实验大鼠常见脏器形态学取材方法和注意事项
常用实验动物脏器的病理取材方法
免疫系统
循环系统
泌尿系统
呼吸系统
内分泌系统
消化系统
消化系统
胃
肠
肝
胰腺
1.5×1.5×全层cm3
十二指肠、小肠和
1.5×1.5×0.5 cm3
1.5×1.5×0.5cm3
大肠各一段1-2cm
大动物1.5×1.5×全层cm3
常用实验动物的肝脏比较
犬
大鼠
小鼠
猴
取左、右最大肝叶的一块组织 1.5cm×1.5cm×0.5 cm
4. 应避免选取因解剖失误造成的凝血块和坏死组织等。
5. 取病理材料时勿压（组织变形）、刮抹（组织缺损）、冲洗（红细胞和 其他细胞吸水肿胀破裂）。 6. 所取材料应尽量保持肉眼标本的完整性，不宜过厚或过薄，一般认同 1.5×1.5×0.5cm3的取材。
常用实验动物的各脏器解剖和取材
神经系统
生殖系统
呼吸系统
• 肺脏取材： 取两肺下叶组织各一块（包括肺膜），大 小为1.5×1.5×0.5cm3。若有病变可根据病变大小、多 少加取组织块。
• 气管取材：气管任意一段1.0-1.5cm。 大动物1.5×1.5×全层。
泌尿系统
• 肾脏：两侧各取一块组织，包括主要结构， 大小为1.5×1.5×0.5cm3。 • 膀胱：取膀胱组织一块包括全层结构， 大小为1.5×1.5cm2。 小动物整体取材。
神经系统
大脑
小脑
脊髓
垂体
1.5×1.5×0.5cm3
1.5×1.5×0.5cm3， 包括小脑中间部
颈、胸和腰髓三段 0.5－1.0cm
整体取材
大脑中央前、后回各一块组织 大小为1.5cm×1.5cm×0.5cm
大鼠解剖实验报告讨论
大鼠解剖实验报告讨论概述大鼠解剖实验是一项常见的实验手段，用于研究大鼠的解剖结构、器官功能以及疾病模型的建立等。
本文将重点讨论大鼠解剖实验的相关内容及其应用。
实验方法在大鼠解剖实验中，首先需要施行安乐死，通常采用麻醉药物如巴比妥类或氯仿进行。
然后，利用手术刀、剪刀和镊子等工具，从胸骨到耻骨进行剖腹手术，暴露内脏器官。
在观察和记录鼠体表面特征后，可以连同皮肤一起剥离，以便更好地观察和学习内部解剖结构。
实验结束后，可以进一步提取组织、器官用于后续的组织学、生理学和病理学实验。
解剖结构的观察与研究大鼠是一种广泛应用于生物医学研究的模式生物，其解剖结构与人类相似度较高，因此在解剖研究中具有重要意义。
通过解剖观察，可以深入了解大鼠各器官的位置、大小、外观特征等，为进一步研究其功能与相关疾病打下基础。
心脏大鼠的心脏位于胸腔中，由左右心房和左右心室组成。
通过解剖实验，可以清楚地观察和测量心脏的体积、重量以及心脏各组织结构的组织学特征。
这将有助于研究心脏相关疾病的发生机制和治疗方法。
肺部大鼠的肺部位于胸腔中，通过解剖实验可以观察和测量肺部的大小、重量等指标。
此外，还可以进一步观察肺部的组织学结构，如肺泡、支气管等，以了解呼吸系统的解剖特征和功能。
肝脏肝脏是大鼠体内最大的脏器之一，通过解剖实验可以观察和测量肝脏的大小、形状以及组织学结构。
肝脏是重要的代谢器官，参与脂肪、蛋白质和糖类的代谢过程，因此对肝脏的解剖研究将有助于探索相关代谢性疾病的机制和治疗方法。
肾脏大鼠的肾脏位于腹腔中，通过解剖实验可以观察和测量肾脏的大小、形状以及组织学结构。
肾脏是体内排泄废物和调节体内水、电解质平衡的重要器官，对肾脏的解剖研究有助于深入了解肾脏功能及其相关疾病的机制。
应用与意义基础科学研究大鼠解剖实验是许多基础科学研究的关键步骤，可以为研究人员提供大量解剖结构和器官相关的信息。
这些信息对于理解生物学、生理学以及疾病的发生和发展机制具有重要意义。
实验大鼠取材方案
实验大鼠取材方案引言：实验大鼠作为研究生物学和医学领域的重要动物模型，广泛用于疾病机制研究、药物毒理学评价以及创伤修复等实验中。
为了保证科学合理、可靠可重复的实验结果，大鼠取材方案的制定十分重要。
本文将详细介绍一个实验大鼠取材方案，包括大鼠的选择与购买、饲养与管理、实验前准备及取材方法。
一、大鼠的选择与购买实验大鼠的选择应该根据研究的目的和要求，选用符合实验条件和研究对象的品种，如Sprague Dawley大鼠、Wistar大鼠等。
同时，购买大鼠的时候需要注意以下几个方面：2.注意大鼠的种类、性别、年龄等信息，确保符合实验需求；3.检查大鼠的体表特征，确保健康、无畸形、无伤口等；4.购买大鼠前可以进行一定的初检，如测量体重、观察活动情况等。
二、大鼠的饲养与管理实验大鼠的饲养与管理是保证实验结果可靠性的重要环节。
1.饲养环境：-温度：保持恒温（20-25度），避免极端温度的影响；-湿度：保持适宜湿度（40-70%），避免湿度过高导致疾病的发生；-光照：保持适宜光照，如12小时昼光与12小时黑暗的交替；-通风：保持通风良好，避免污浊空气对大鼠健康的影响。
2.饲料与水：-提供优质饲料，如标准饲料或专门配制的实验饲料；-饲料的存放应防潮、通风，保证其营养成分的稳定性；-提供清洁、安全的饮用水，确保水质的卫生。
3.健康监测：-定期检查大鼠的健康状况，观察是否存在异常行为或症状；-定期测量大鼠的体重、体温等生理指标。
三、实验前准备在进行实验前，需要对大鼠进行一些必要的准备工作：1.环境适应：-将大鼠从饲养环境转移到实验环境前，应进行适应期的过渡；-适当调整温度、湿度和光照等条件的过渡，减少对大鼠的应激。
2.实验前禁食：-固定禁食时间，如12小时或更长时间；-禁食能够减少胃肠道内容物对实验结果的影响。
3.麻醉和体表消毒：-根据实验需要选择合适的麻醉方式，如乙醚麻醉、氧化氮麻醉等；-在取材前进行局部体表消毒，减少感染风险。
实验大鼠常见脏器形态学取材方法和注意事项
实验大鼠常见脏器形态学取材方法和注意事项[取材内容]大鼠肺组织、大鼠肝脏组织、大鼠胰腺组织、大鼠胃部组织、大鼠空场回肠组织、大鼠肾组织、门静脉血、淋巴组织、大鼠心脏。
[试剂及药品]戊巴比妥钠或10%水合氯醛、75%酒精、生理盐水、多聚甲醛或福尔马林液、3戊二醛磷酸盐缓冲液(PBS0.01mol/LP pH7.4)或4戊二醛、肝素钠、器械液器械清洗消毒液[器材]备皮刀、解剖台、弯盘、组织剪、眼科剪、手术刀柄、刀片、小号弯式血管钳、蚊式血管钳、眼科镊、无损伤血管夹、聚乙烯管、三通管、丝线、培养皿、天平、一次性离2ml、1.5ml 、冻存管、肝素锂真空采血管、微量移液器、高速离心机、注射器10ml、5ml、2ml、无菌手套、冰箱、冰盒、液氮罐[取材动物]大鼠[取材步骤]1. 取材前夜禁食，自由饮水。
2. 小鼠称重，按照50mg/kg的比例用5ml的注射器配合针头抽取戊巴比妥钠备用。
3. 正左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴，另外三个手指抓住大鼠的颈部，使大鼠头部向向下。
这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。
右手持注射器，从腹部近腿根处刺入后再腹部皮下穿行深入，动作轻柔，缓慢注射。
注射完药物后，缓缓拔出针头，手指按住针口对小鼠腹部轻柔按摩，促进麻醉药物的吸收，掐小鼠尾部检测小鼠麻醉程度。
4.将小鼠四肢固定于解剖台上，暴露小鼠整个胸部和腹部，修剪去腹部毛发，75%酒精消毒。
5.沿腹侧正中线自阴茎上源由下而上剪开腹部皮肤直至剑突，向两侧钝性剥开皮肤与皮下组织，暴露腹壁浅肌层。
沿白线钝性分离腹壁肌肉，剪开腹膜，暴露腹腔，将肝脏向上翻起，显露肝门。
6.门静脉血采集：将剪成斜口的聚乙烯管尖端背向肝门方向插入门静脉，抽取门静脉血2ml，无创血管夹夹闭门静脉止血。
将抽取门静脉血加入一次性离心管低温静置过夜，4℃离心，3000-3500/min，10分钟，吸出上清液，分装，-80摄氏度保存备用。
取材的注意事项
取材的注意事项1.材料新鲜: 最好是动物的心脏还在跳动时取材,立即投入固定液内。
脏器的上皮组织易变质,应争取在死后半小时内处理完毕。
2.组织块力求小而薄:脱水包埋组织块厚度不超过3mm.3.勿使组织块受挤压:切组织块用的刀、剪要锋利,切割时不要来回搓动。
夹取组织时,切勿猛压,以免挤压损伤组织。
取材时,组织块可稍大一点,以便在固定后,将组织块的不平整部分修掉。
4.尽量保持组织的原有形态:新鲜组织经固定后,或多或少会产生收缩现象,有时甚至完全变形。
为此可将组织展平。
尽可能维持原形。
对神经肌肉皮肤组织等,则可将其两端用线固定上。
5.选好组织块的切面:应熟悉器官组织的组成并椐此决定其切面的走向。
纵切或横切,根据观察目的而定。
6.保持材料的清洁:组织块上的血液污物粘液食物粪便等, 先用生理盐水冲洗,然后再入固定液。
7.修整切面,切除不需要部分。
8.明确编号,做好登记9.骨组织还需脱钙固定的注意事项1.组织固定必须新鲜:无论取人体组织或动物组织,都必须立即投入固定剂。
否则易发生组织自溶,破坏。
2.防止组织因固定剂的作用而发生变形:如神经,肌腱,肠系膜,横膈膜等,可固定于固定板上。
肺可系重物使其下沉。
或用真空浸腊装置吸取肺内气体,使其下沉。
3.组织块大小:一般厚度3毫米,长×宽不超过15×15毫米。
4.固定液的量:一般为组织块的20倍。
5:固定时间:根据组织的不同种类,大小, 固定剂种类,性质,渗透力的强弱而定。
一般2小时,或过夜(24小时)6:固定温度:室温或低温:如4°C7.选择适当的固定液8.促使固定:摇摆,震荡等,有利于固定液的渗入。
常用的固定剂，固定方法分类:1)单纯(简单)固定液; 2)混合固定液:由两种以上的试剂组成。
单纯固定剂：1)甲醛2)乙醇3)醋酸4)苦味酸5)锇酸6)丙酮7)重铬酸钾8)氯化汞(升汞)混合固定液1)中性甲醛2) Karnoversy’s改良液3)Bouin固定液4)Zenker液5)乙醇-甲醛液6) Carnoy液7)Zamboni′s液8)PLP液普通染色:最广泛应用的是苏木精和伊红染色,又称常规染色。
解剖动物内脏实验报告
一、实验目的1. 通过对动物内脏的解剖，了解动物内脏器官的结构和功能。
2. 培养观察和识别动物内脏器官的能力。
3. 学习和掌握动物解剖的基本方法和技巧。
二、实验材料与仪器1. 实验动物：小白鼠（雄性）2. 实验器材：解剖盘、手术刀、解剖剪、镊子、解剖针、解剖针头、解剖放大镜、解剖图谱、生理盐水、75%酒精、碘酒、消毒棉签等。
三、实验步骤1. 解剖准备：将小白鼠处死，然后用生理盐水洗净其体表，置于解剖盘上。
2. 观察外形：仔细观察小白鼠的外形，了解其头、颈、躯干、四肢、尾等部位的结构。
3. 解剖皮肤：用手术刀在小白鼠的腹部做一横切口，用解剖剪剪开皮肤，暴露出腹部肌肉。
4. 解剖肌肉：沿腹中线切开肌肉，用镊子将肌肉向两侧轻轻拉开，暴露出内脏器官。
5. 观察内脏器官：- 消化系统：观察胃、小肠、大肠、肝脏、胆囊、胰腺等器官的位置、形态和结构。
- 呼吸系统：观察气管、支气管、肺等器官的位置、形态和结构。
- 循环系统：观察心脏、血管等器官的位置、形态和结构。
- 泌尿系统：观察肾脏、输尿管、膀胱等器官的位置、形态和结构。
- 生殖系统：观察睾丸、卵巢、输卵管、子宫等器官的位置、形态和结构。
6. 观察血管和神经：用解剖放大镜观察血管和神经的分布情况，了解其与器官的连接关系。
7. 解剖完毕：将内脏器官按顺序摆放好，用碘酒和酒精消毒，然后进行清洗和干燥处理。
四、实验结果1. 消化系统：小白鼠的消化系统由胃、小肠、大肠、肝脏、胆囊、胰腺等器官组成。
胃呈囊状，小肠分十二指肠、空肠和回肠，大肠分盲肠、结肠和直肠，肝脏呈红褐色，胆囊呈囊状，胰腺呈粉红色。
2. 呼吸系统：小白鼠的呼吸系统由气管、支气管和肺组成。
气管呈管道状，支气管呈树枝状，肺呈海绵状。
3. 循环系统：小白鼠的循环系统由心脏、血管组成。
心脏呈红色，分为四个腔室，血管呈管状，分布全身。
4. 泌尿系统：小白鼠的泌尿系统由肾脏、输尿管、膀胱组成。
肾脏呈红褐色，输尿管呈管状，膀胱呈囊状。
动物器官病理实验报告
一、实验目的1. 熟悉动物器官病理实验的基本操作步骤。
2. 学习观察和分析动物器官病理变化，了解常见病理现象。
3. 提高实验技能和理论联系实际的能力。
二、实验材料与器材1. 实验动物：小鼠2. 器材：解剖台、解剖剪、镊子、解剖针、手术刀、剪刀、组织剪、解剖盘、生理盐水、固定液、染色液、显微镜等。
三、实验方法1. 实验动物处死：采用颈椎脱臼法处死小鼠，确保动物死亡。
2. 器官采集：迅速打开小鼠腹腔，取出心、肝、脾、肺、肾等器官，置于生理盐水中清洗。
3. 器官固定：将清洗干净的器官放入固定液中固定24小时。
4. 器官切片：将固定好的器官进行切片，切片厚度约为5μm。
5. 染色：将切片放入染色液中染色，如苏木精-伊红染色。
6. 显微镜观察：将染色后的切片置于显微镜下观察，记录病理变化。
四、实验结果与分析1. 心脏（1）心肌纤维排列紊乱，出现纤维化。
（2）心肌细胞肿胀，核增大，核仁明显。
（3）部分心肌细胞坏死，出现空泡变。
2. 肝脏（1）肝细胞肿胀，胞质疏松，出现水样变性。
（2）肝细胞坏死，出现嗜酸性小体。
（3）肝细胞再生，出现肝细胞分裂相。
3. 脾脏（1）脾窦扩张，充满红细胞。
（2）脾索增宽，出现纤维化。
（3）脾小体增大，出现淋巴细胞浸润。
4. 肺脏（1）肺泡间隔增宽，出现纤维化。
（2）肺泡腔内充满红细胞和渗出物。
（3）肺泡上皮细胞肿胀，出现水样变性。
5. 肾脏（1）肾小球肿胀，毛细血管扩张。
（2）肾小管上皮细胞肿胀，出现水样变性。
（3）肾小管腔内充满蛋白管型。
五、实验结论本次实验通过观察小鼠心脏、肝脏、脾脏、肺脏和肾脏的病理变化，了解了动物器官在病理状态下的形态学特征。
实验结果表明，器官病理变化主要包括细胞肿胀、坏死、纤维化、炎症等。
这些病理变化是疾病发生、发展过程中的重要环节，对于疾病的诊断、治疗和预防具有重要意义。
六、实验讨论1. 实验过程中，器官采集和固定是关键步骤，需迅速、准确地进行。
2. 切片厚度和染色方法对实验结果有一定影响，需严格控制。
大鼠解剖实验报告
一、实验目的1. 掌握大鼠的解剖结构。
2. 了解大鼠各器官的形态、位置和功能。
3. 培养实验操作技能，提高对实验动物解剖的熟练程度。
二、实验材料1. 大鼠1只（成年雄性）2. 解剖刀、解剖剪、镊子、解剖盘、解剖图谱、解剖记录表三、实验步骤1. 麻醉与固定- 将大鼠用乙醚麻醉，待其呼吸平稳后固定于解剖盘上。
2. 皮肤切开- 从大鼠的颈部开始，沿腹中线切开皮肤，直达耻骨联合处。
3. 腹腔暴露- 用解剖剪剪开腹壁肌肉，暴露腹腔。
4. 内脏观察- 观察腹腔内的主要器官，包括肝脏、胃、脾、肾脏、大肠、小肠、膀胱等。
- 逐一分离并观察各器官的形态、位置和功能。
5. 胸腔暴露- 在大鼠的颈部，沿胸骨中线切开皮肤，暴露胸腔。
- 观察胸腔内的主要器官，包括心脏、肺、食管、气管等。
6. 神经系统观察- 在大鼠的颈部，沿颈椎中线切开皮肤，暴露颈椎和脊髓。
- 观察脊髓的形态、位置和功能。
7. 肌肉系统观察- 观察大鼠的肌肉系统，包括头颈肌、躯干肌、四肢肌等。
8. 骨骼系统观察- 观察大鼠的骨骼系统，包括颅骨、脊柱、肋骨、四肢骨等。
9. 生殖系统观察- 观察大鼠的生殖系统，包括睾丸、附睾、前列腺、卵巢、输卵管等。
10. 结扎血管- 在观察完各器官后，用线结扎大鼠的颈动脉和颈静脉，使血液回流至心脏。
11. 心脏采血- 用注射器抽取大鼠心脏血液，进行相关实验。
12. 解剖结束- 解剖结束后，将大鼠解剖部位依次缝合，并清理实验场地。
四、实验结果1. 腹腔器官- 肝脏：呈红褐色，位于腹腔右上角，具有分泌胆汁、代谢等功能。
- 胃：位于腹腔左上方，分为贲门、胃底、胃体和幽门。
- 脾：呈暗红色，位于腹腔左上方，具有过滤血液、产生白细胞等功能。
- 肾脏：呈红褐色，位于腹腔左右两侧，具有排泄废物、调节水电解质平衡等功能。
- 大肠：位于腹腔下方，分为盲肠、结肠、直肠等部分，具有吸收水分、形成粪便等功能。
- 小肠：位于腹腔中部，分为十二指肠、空肠、回肠等部分，具有消化、吸收营养物质等功能。
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实验大鼠常见脏器形态学取材方法和注意事项
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实验大鼠常见脏器形态学取材方法和注意事项
[取材内容]
大鼠肺组织、大鼠肝脏组织、大鼠胰腺组织、大鼠胃部组织、大鼠空场回肠组织、大鼠肾组织、门静脉血、淋巴组织、大鼠心脏。
[试剂及药品]
戊巴比妥钠或10%水合氯醛、75%酒精、生理盐水、多聚甲醛或福尔马林液、3戊二醛磷酸
盐缓冲液LP 或4戊二醛、肝素钠、器械液器械清洗消毒液
[器材]
备皮刀、解剖台、弯盘、组织剪、眼科剪、手术刀柄、刀片、小号弯式血管钳、蚊式血管钳、
眼科镊、无损伤血管夹、聚乙烯管、三通管、丝线、培养皿、天平、一次性离2ml、、冻存管、肝素锂真空采血管、微量移液器、高速离心机、注射器
10ml、5ml、
2ml、无菌手套、冰箱、冰盒、液氮罐
[取材动物]
大鼠
[取材步骤]
1. 取材前夜禁食，自由饮水。
2. 小鼠称重，按照50mg/kg的比例用5ml的注射器配合针头抽取戊巴比妥钠备用。
3. 正左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴，另外三个手指抓住大鼠的颈部，使大鼠头部向向下。
这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。
右手持注射器，从腹部近腿根处刺入后再腹部皮下穿行深入，动作轻柔，缓慢注射。
注射完药物后，缓缓拔出针头，手指按住针口对小鼠腹部轻柔按摩，促进麻醉药物的吸收，掐小鼠尾部检测小鼠麻醉程度。
4.将小鼠四肢固定于解剖台上，暴露小鼠整个胸部和腹部，修剪去腹部毛发，75%酒精消毒。
5.沿腹侧正中线自阴茎上源由下而上剪开腹部皮肤直至剑突，向两侧钝性剥开皮肤与皮下组织，暴露腹壁浅肌层。
沿白线钝性分离腹壁肌肉，剪开腹膜，暴露腹腔，将肝脏向上翻起，显露肝门。
6.门静脉血采集：将剪成斜口的聚乙烯管尖端背向肝门方向插入门静脉，抽取门静脉血2ml，无创血管夹夹闭门静脉止血。
将抽取门静脉血加入一次性离心管低温静置过夜，4℃离心，3000-3500/min，10分钟，吸出上清液，分装，-80摄氏度保存备用。
7.肝脏取材：结扎剪断肝门管道系统，钝锐结合完整取出大鼠肝脏，放置于无菌培养皿，生理盐水冲洗，称重并记录。
①切取肝左叶约1mm×1mm×1mm组织3块，3-戊二醛磷酸盐缓冲液LP 或4-戊二醛固定；②左叶肝组织浸入多聚甲醛或福尔马林液中固定；③右叶肝组织称重记录分装后全部放置于无菌冻存管液氮冰冻保存备用。
8.胰腺取材：把胃与脾之间的薄膜除去，可见到在其下方有如树枝状的肉色组织分为左、右两叶，钝锐结合整体取下胰腺组织及脾脏组织，结扎止血。
胰腺放置于盛有无菌生理盐水的培养皿中涮洗去血迹。
①切取胰腺体部约1mm×1mm ×1mm组织3块。
3-戊二醛磷酸盐缓冲液LP 或4-戊二醛固定；2.胰腺体部相邻部位组织浸入多聚甲醛或福尔马林液中固定；③其余组织全部液氮冰冻保存备用。
生理盐水冲洗操作器械。
9.脾脏取材：剔除脾周组织，放置脾脏于盛有无菌生理盐水的培养皿中涮洗去血迹。
①从脾脏一端切取5×5mm脾组织浸入多聚甲醛或福尔马林液中固定；
②继续切取脾约1mm×1mm×1mm组织3块，3-戊二醛磷酸盐缓冲液LP 或4-戊二醛固定；③其余组织液氮冰冻保存备用。
10.心脏取材：从剑突继续向上剪开皮肤自颌下，向两侧钝性剥开皮肤与皮下组织，暴露胸廓及颈浅肌层。
沿正中剪开胸廓、胸膜，避免损伤胸腺的胸腔脏器。
暴露心脏，找到主动脉弓，夹住主动脉，剪断动脉，①从心脏一端切取5×5mm脾组织浸入多聚甲醛或福尔马林液中固定；②继续切取心脏约1mm×1mm×1mm组织3块，3-戊二醛磷酸盐缓冲液LP 或4-戊二醛固定；③其余组织液氮冰冻保存备用。
11.淋巴组织取材：展开肠系膜，于肠系膜根部寻找淡蓝色结节样淋巴结组织，剔取肠系膜淋巴结数枚，放置于盛有无菌生理盐水的培养皿中涮洗去血迹。
①取部分淋巴结组织浸入多聚甲醛或福尔马林液中固定；②其余组织放置于无菌冻存管，液氮冰冻保存备用。
上端于贲门上端结扎食管，下端于直肠远端结扎直肠末端钝锐结合完整取下胃肠道。
12.胃组织取材：离断胃放置于无菌培养皿残端结扎。
①沿胃大弯剖开，生理盐水洗涤，切取约1mm×1mm×1mm胃窦和胃体黏膜组织各3块，3-戊二醛磷酸盐缓冲液LP 或4-戊二醛固定；②剪取宽约包含胃窦、胃体组织1条，浸入多聚甲醛或福尔马林液中固定；③其余胃组织放置于无菌冻存管，液氮冰冻保存备用。
13.空回肠取材：①treitz韧带10cm处切取空肠10cm距回盲部10cm处切取回肠10cm，生理盐水洗涤，距切取约1mm×1mm×1mm空肠和回肠黏膜组织各3块，3-戊二醛磷酸盐缓冲液LP 或4-戊二醛固定；②剪取宽约包含全层的空肠和回肠组织各1条，做标记，浸入多聚甲醛或福尔马林液中固定；③其余空肠和回肠组织全部放置于无菌冻存管液氮冰冻保存备用。
14.肾脏取材：于腹膜外腰部脊柱两侧寻找到肾脏，表面光滑、背腹略扁呈蚕豆形。
剪开后腹膜，结扎剪断双侧肾门，钝锐结合，取下双侧肾脏，剔除肾周筋膜组织，放置于盛有无菌生理盐水的培养皿中涮洗去血迹。
①于中间肾门部横行切开左侧肾脏，切取上端肾脏1mm×1mm×1mm组织3块。
3-戊二醛磷酸盐缓冲液LP 或4-戊二醛固定；②下端脾脏浸入多聚甲醛或福尔马林液中固定；
③右侧肾脏放置于无菌冻存管，液氮冰冻保存备用。
15.肺组织取材：整体取下大鼠肺组织，剪开分离双侧肺脏置于盛有无菌生理盐水的培养皿中涮洗去血迹。
①切取左肺1mm×1mm×1mm组织3块，3-戊二醛磷酸盐缓冲液LP 或4-戊二醛固定；②余左肺浸入多聚甲醛或福尔马林液中固定，冻存管，液氮冰冻保存备用。
16.各取样标本细致编号登记。
17. 大鼠废弃尸体处理。
[注意事项]
1. 戊巴比妥钠，配成1%生理盐水溶液，平均每只大鼠用量，左右。
2. 大鼠腹腔注射可以大鼠腹腔注射的给药容积一般为5-10ml/kg。
3. 完整取下胃肠道后已将肠系膜撕碎,不易寻找肠系膜淋巴结,所以先取淋巴结。
取下胃肠道,由专人操作,取胃肠道及胃肠道取下后取材的操作器械单用一套。
4.取材时三人同时操作取一只大鼠,结合取材方案,多脏器并行取材缩短取材时间。
1、解剖后应迅速将脏器称重，以免水分蒸发造成差异。
2、脏器称重前应尽量将周围脂肪组织和结缔组织剔除，并用滤纸吸去脏器
表面血液及体液，特别是肾上腺、甲状腺、前列腺等较小的器官，更要新鲜称重，防止器官干燥失水而重量减轻。
3、空腔器官称重前，应清除其腔内液体，如心脏应除去血块。