物对生物体的毒性程度以及可能产生的健康危害。
实验结果表明，毒物的毒性影响存在差异，一些毒物可能对健康造
成严重危害，需要引起高度重视。
因此，在日常生活和工作中，我们应该加强对毒物的认识和防范，避免接触和使用可能对健康造成危害的毒物。
同时，加强对毒物的毒性影响研究，为保障人类健康提供科学依据。
《毒理学实验基础》课件
通过统计图表（如柱状图、折线图、散点 图等）直观地展示实验数据和分析结果。
05
毒理学实验的应用与展望
毒理学实验在药物研发中的应用
药物安全性评价
毒理学实验是药物研发过程中评 估药物安全性的重要手段，通过 动物实验观察药物对机体的毒性 作用，为新药上市提供安全性依
据。
药物作用机制研究
毒理学实验可以帮助研究药物的 作用机制，了解药物在体内的代 谢、转化和毒性作用机制，为新
生态风险评估
毒理学实验可以帮助评估人类活 动对生态环境的潜在风险，预测 污染物对生物多样性和生态平衡 的影响，为环境保护和可持续发 展提供支持。
环境修复与治理
毒理学实验可以用于环境修复与 治理过程中，研究生物修复技术 的有效性，评估治理措施对环境 的影响，提高环境治理的效果。
毒理学实验的发展趋势与展望
实验动物的选择
实验动物种类
01
选择适合的实验动物种类，如小鼠、大鼠、豚鼠、家兔等，以
满足实验需求。
实验动物品系
02
根据实验目的和要求，选择不同品系的实验动物，以确保实验
结果的准确性和可靠性。
实验动物年龄与性别
03
根据实验目的和要求，选择不同年龄和性别的实验动物，以确
保实验结果的准确性和可靠性。
染毒方法与途径
盲法原则
实验过程中应保持盲态，避免主观偏见对实 验结果的影响。
实验数据的收集与整理
数据记录
准确、完整地记录实验数据，包括实验对象的基本信息、实验条件、观察指标等。
数据整理
对实验数据进行分类、排序、筛选等处理，使其更易于分析和解释。
数据核对
对实验数据进行核对，确保数据的准确性和完整性。
数据保密
毒理学实验
积分
0 1 2 3 4
0 1 2 3 4
应选作实验动物。 – (6)消化道：无呕吐、腹泻，粪便成形，肛门附近被毛洁净。 – (7)神经系统：无震颤、麻痹。若动物(大鼠、小鼠)出现圆圈动
作或提尾倒置呈圆圈摆应放弃该动物。 – (8)四肢及尾：四肢、趾及尾无红肿及溃疡。
（二）动物性别鉴定
• (1)大鼠、小鼠：主要依肛门与生殖孔间的距离 区分，间距大者为雄性，小者为雌性。成年雄鼠 卧位可见到辜丸，雌性在腹部可见乳头。
1：k系列稀释法 • 最大剂量组浓度C1 （母液浓度）
C1=200mg/kg=2mg/10g 0.2ml/10g→2mg/0.2ml=10mg/ml • 每组最大体积m=20ml（设每只鼠需2ml
） • k：相邻两组剂量之比=64.89/85.981=0.75 • V总=m/（1-k）=81.53ml（各组母液和
急性毒性、急性毒性分级标准
• 急性毒性：一次或多次接触，短时间产生 的毒性效应，包括一般行为和外观改变， 大体形态改变以及死亡效应等。
• 农药的急性毒性分级：低、中、高、剧毒
LD50计算方法
• 改良寇氏法：计算简便，准确率高，常用 • 霍恩法 • 序贯法 • Bliss法
改良寇氏法要求
• 每组动物数相等 • 各剂量组组距呈等比级数 • 死亡呈正态分布 • 最低剂量组死亡<20% • 最高剂量组死亡>80%
表 1 皮肤刺激反应评分 皮肤反应
红斑和焦痂形成 无红斑 轻微红斑（仅仅可觉察到） 明显红斑 中等程度到重度程度红斑 严重红斑（轻微的结痂）至轻度焦痂（深度损伤）
水肿形成 无水肿 很轻微水肿（仅仅可觉察到） 轻微水肿（肿起部位边界清楚） 中度水肿（隆起约 lmm） 严重水肿（隆起约 lmm，超出染毒部位）
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实验一毒理学实验的基本操作一、实验目的1、了解动物实验是毒理学研究的重要手段之一2、掌握小鼠动物实验的基本操作技术二、实验器材与试剂电子称、小鼠固定器、注射器（3号针头）、灌胃针（12号针头）、棉签、镊子、眼科镊、毛细管、小号毛笔、品红、苦味酸、生理盐水、巴比妥钠、报纸、5ml离心管三、实验内容1. 实验动物的抓取和固定。
2. 实验动物的选择、性别鉴定、随机分组及标记。
3. 实验动物的给药途径（麻醉）：灌胃及腹腔、尾静脉、皮下注射。
4. 实验动物的采血：摘取眼球法。
5. 实验动物的处死：颈椎脱臼法。
实验动物的种类——小鼠（Mouse )（一）小鼠的捉拿、固定（二）辨别小鼠的性别，小鼠的编号及染色方法，完全随机分组1. 颜料涂擦被毛编号法（常用于大小鼠）：红色：0.5%中性红或品红溶液黄色：3-5%苦味酸溶液（水）80-90%苦味酸酒精饱和溶液2. 实验动物的分组——完全随机分组法将符合实验要求的40只小白鼠随机分配到A，B两组。
（1）动物编号1-40；（2）根据随机数字表，任意指定第10行第15列，从左到右依次读取40个两位的随机数字；（3）对随机数字按大小顺序排序，如数字相同，按先后顺序，先出现的为小；（4）随机数字序号为1~20号对应的小鼠分为A组，21~40号对应的小鼠分为B组。
（三）常用给药方法1、经消化道给药法A自动摄取法B灌胃给药法：小鼠专用灌胃针由注射器和喂管组成，喂管长约1nm，喂管尖端焊有一金属小圆球，金属球中空，用途是防止喂管插入时造成损伤。
金属球弯成20度角，以适应口腔与食道之间弯曲。
将喂管针头尖端防放进小鼠口咽部，顺咽后壁轻轻往下推，喂管会顺着食管滑入小鼠的胃，插入深度约3cm。
用中指与拇指捏住针筒，食指按着针竿的头慢慢往下压，即可将注射器忠的药液灌入小鼠的胃中。
在插入过程中如遇到阻力或可看见1/3的针管，说明灌胃并没有插入胃中，需要取出重新操作。
2、注射给药法A皮下注射B腹腔注射(巴比妥钠)：左手提起并固定小鼠，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部，右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺，针头刺入皮肤后进针3nm左右，接着使注射针头与皮肤呈45°角刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。
固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。
注射量为0.1-0.2ml/10g体重。
C尾静脉注射3、涂布给药法药物经皮肤吸收、局部作用或致敏作用时间根据药物性质和要求定（四）摘除眼球采血左手抓住小鼠颈部皮肤，轻压在实验台上，取侧卧位，左手食指尽量将小鼠眼周皮肤往颈后压，使眼球突出。
用眼科弯镊迅速夹去眼球，将鼠倒立，用器皿接住流出的血液。
采血完毕立即用纱布压迫止血。
每次采血量0.6-0.1mL（五）实验动物的处死方法大白鼠、小白鼠：脊椎脱臼法断头法急性放血法空气栓塞法实验二小鼠骨髓细胞微核实验(一)目的通过本次实验，学习和掌握小鼠骨髓多染红细胞（PCE)微核测定方法。
(二)原理微核试验是用于染色体损伤和十扰细胞有丝分裂的化学毒物的快速检测方法。
微核是指存在干细胞中主核之外的一种颗粒.大小相当于细胞直径的1/20~1/5,呈圆形或杏仁状，其染色与细胞核一致，在间期细胞中可以出现一个或多个。
一般认为微核是细胞内染色体断裂或纺锤丝受影响而在细胞有丝分裂后期滞留在细胞核外的遗传物质。
所以，微核试验能检测化学毒物或物理因素诱导产生的染色体完整性改变和染色体分离改变这两种遗传学终点。
微核可以出现在多种细胞中，但在有核细胞中较难与正常核的分叶及核突出物相区别。
由于红细胞在成熟之前最后一次分离后数小时可将主核排出，而仍保留微核于PCE细胞中，因此通常计数PCE细胞中的微核。
(三)器材与试剂1.器材手术刀、手术剪、无齿镊、小型弯止血钳、干净纱布、带橡皮头吸管、台式离心机、刻度离心管、晾片架、电吹风机、玻璃蜡笔、玻璃染色缸,2m1注射器及针头、载玻片及推片、定时钟、带油镜头显微镜、细胞计数器。
2.试剂甲醇(分析纯)、甘油(分析纯)、小牛血清、生理盐水、Giemsa储备液(取Giemsa染料1g，甘油66m1，甲醇60m1。
先将染料置于研钵内，加人少量甘油混合研细，再分次倾人剩余的甘油继续研磨，然后转移至烧杯内，盖上玻璃表面皿，置60℃水浴2h，取出待冷却后加人甲醇，混合静置2周后，过滤于棕色瓶内，存放阴凉处。
该储备液存放的时间越长，染色效果越好。
临用时用pH6.B的磷酸盐缓冲液配制为10%的应用液)、pH6.8的磷酸盐缓冲液。
(1) 1/15mo1/L磷酸二氢钾溶液:称取分析纯KH2PO4 9.06g，用蒸馏水溶解并定容至100Oml。
(2) 1/15moI/L磷酸氢二钠溶液:称取分析纯Na2HPO4 9.45g用蒸馏水溶解并定容至1000ml。
（3) pH6.8的磷酸盐缓冲液:取1/15mol/L的磷酸二氢钾溶液50.40 m1和1/15mol/L的磷酸氢二钠溶液49.60m1，两者混合均匀即成。
3.阳性对照物环磷酞胺或丝裂霉素C。
(四）操作步骤1.试验动物及处理（1）动物选择:一般常用的试验动物为大、小鼠。
以小鼠使用最为广泛，要求体重18~~20g，7~12周龄。
每组小鼠数量10只，雌雄各半。
(}〕染毒途径:根据研究目的或受试化学毒物性质的不同，可分别选用经口、经皮、经呼吸道及注射等染毒途径。
但原则上应尽可能采用与人体接触化学毒物相同的途径。
(3)染毒次数及取样时间:研究证实化学毒物需在靶器官内蓄积至一定的浓度才具有致突变作用。
不同化学毒物诱发微核出现的高峰时间也不尽相同。
波动范围可以达到24~72h。
这就要求在接触化学毒物后设立不同的采样时间点。
考虑到以上两方面的原因，建议采用多次染毒的方法。
其中以4次染毒比较方便合理。
即每天染毒一次，连续4天，第5天取样。
这样，取样一次就能覆盖24~72h高峰，如果高峰延迟到96h也不会漏掉。
(7)剂量选择:受试化学毒物的最大剂量除受溶解度大小所限外，应达到最大耐受量。
一般情况下，应设3~5个或更多剂量组，剂量覆盖的范围要达到3个数量级以上。
同时还应设立阳性对照组和阴性对照组。
阳性对照组可用环磷酞胺(50~100mg/kg)或丝裂霉素C(lOmg/kg)腹腔注射1次或2次。
阴性对照组使用等体积的溶剂。
2.骨髓液的制备和涂片试验动物最后一次染毒后.按确定的时间用颈椎脱臼或麻醉的方法将其处死，四肢固定于解剖板，将腹中线被毛浸湿，剖开胸腹部，取下胸骨，擦净血污、剔去肌肉，剪去骨垢，用小型弯止血钳将骨髓挤于有一滴小牛血清的清洁载玻片上，混合均匀后推片。
也可在动物处死后，迅速用手术剪将其两腿股骨取下，剔去肌肉，用生理盐水洗去血污和碎肉，剪去两端的骨髓，用带针头的2m1注射器吸取小牛血清，插人骨髓腔内，将骨髓冲人离心管，然后用吸管吹打骨髓团块使其均匀，以1000r/min离心lOmin，弃去多余的上清液，留下约0.5m1与沉淀物混匀后，用滴管吸取并滴一滴在清洁的载玻片上，推片。
阳性及阴性对照组按上述方法同时进行处理。
3.固定将推好晾干的骨髓片放人染色缸中，用甲醇溶液固定15min，取出晾干。
不能及时染色的涂片也应固定后保存。
4.染色将固定晾干后的涂片，用新鲜配制的Giemsa应用液(Giemsa储备液1份加pH6.8的磷酸盐缓冲液9份)染色10~15min，然后冲洗掉玻片上的染色液，置晾片架上晾干。
5.观察计数先在低倍镜下进行观察，选择分布均匀，染色较好的区域，再在油镜下观察计数。
PCE细胞呈灰蓝色，正染红细胞（NCE）呈橘黄色。
细胞中含有的微核多数呈圆形，边缘光滑整齐，嗜色性与核质一致，呈紫红色或蓝紫色。
一个细胞内可出现一个或多个微核。
计数1000个PCE中含微核的PCE数，并且计数200个细胞中PCE与NCE的比值。
(五)结果分析与评价本试验中只计数PCE中的微核，微核率以千分率表示。
每只动物为一观察单位。
每组的雌、雄动物分别计算微核PCE的均值。
雌、雄动物之间无明显的性别差异时可合并计算结果，否则应分别进行计算;正常的PCE/NCE比值约为1(正常范围为O.6~1.2)。
比值<0. 1，则表示PCE形成受到严重抑制，受试化学毒物的剂量过大，试验结果不可靠。
阴性对照组和阳性对照组的微核发生率，应与试验所用动物种属及品系的文献报道结果或者是与研究的历史数据相一致。
微核试验所获数据资料的频数分布尚无定论，多种统计学方法(如泊松分布、二项分布、X2检验等)均有人用于试验结果的统计分析。
该试验的关键步骤是制作良好的骨髓涂片及优质的染色。
实验三单细胞凝胶电泳实验一目的通过本次实验，学习和掌握单细胞凝胶电泳技术测定方法。
二原理DNA链多为磷酸复合物，在生理条件下DNA的多聚核酸链多呈阴离子状态，当外源性因素（如紫外照射）造成DNA链断裂时，负超螺旋结构变得松散，那么在电场作用下DNA就会以一定速率向正极移动。
在细胞裂解液作用下，细胞膜、核膜等结构受到破坏，胞内蛋白质、RNA及其它成分均扩散到溶液中，而核DNA由于分子量大而只能留在原位。
经碱处理和在碱性电解质的作用后，DNA解旋，损伤的DNA断链及其片段会被释放出来，而在电泳条件下，DNA片段可进入凝胶孔隙发生迁移。
由于这些DNA分子量很小，所以在电泳过程中会离开核DNA向正极移动，形成彗星状的图像。
在一定条件下，DNA迁移距离和DNA含量分布与DNA 损伤程度呈线性相关。
随着DNA损伤程度加剧，断片数目增加，表现为尾部DNA含量增加，彗尾延长，荧光强度加强。
三试剂1.PBS：Na2HPO4·12H2O58g，KH2PO44.8g，NaCl 160g，KCl 4g，配为PH7.4的10×PBS。
2.细胞裂解液：NaCl 146.1g，EDTA37.2g，Tris1.2g，用NaOH调PH至10，定容到800ml，室温保存。
3.细胞裂解液最终应用液：加入新鲜5%Triton×100和10%DMSO，用ddH2O定容到1000ml，充分混匀，使用前4℃冷却1h。
4.电泳液：10mol/LNaOH（200g/500mlddH2O），200mmol/LEDTA-Na2（14.89g/200mlddH2O PH10）两者分别室温保存。
使用时，将30ml 10mol/LNaOH和5ml 200mmol/LEDTA-Na2混合并定容到1000ml。
总制备量取决于电泳槽大小，大槽效果较好。
5.中和液（0.4mol/LTris-HCl缓冲液：）：Tris48.5g溶于800mlddH2O中，用HCl调PH至7.5，定容至1000ml，室温保存。
稀释20倍则得到低渗液，注意PH调为7.4。
6.低熔点琼脂糖（LMPA）和正常熔点琼脂糖（NMPA）均用PBS配制。