可溶性糖含量的测定
可溶性糖的测定方法
可溶性糖的测定方法可溶性糖的测定方法有多种，常用的方法包括显色法、比色法、电化学法和色谱法等等。
下面将详细介绍这些方法的原理和步骤。
1. 显色法：显色法是通过特定的试剂与可溶性糖发生反应，产生有色产物来测定糖含量的方法。
常用的试剂有硝酸铜和菲林试剂。
步骤：1）将待测样品与硝酸铜溶液混合，加热沸腾，反应生成红色沉淀。
2）离心沉淀，取上清液用氨水中和。
3）将中和后的溶液与菲林试剂混合，加热沸腾，产生显色反应。
4）使用分光光度计测定显色溶液的吸光度，根据吸光度与可溶性糖浓度之间的关系，计算样品中可溶性糖的含量。
2. 比色法：比色法是通过将待测样品与特定试剂反应，产生有色产物，并与标准溶液进行比色，从而计算样品中可溶性糖含量的方法。
常用的试剂有邻苯二酚、菲林试剂和磷酸重铈。
步骤：1）将待测样品与试剂混合，使其发生特定反应生成有色产物。
2）根据反应产物的颜色强度，与标准溶液的颜色强度进行比较，计算样品中可溶性糖的含量。
3. 电化学法：电化学法是通过利用可溶性糖在电极表面发生氧化还原反应，测定电流、电势或电导率的变化来确定糖浓度的方法。
常用的电化学方法有极谱法和电导法。
步骤：1）将待测样品与电解质溶液混合，形成电解质溶液。
2）将电解质溶液置于电极中，测量电流、电势或电导率的变化。
3）根据电流、电势或电导率的变化，计算样品中可溶性糖的浓度。
4. 色谱法：色谱法是通过使用色谱柱将样品中的可溶性糖分离，并通过检测分离后的峰面积或浓度来测定糖含量的方法。
常用的色谱技术有气相色谱和液相色谱。
步骤：1）将待测样品溶解，注入色谱柱。
2）通过调节流动相的组成和流速，使样品中的可溶性糖分离。
3）通过检测分离后的峰面积或浓度，计算样品中可溶性糖的含量。
总结：可溶性糖的测定方法有显色法、比色法、电化学法和色谱法等等。
选择合适的测定方法需要根据具体的需求和实验条件来确定。
无论采用哪种方法，都需要在严格控制实验条件的前提下进行，以确保结果的准确性和可重复性。
植物生理学实验：实验四 植物可溶性糖含量的测定(蒽酮比色法)
出，自然冷却至室温，在630nm波长下比色。以标准蔗
糖含量作横坐标，以吸光值作纵坐标作标准曲线。
实验步骤
2. 植物样品中可溶性糖的提取（其他组做，数据共享） 将植物叶片剪碎混匀，准确称取0.3g3份，加入研钵中，
再加入2-3mL水和少量石英砂，研磨后转入试管中，用 水再洗涤2次，均转入试管中。将试管置于沸水浴中提取 30min，提取液过滤至25mL容量瓶，反复冲洗试管及 残渣，定容至刻度。 3. 显色测定（同上）： 吸取0.5mL提取液于试管中，加水1.5mL，蒽酮乙酸乙酯 试剂0.5mL和5mL浓硫酸，混匀，沸水浴中准确保温 1min取出，自然冷却至室温，在630nm波长下比色。
注意一切与浓硫酸操作有关的安全 ！！！不要吝啬用水和卫生纸！！ ！
作业
得出实验结果后，根据标准曲线算出的含糖量 ，写于实验报告上。（之前问题）
管号
0
1糖标准液（mL） 0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0
水（mL）
2 1.8 1.6 1.4 1.2 1.0
蔗糖含量（μg）
0 20 40 60 80 100
（2）在每支试管中立即加入蒽酮乙酸乙酯试剂0.5mL和
5mL浓硫酸，用玻棒混匀，沸水浴中准确保温1min取
。
实验目的；实验材料、仪器设备与试剂
目的：掌握蒽酮法测定可溶性糖含量的原理和方法。 仪器 分光光度计、水浴锅； 天平、试管架、容量瓶、试管、滤纸、漏斗。 试剂 100mg/L葡萄糖标准液；浓硫酸；蒽酮乙酸乙酯试剂 材料：白兰叶片
实验步骤
1. 葡萄糖标准曲线的制作（1组同学做，数据共享）
（1）取6支试管，按下表数据配制一系列不同浓度的葡萄 糖溶液：
实验结果计算与分析
可溶性糖的测定（蒽酮比色法）
可溶性糖的测定——蒽酮比色法原理：可溶性糖与浓硫酸反应生成羟甲基糠醛，其与蒽酮生黄绿或蓝绿的糠醛衍生物，该物质在630nm(620)处有最大吸收峰，其浓度与可溶性糖的含量成正比。
试验用品：电子天平、分光光度计、恒温水浴锅、1mL，2mL，5mL 移液管各一支、容量瓶（根据需稀释倍数选择25或50mL）、10mL 刻度试管或离心管、试管架（别用胶的）、指型管（大一点的便于震荡混匀液体）、漏斗、滤纸、洗瓶试验药品：蒽酮、乙酸乙酯、分析纯蔗糖、浓硫酸（优级纯或分析纯）、蒸馏水试验样品：玉米叶（干样）标液及标曲配制：蒽酮-乙酸乙酯试剂：称取分析纯蒽酮1g溶于50mL乙酸乙酯中，贮于棕色瓶，至于黑暗中保存，如有结晶析出可加热溶解。
1%蔗糖标准液：精确称取1.000g分析纯蔗糖加少量蒸馏水溶解后转入100mL容量瓶中，加0.5mL浓硫酸，用蒸馏水定容至刻度线；100mg/L蔗糖标准液：精确吸取1%蔗糖标准液1mL，加入100mL容量瓶，加水至刻度线。
标曲：项目管号0 1 2 3 4 5各管中蔗糖含量（ug) 0 20 40 60 80 100 100mg/L蔗糖液（ml）0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0 蒸馏水（ml） 2.0 1.8 1.6 1.4 1.2 1.0 蒽酮乙酸乙酯试剂（ml）0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5浓硫酸（ml） 5 5 5 5 5 5 吸光度A630样品测定：称取0.05g样品于干燥的10mL刻度试管中，加蒸馏水10mL后放入水浴锅内沸水浴30min，再过滤到50mL容量瓶内混匀。
取干燥的指型管分别加入1.5mL蒸馏水、0.5mL蒽酮乙酸乙酯试剂、0.5mL样品溶液和5mL浓硫酸快速震荡摇匀后冷至室温比色（摇匀后反应10min左右可放入冷水中冷却）。
结果计算：可溶性糖含量=Mx×V×D×100V1×W×103Mx：标准溶液查得的糖含量（ug）V ：样品总体积（mL）V1：测定时的取用体积（mL）D ：稀释倍数（mg）103：样品重量单位由mg换算成ug的倍数。
可溶性糖含量的测定
可溶性糖含量的测定
切取样品0.5g置入研钵内，加入蒸馏水和少量石英砂研磨至匀浆，将匀浆连同残渣一起定容至100mL的容量瓶中，室温下静置30～60min（每隔5min混匀一次），或离心或过滤，弃去残渣。
取干净试管若干支，分别加入样液1ml和蒽酮试剂5ml，摇匀后于沸水浴中，加热10min，冷却后于620nm下测定吸光值（以标准曲线的空白为零点），并记录数据。
根据标准曲线可计算出每个处理每1g样品所含有的可溶性糖含量。
结果与计算
C＝AN/W
C.样品可溶性糖量（ug/g）；A.标准曲线中得到的可溶性糖量（ug）；N.稀释倍数；W.样品重量（g）。
注意事项：
✧研磨要充分，否则提取样品的糖含量会偏低；
✧研磨后静置的过程要求每隔一段时间将容量瓶上下颠倒混匀这样
可以使糖充分地提取至溶液中；
✧要求严格掌握反应的时间和温度；
✧比色前，需冷却才能比色，否则温度会影响到比色的结果；
✧蒽酮试剂不稳定，易被氧化变成褐色，所以一般为当天配置；
蒽酮试剂的配制：称取0.2g蒽酮溶于100ml98%浓硫酸中。
可溶性糖测定方法
可溶性糖测定方法可溶性糖测定方法是一种常用的分析方法，用于测定食品、饮料、果汁等中的可溶性糖含量。
可溶性糖是指在水中能够溶解的糖类化合物，如葡萄糖、果糖、蔗糖等。
测定可溶性糖含量可以帮助我们了解食品的甜味程度，还可以用于质量控制和产品开发等方面。
目前常用的可溶性糖测定方法主要包括比色法、光度法和高效液相色谱法等。
下面我将分别介绍这些方法的原理和步骤。
首先是比色法。
这种方法基于可溶性糖分子与特定试剂的反应，生成具有一定颜色的复合物。
比色法最常用的试剂是菲龙试剂、安利试剂和硝酸铜试剂等。
测定步骤一般包括样品的准备、试剂的配制和比色测定。
样品的准备通常是将食品或饮料样品经过适当处理后，将溶液通过滤纸滤除杂质。
试剂的配制则是根据给定的比例将试剂与溶剂混合。
比色测定时，则是将样品溶液和试剂溶液混合，并在一定时间内测量其吸光度。
根据比色复合物的吸光度与可溶性糖含量的关系，即可计算出样品中可溶性糖的含量。
其次是光度法。
这种方法是利用可溶性糖溶液对特定波长的光的吸收特性进行测定的。
光度法需要使用专用的光度计或分光光度计进行测量。
测定步骤与比色法类似，首先是样品的准备和试剂的配制，然后将试剂与样品溶液混合，并将混合溶液转移到光度计中进行测量。
光度计会根据样品溶液对光的吸收情况，输出吸光度值。
根据吸光度与可溶性糖浓度的相关关系，可以计算出样品中可溶性糖的含量。
最后是高效液相色谱法。
这种方法需要使用高效液相色谱仪进行分析。
高效液相色谱法是通过样品中可溶性糖与色谱柱中的填料分离，进而进行测定的。
测定步骤包括样品的制备和高效液相色谱仪的设置。
样品的制备一般涉及样品的提取和净化等过程。
提取过程通常使用有机溶剂将可溶性糖从样品中提取出来，净化过程则是通过固相萃取等手段去除杂质。
高效液相色谱仪的设置则是根据样品特性，选择合适的色谱柱，并设置适当的流动相条件和检测波长。
测定时，样品溶液会经过自动进样器注入色谱柱，可溶性糖在柱中与填料相互作用而分离，然后通过检测器检测吸收峰面积或浓度，最终计算出样品中可溶性糖的含量。
可溶性糖含量测定实验的改进
可溶性糖含量测定实验的改进可溶性糖含量测定在许多领域都具有重要意义，如植物生理学、食品科学、医学等。
通过对可溶性糖含量的测定，可以了解植物的生理状态、食品的品质和加工工艺，以及人体血液中血糖的水平等。
因此，对可溶性糖含量测定实验的改进就显得尤为重要。
可溶性糖含量测定主要基于糖类的水解和还原性质。
在碱性环境中，糖类可以被碘化钾氧化，同时生成可滴定的碘。
通过测定消耗的硫代硫酸钠标准溶液的体积，可以计算出可溶性糖的含量。
实验所需材料和设备包括：新鲜植物叶片、氢氧化钠、盐酸、无水乙醇、丙酮、酚酞指示剂、1 mol/L硫代硫酸钠标准溶液、容量瓶、滴定管等。
样品制备：将新鲜植物叶片剪成小段，称取一定质量，加入50 mL 80%乙醇，在80℃下加热10 min，然后过滤得到提取液。
蒸馏：将提取液倒入蒸馏瓶中，加入5 mL浓盐酸，蒸馏至100 mL。
萃取：向蒸馏液中加入10 mL丙酮，用力摇动后静置分层，弃去水层。
滴定：向丙酮层中加入3滴酚酞指示剂，用1 mol/L硫代硫酸钠标准溶液滴定至粉红色。
计算：根据硫代硫酸钠标准溶液的用量和实验条件，计算可溶性糖的含量。
称取样品时要保证叶片的质量和大小基本一致，以保证实验结果的准确性。
在加入盐酸进行蒸馏时要注意安全，避免烫伤。
在萃取步骤中要保证丙酮完全覆盖水层，以确保糖类物质被完全萃取。
在滴定过程中要保证滴定管洁净，避免残留物对实验结果的影响。
每个样品需做至少3个平行实验，以保证实验结果的可靠性。
通过实验，我们得到了不同样品中可溶性糖的含量（表1）。
从表中可以看出，不同样品中可溶性糖的含量存在较大的差异。
通过对不同样品中可溶性糖含量的测定，我们可以发现不同样品之间的糖含量存在差异。
这种差异可能是由于植物生长环境、品种等因素造成的。
实验过程中也需要注意操作细节，如称样量的控制、萃取时丙酮的使用量等，这些因素都会对实验结果产生影响。
因此，需要对实验操作进行精确控制，以提高实验结果的准确性。
可溶性糖含量的测定
可溶性糖含量的测定实验九植物组织中可溶性糖含量的测定2005级生物科学(1)班赵银锁(40508010) 一(实验目的学习可溶性糖测定的蒽酮比色法二(实验原理植物在个体发育的各个时期，代谢活动也发生相应的变化，碳水化合物的代谢也不例外其含量也随之发生变化。
了解可溶性糖含量的变化，在生理上和实践上都有重要的意义。
本实验采用蒽酮比色法测定可溶性糖的含量。
糖在硫酸的作用下生成糠醛，糠醛再与蒽酮作用，形成一种绿色的络合物.在低浓度时，625nm的OD值与糖含量成正相关。
该实验方法简便，但没有专一性，对于绝大部分的碳水化合物都能与蒽酮反应，产生颜色。
三(实验用品721型分光光度计分析天平研钵恒温水浴锅烧杯刻度试管大试管活性炭移液管漏斗酒精(80%)葡萄糖标准溶液:称取已在80?烘箱中烘至恒重葡萄糖100mg,配制成500mL溶液，即得每mL含糖为200μg的标准溶液。
蒽酮试剂:称取1g经过纯化的蒽酮，溶解于1000mL稀硫酸中即得。
稀硫酸溶液由760mL浓硫酸(比重1.84)稀释成1000mL而成。
四(实验步骤1.可溶性糖的提取称取0.5g的新鲜植物叶片，于研钵中加80%酒精4ml，仔细研磨成匀浆，倒入离心管内，置于80?水浴中不断搅拌30min，离心10分钟(5000转/min)，收集上清液于10ml的刻度试管中，其残渣加2ml80%酒精重复提1次，合并上清液。
在上清液中加0.5g活性炭，80?水浴脱色30min,定容至10ml，过滤后取滤液(稀释10倍或20倍后)测定。
2.显色及比色吸取上述糖提取液1mL，放入一干洁的试管中，加蒽酮试剂5mL混合之，于沸水浴中煮沸10分钟，取出冷却，然后于分光光度计上进行测定，波长为625nm，测得吸光度。
从标准曲线上查得滤液中得糖含量(或经直线回归公式计算)，然后再行计算样品中含糖百分数。
3.绘制标准曲线1取标准葡萄糖溶液将其稀释成一系列不同浓度的溶液，浓度分别为每mL含糖0、5、10、20、40、60、80μg。
植物可溶性糖含量的测定
植物可溶性糖含量的测定可溶性糖包括葡萄糖、果糖、蔗糖，是植物品质的重要构成性状之一，尤其是以果实为目的产品的果树作物，可溶性糖与酸的含量及其配比是影响果实风味品质的重要因素。
对于鲜食品种，一般来讲，高糖中酸，风味浓，品质优；低糖中酸，风味淡，品质差。
因此，可溶性糖的定量讨论对果树的品质育种具有重要意义。
一、试材及用具1．试材新奇或冷冻的植物材料2．仪器及试剂高速组织捣碎机、电热恒温水浴锅、1000W调温电炉以及200mL、250mL容量瓶、250mL锥形瓶及50mL碱式滴定管等玻璃仪器；试剂主要包括费林试剂及亚甲基蓝溶液等。
二、原理本试验的主要原理：在加热条件下，用还原糖溶液滴定肯定量的费林试剂时，将费林试剂中的二价铜还原为一价铜，以亚甲基蓝为指示剂，稍过量的还原糖马上使蓝色的氧化型亚甲基蓝还原为无色的还原型亚甲基蓝。
通过试验，学习并把握用费林试剂滴定法测定可溶性糖的原理和方法。
三、方法步骤（一）试剂配制1．费林试剂甲：称取硫酸铜（CuSO45H2O，分析纯）34.6g溶于水中，稀释至500mL，过滤，贮于棕色瓶内。
2．费林试剂乙：称取氢氧化钠50g和酒石酸钾钠（KNaC4O6H44H2O，分析纯）138g溶于水中，稀释至500mL，用石棉垫漏斗抽滤。
3．转化糖标准溶液：称取9.5g蔗糖（分析纯）用水溶解后转入1000mL容量瓶中，加入6mol/L HCl（分析纯）10mL，加水至100mL。
在20～25℃下放置三天或在25℃保温24h，然后用水定容（此为酸化的1%转化糖液，可保存3～4个月）。
测定时，取1%转化糖液25.00mL放入250mL容量瓶中，加入甲基红指示剂一滴，用1mol/L NaOH溶液中和后用水定容，即为1mg/mL转化糖标准溶液。
4．亚甲基蓝溶液：称取0.5g亚甲基蓝（分析纯）溶于10mL水中。
5．乙酸锌溶液：称取21.9g乙酸锌[Zn(OAC)22H2O，分析纯]溶于水中，加冰乙酸3mL稀释至100mL。
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可溶性糖含量的测定
实验九植物组织中可溶性糖含量的测定
2005级生物科学(1)班赵银锁(40508010) 一(实验目的
学习可溶性糖测定的蒽酮比色法
二(实验原理
植物在个体发育的各个时期，代谢活动也发生相应的变化，碳水化合物的代谢也不例外其含量也随之发生变化。
了解可溶性糖含量的变化，在生理上和实践上都有重要的意义。
本实验采用蒽酮比色法测定可溶性糖的含量。
糖在硫酸的作用下生成糠醛，糠醛再与蒽酮作用，形成一种绿色的络合物.在低浓度时，625nm的OD值与糖含量成正相关。
该实验方法简便，但没有专一性，对于绝大部分的碳水化合物都能与蒽酮反应，产生颜色。
三(实验用品
721型分光光度计分析天平研钵恒温水浴锅烧杯刻度试管大试管活性炭移液管漏斗酒精(80%)
葡萄糖标准溶液:称取已在80?烘箱中烘至恒重葡萄糖100mg,配制成500mL溶液，即得每
mL含糖为200μg的标准溶液。
蒽酮试剂:称取1g经过纯化的蒽酮，溶解于1000mL稀硫酸中即得。
稀硫酸溶液由760mL
浓硫酸(比重1.84)稀释成1000mL而成。
四(实验步骤
1.可溶性糖的提取
称取0.5g的新鲜植物叶片，于研钵中加80%酒精4ml，仔细研磨成匀浆，倒入离心管内，置于80?水浴中不断搅拌30min，离心10分钟(5000转/min)，收集上
清液于10ml的刻度试管中，其残渣加2ml80%酒精重复提1次，合并上清液。
在上清液中加0.5g活性炭，80?水浴脱色30min,定容至10ml，过滤后取滤液(稀释10倍或20倍后)测定。
2.显色及比色
吸取上述糖提取液1mL，放入一干洁的试管中，加蒽酮试剂5mL混合之，于沸水浴中煮沸10分钟，取出冷却，然后于分光光度计上进行测定，波长为625nm，测得吸光度。
从标准曲线上查得滤液中得糖含量(或经直线回归公式计算)，然后再行计算样品中含糖百分数。
3.绘制标准曲线
1
取标准葡萄糖溶液将其稀释成一系列不同浓度的溶液，浓度分别为每mL含糖0、5、
10、20、40、60、80μg。
按上述方法分别测得其吸光度，然后绘制A625,糖浓度曲线，或
进行直线回归求得直线方程。
试剂(ml) 管号
1 2 3 4 5 6
葡萄糖标准液 0 0.05 0.1 0.2 0.3 0.4
80%酒精 1.0 0.95 0.9 0.8 0.7 0.6
蒽酮-硫酸试剂 5 5 5 5 5 5
葡萄糖浓度(ul/ml) 0 10 20 40 60 80 4.计算样品中含糖量,
设V为植物样品稀释后的体积(m L);C为提取液的含糖量(μg/ m L);W为植物组织鲜重
(g)。
则得计算式如:可溶性糖含量,,( C×V)/(W×106) ×100%
五(注意事项
1.蒽酮试剂含有浓硫酸，使用时应该小心;
2.离心时要平衡;
3.在蒽酮反应前稀释样品10-20倍。
六(实验结果既及分析
表一测得不同浓度的糖溶液的吸光度值
浓度吸光值
0 0
10 0.21
20 0.387
40 0.91
60 1.369
80 1.72
测得吸光值为0.663，由葡萄糖溶液标准曲线可得方Y=0.0221X-0.0086，则该样品中葡萄糖
含量为30.39ug/ml，植物组织中的含糖量=(100×30.39)/(0.5×1000000)
×100%=0.608%。
本次实验中测定了青菜中的标准葡萄糖含量，由测定结果可以看出，青菜中糖含量还是比较
低的。
本次实验的标准曲线十分近似与一条直线，因此实验结果还是真实可靠的，能够反映
2
出青菜中的含糖量。
图一 A625,糖溶液浓度的标注准曲线
3。