亚慢性毒性试验
亚慢性和慢性毒理实验
3. 染毒途径
❖ 外来化合物的染毒途径，应当尽量模拟人类接触 受试化学物质的方式，并且亚慢性与慢性毒作用 研究的染毒途径应当一致。
❖ 亚慢性和慢性毒性试验常用经胃肠道、呼吸道、 皮肤染毒三种途径；药物临床前毒性试验中，动 物染毒途径应尽可能与人的用药途径一致。
胃肠道染毒
❖ 经胃肠道染毒毒物最好采用喂饲法，即将受试物 与食物或饮水混匀，使实验动物自然摄入。
❖ 在慢性毒性研究中，工业毒理学要求每天吸入4～ 6h，环境毒理学一般要求每天吸入8h。
❖ 凡需要在吸入期间喂食、喂水时，要注意防止受 试化学物质污染食物、饮水及食具。
经皮染毒
❖ 经皮染毒的去毛部位面积一般不大于动物体表总 面积的10%～15%，大鼠约为20～50cm2，每次染 毒4～6h，应防止动物舔食。
研究期限(月)相当于人(月) 1 3 6 12 24 34 101 202 404 808 12 36 72 145 289 6.5 20 40 81 162 6.5 20 40 81 162 4.5 13 27 61 107
❖ 慢性毒性实验的期限应依受试物的具体要求和实 验动物的物种而定，工业毒理学要求6个月，环境 毒理学和食品毒理学要求一年以上。如慢性毒性 试验与致癌试验结合进行则染毒期限最好接近或 等于动物的预期寿命。
❖ 2. 研究受试物亚慢性和慢性毒作用的靶器官； ❖ 3. 研究受试物亚慢性和慢性毒性剂量-反应(效应)
关系，确定其观察到有害作用的最低剂量 (LOAEL)和未观察到有害作用的剂量(NOAEL)， 提出此受试物的安全限量参考值；
4. 研究受试物亚慢性和慢性毒性损害的可逆性；
5. 亚慢性毒性试验为慢性毒性试验的剂量设计及 观察指标选择提供依据；
一种是啮齿类，一种是非啮齿类，常用大鼠和狗。 选择两种实验动物是为了降低外源化学物对不同 物种动物的毒作用特点不同所造成的将实验结果 外推到人的偏差。在亚慢性经皮毒性试验时，也 可考虑用兔或脉鼠。 ❖ 亚慢性和慢性试验选用雌雄两种性别，如某种药 物临床上只用于一种性别，此时可选用单性别的 动物。
短期、亚慢性和慢性毒性作用
试验周期在3个月以内的，在最后一 次给药后24小时和恢复期结束时各 进行一次各项指标的全面检测 试验中期检测指标
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（6）特异性指标及其他
特异性指标
能反映毒物对机体毒作用本质的特征性指 标，常与其毒作用机制有关，可作为效应 生物学标志 根据受试物毒性资料，增加一些相关检查项目
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（二）长期毒性试验的注意事项
专业化人才设计项 目实施管理 试验项目管理 保障设施仪器状态良好 专业培训的实验人员
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试验设计合理
足够高的剂量以能观察到受试物的毒性作 用，动物死亡率不能超出10% 阴性结果 严格控制技术规范
可采取多设一个剂量组的方式
成功的试验设计 明确的剂量-反应关系 理想的LOAEL NOAEL
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试验动物环境 标准化 国际化 控制检测条件 检测仪器和辅助条件 短期内准确可靠 长期稳定可比
外源化学物的一般毒性作用
subacute toxicity/repeat dose toxicity subchronic toxicity chronic toxicity 公共卫生与热带医学学院 张文娟 毒理学系 zhangwj11@
第三节
短期、亚慢性和慢性毒性作用
一 概述
研究长期重复接触化学物毒作用的必要性 长期重复接触化学物毒作用分类
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（2）实验室检测项目 血液学：RBC HGB WBC PLT
PT PTA Fbg ALP ALB
血液生化学指标：AST ALT
BUN TP GLU Crea
T-BIL T-CHO 21
（3）系统尸解和病理组织学检查 心 肝 肾 脾 肺 肾上腺 甲状腺 睾丸 卵巢 子宫 脑 前列腺
脏器相对重量（relative organ weight)
亚慢性、慢性毒性及其评价方法
功能蓄积可能是
❑ 由于贮存体内的化学物或其代谢产物的数 量极微，不能检出物质的蓄积 ❑ 或者是由于每次机体接触化学物之后所引 起的损害累积所致
蓄积作用的检测有两类方法
• 理化方法：应用化学分析或其他技术测定 化学物进入机体以后，在体内含量变化的 过程 该方法可确定化学物的半减期，故可 作为检测物质蓄积的方法
二、慢性毒性作用 （chronic toxicity)
（一）概念 慢性毒性：是指实验动物或人长期 （甚至 终生）反复接触外源化学物所产生的毒性 效应。
• 慢性毒性试验的试验期限，应依受试物的 具体要求和实验动物的物种而定 • 如用大鼠试验期限可为1年，用狗则试验期 限可1～2年 • 慢性毒性试验可终生接触受试物 • 如果慢性毒性试验与致癌试验结合进行， 则实验动物染毒时间最好接近或等于动物 的预期寿命
• 蓄积系数法由于分次染毒的设计不同， 分 为： 1. 固定剂量法： ➢ 先测出1次染毒的LD 50（1），然后每天 给予 1/10(1/20) LD 50 直到半数动物死亡为 止， 此时总剂量即为 LD 50（n）
2. 剂量递增法： ➢ 实验开始时 ， 按 0.1 LD 50 × 4 天 ， 0.15LD 50 × 4天，0.22LD 50 × 4天， 0.34LD 50 × 4天，依次类推，最长28天， 试验期间，当化学物引起动物累计死亡一 半时间即可终止，计算K值
3、剂量选择与分组
亚慢性试验的上限剂量，需控制在实 验动物接触受试化合物的整个过程中，不发 生死亡或仅有个别动物死亡，但有明显的中 毒效应，或靶器官出现典型的损伤。此剂量 的确定可参考两个数值，一是以急性毒性的 阈剂量为亚慢性试验的最高剂量；一是以此 化合物LD 50 的 1/20－1/5为最高剂量。
亚慢性毒性试验解析
毒理学作业农药2,4-滴钠盐原药为白色粉末，水溶性，表1是其对SD大鼠的急性经口试验结果，请根据表中结果，给出该农药的90天亚慢性试验的试验方案，以及如何对保证实验质量予以控制。
表1 2，4-滴钠盐原药对SD大鼠急性毒性实验结果剂量设置高剂量为25%LD50，中剂量为12.5%, 低剂量为6.3%。
雌性LD50为584mg/kg，高剂量为146mg/kg,中剂量为73mg/kg,低剂量为37mg/kg；雄性为501mg/kg，高剂量为125mg/kg，63mg/kg,低剂量为31mg/kg。
根据GB15670《农药登记毒理学实验方法》的农药急性毒性分级标准，2，4-滴钠盐原药的LD50>500mg/kg，属于低度农药。
因此试验时选择SD大鼠的LD50为584mg/kg。
农药2,4-滴钠盐原药SD大鼠亚慢性毒性试验目的;研究喂饲农药2,4-滴钠盐原药对大鼠的亚慢性毒性。
方法：取初断乳 SD大鼠80只，雌雄各半按照体重随机分为4组。
将2,4-滴钠盐原药按146、73、37mg/kg mg/kg剂量分别拌入饲料内经口喂饲染毒90d。
观察：大鼠外观体征、体质量、进食情况等。
在实验中期和末期采血检测检测血液学。
试验末期检测血生化指标以及尿常规检查。
实验结束时处死实验动物，计算脏器指数，并对主要脏器进行病理组织学观察。
1 材料和方法1.1 受试物农药2,4-滴钠盐原药，白色粉末，水溶性，由某地某农药公司提供。
SPF级初断乳大鼠80只，雌雄各半，体质量50~100 g，由XXX实验动物研究所繁育场提供，动物合格证号为医动字第XX-XXXX号。
1.2 饲养与管理SPF 环境条件下，同组同性别两只一笼喂养，自由进食和饮水。
环境温度 21～25℃，相对湿度 40%～60%。
严格控制昼夜交替。
1.3实验方法试验前将雌、雄大鼠各半按体重随机分为3个剂量组和1个对照组，每组20只，将2,4-滴钠盐原药按146、73、37mg/kg mg/kg剂量分别均匀混入饲料中制成颗粒饲料辐照灭菌后分别供高、中、低剂量组动物食用，连续每日一次喂养90d；对照组给予不加受试物的正常饲料。
短期、亚慢性、慢性毒性评价
接触天数
1～4 5～8 … 25～28
每天接触剂量LD50 0.1 4天接触剂量LD50 0.4 累计接触剂量LD50 0.4
0.15 … 1.12
0.6 … 4.48
1
… 12.74
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③剂量固定的20天蓄积法
通常采用经口灌胃染毒方式，将动物随机分成五组，包
括阴性对照组和1/20LD50，1/10LD50，1/5LD50，1/2LD50四 个剂量组，每组动物数10只。每日染毒一次，连续染毒20 天。观察每组雌雄合计动物数。
6
7
2.物质蓄积(material accumulation): 机体多次地接触 化学毒物一定时间之后，用化学分析方法能够测出 机体内存在该物质或其代谢产物时，称为物质蓄积。
3.功能蓄积(functional accumulatio): 机体多次地接触 化学毒物一定时间之后，虽不能测出该物质或其代 谢产物，但机体有慢性中毒的症状出现，这种情况 称为功能蓄积。
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forward
毒效应谱
对外源化学物的负荷增加
意义不明的生理和生化改变
亚临床改变
临床中毒
死亡
损害效应
Hale Waihona Puke 癌 致突变 致畸fallback
21
(三)亚慢性毒性试验方法要点
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1. 实验动物选择： ①物种和品系: 啮齿类 大鼠、小鼠、家兔 两个动物种属 非啮齿类 犬、猴子
评价：均无死亡
蓄积性不明显
仅1/2LD50有死亡 仅1/20LD50无死亡 均有死亡，且有剂量反应关系
弱蓄积性 中度蓄积 强蓄积
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亚慢性和慢性毒性作用
17
一、亚慢性毒作用
亚慢性毒性试验
亚慢性毒性试验2.3.9.1 目的（1)检测消毒剂较长期染毒对实验动物的毒性作用及其靶器官，并确定其最大未观察到有害作用剂量。
（2)为慢性毒性和致癌试验的剂量设计提供依据。
2.3.9.2 实验动物一般用啮齿类动物，首选大鼠。
所用大鼠应为 4周～6 周龄者。
全部试验至少需用 80 只动物。
2.3.9.3 试验分组将实验动物随机分为4组(3个剂量组和1个对照组)，每组20只动物，雌雄各半。
选择受试物剂量时，高剂量组应出现明显的毒性反应，但不引起死亡，如果出现动物死亡应不超过 10%；中间剂量组应可观察到轻微的毒性效应；低剂量组应不引起任何毒性效应(属未观察到有害作用剂量)。
至于具体的剂量选择，可考虑高剂量为LD50的1/20~1/5，高、中、低3个剂量间的组距以3倍~5倍为宜，最低不小于2倍。
另以受试物溶剂代替受试物进行试验，作为阴性对照组。
2.3.9.4 操作程序（1）采用灌胃方式或将受试物掺入饲料经口染毒。
（2）灌胃法每天灌胃1次，每周称体重，并按体重调整受试物给予量。
如受试物掺入饲料时，应定期称饲料消耗量，计算消毒剂摄入量。
（3）试验期为3个月(90d)，末次染毒后24h检测各项观察指标，然后处死实验动物，做病理学检查。
2.3.9.5 观察指标观察指标，可因消毒剂毒理作用不同而异，一般至少包含以下方面。
（1）临床观察：观察动物中毒表现，每周称量体重1次，食物消耗量至少1次~2次。
（2)血液学检查：包括血红蛋白含量、红细胞数、白细胞及其分类计数、血小板数、网织红细胞数等。
（3)血液生物化学检查：例如天冬氨酸氨基转移酶、丙氨酸氨基转移酶、碱性磷酸酶、尿素氮、肌酐、血清总蛋白和白蛋白、总胆固醇、总胆红素等。
必要时，可根据所观察到的受试物毒性效应，或与受试物化学结构相似物质的毒性作用，选择其他一些生化指标。
（4)脏器重量：测量主要脏器(如肝、肾、肾上腺、睾丸等)的脏器重量和脏器系数。
（5)病理学检查：实验结束时，处死所有动物，进行系统解剖和肉眼观察，并将主要器官和组织（如心、肺、肝、肾、脾、脑、肾上腺、睾丸、卵巢、胃肠和系统解剖时发现的异常组织等）固定、保存。
短期、亚慢性和慢性毒性
47
3）饲料消耗量： 食物利用率：动物每摄入100g饲料所增长的体重
克数（g体重/100g饲料） 评价：食物利用率有助于了解化合物毒性效应 观察内容：影响食欲 影响食物的吸收、代谢
食物利用率＝体重增长/进食量
48
亚慢性原则：
* 理论上，选取对化学毒物代谢过程、生理反应和生化特性基
本上与人接近，且在急性试验中证明是对化学毒物敏感的物种和品
系
实际上，常用大鼠 犬 豚鼠
32
（2）性别、年龄和数量 雌雄各半； 刚断乳的动物：大鼠6－8周龄（80-100g），同
组动物体重不超过10%、组间平均体重不超过5% 大鼠、小鼠每组不少于20只，犬、猴不少于6只，
11
K值越小：表示化学物的蓄积性越大
K<1
实验动物对化学毒物发生过敏
K=1
化合物在体内完全蓄积或每次
染毒后毒效应叠加
K>=5 化合物蓄积性弱
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蓄积系数分级标准
蓄积系数（K） <1 1～ 3～ 5～
蓄积毒级分级 高度蓄积 明显蓄积 中等蓄积 轻度蓄积
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1.2 蓄积系数法常用试验方案
A 固定剂量法 B 剂量递增法 C 剂量固定的20天蓄积法
根据专业特殊性和管理部门有所区别
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亚慢性毒性的剂量选择
阴性对照组 低剂量组 中剂量组 高剂量组
急性毒性的阈剂量
1/20~1/5 LD50
组距：3~10倍，最低不小 于2倍
慢性毒性的剂量选择
阴性对照组 低剂量组 中剂量组 高剂量组
亚慢性阈剂量或其1/5~1/2
二甲戊灵大鼠亚慢性毒性实验研究
本 试 验 条件 下 ， 大 鼠 亚慢 性 经 口毒 性 试 验 对 Ｓ Ｄ 大 鼠 的最 大 无 作 用 剂 量 为 １ ５ ｍｇ ／ ｋ ｇ・ｂ ｗ／ ｄ 。 二
摘要 ： 目的 观 察 二 甲戊 灵 （ Ｐ ｅ ｎ ｄ ｉ ｍｅ ｔ ｈ ａ ｌ ｉ ｎ ） 经 口急 性 毒 性 和 亚 慢 性 毒 性 。 方 法 采用 Ｓ Ｐ Ｆ级 Ｓ Ｄ 大 鼠进 行 经 口急 性 及
亚慢 性 毒 性 实 验 ， 试 验 期 间观 察 动 物一 般情 况 ， 每周称量体 重 ， 试 验结 束后麻 醉大 鼠， 检 测血常规 、 血 生化 、 尿常规 、 观 察 脏 器
江苏 预防 医学 ２ ０ １ ３年 １月第 ２ ４卷第 １期
Ｊ ｉ ａ ｎ ｇ ｓ ｕ Ｊ Ｐ ｒ ｅ ｙ Ｍｅ ｄ ， Ｊ ａ ｎ ， ２ ０ １ ２ ， Ｖｏ １ ． ２ ４ ， Ｎｏ ． １
・６ ７・
来 控 制反应 温 度 以提 高 衍生 效 率 ， 但 是 在 检 测 时衍 生 物仍 会 发生 变化 。当室 温 较 低 进 行 检 测 时 ， 未知物 Ｘ 的峰 面 积较 为稳 定 ， 在 夏 季 则相 对 不 稳 定 。尽 管 可 以 通过改善反应条件如控制反应温度 、 增加溶液酸度、 延长 振摇 时 间来 增加 未 知物 Ｘ 的峰 面 积 ， 并且 将 衍 生 后 样 品保 存 在 冰 浴 中 以保 持 其 峰 面 积 的稳 定 。但 在 实际 操 作 中 ， 仍 会 有 环 己醇 的产 生 ， 并 且无 法 在 用 自 动 进 样器 进样 时保 持样 品的低 温环 境 。
未 知物 ｘ定 量 ， 在夏 季 可 以通过 衍 生 后加 入 无水 硫 酸 钠来 增 加其 稳定 性 ， 达 到 较 好 的分 析 测 定 结 果 。在 实 验设 备及 检 测条 件 允许 的情 况 下 ， 推 荐 采用 高 效 液 相
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毒理学作业农药2,4-滴钠盐原药为白色粉末，水溶性，表1是其对SD大鼠的急性经口试验结果，请根据表中结果，给出该农药的90天亚慢性试验的试验方案，以及如何对保证实验质量予以控制。
表1 2，4-滴钠盐原药对SD大鼠急性毒性实验结果剂量设置高剂量为25%LD50，中剂量为12.5%, 低剂量为6.3%。
雌性LD50为584mg/kg，高剂量为146mg/kg,中剂量为73mg/kg,低剂量为37mg/kg；雄性为501mg/kg，高剂量为125mg/kg，63mg/kg,低剂量为31mg/kg。
根据GB15670《农药登记毒理学实验方法》的农药急性毒性分级标准，2，4-滴钠盐原药的LD50>500mg/kg，属于低度农药。
因此试验时选择SD大鼠的LD50为584mg/kg。
农药2,4-滴钠盐原药SD大鼠亚慢性毒性试验目的;研究喂饲农药2,4-滴钠盐原药对大鼠的亚慢性毒性。
方法：取初断乳SD大鼠80只，雌雄各半按照体重随机分为4组。
将2,4-滴钠盐原药按146、73、37mg/kg mg/kg剂量分别拌入饲料经口喂饲染毒90d。
观察：大鼠外观体征、体质量、进食情况等。
在实验中期和末期采血检测检测血液学。
试验末期检测血生化指标以及尿常规检查。
实验结束时处死实验动物，计算脏器指数，并对主要脏器进行病理组织学观察。
1 材料和方法1.1 受试物农药2,4-滴钠盐原药，白色粉末，水溶性，由某地某农药公司提供。
SPF级初断乳大鼠80只，雌雄各半，体质量50~100 g，由XXX实验动物研究所繁育场提供，动物合格证号为医动字第XX-XXXX号。
1.2 饲养与管理SPF 环境条件下，同组同性别两只一笼喂养，自由进食和饮水。
环境温度21～25℃，相对湿度40%～60%。
严格控制昼夜交替。
1.3实验方法试验前将雌、雄大鼠各半按体重随机分为3个剂量组和1个对照组，每组20只，将2,4-滴钠盐原药按146、73、37mg/kg mg/kg剂量分别均匀混入饲料中制成颗粒饲料辐照灭菌后分别供高、中、低剂量组动物食用，连续每日一次喂养90d；对照组给予不加受试物的正常饲料。
1.4 观察指标1.4.1一般情况试验期间观察动物的一般情况包括外观体征和行为活动、粪便性状、食物摄入量及体重变化等。
1.4.2血常规在实验中期和末期按常规方法测定血液学指标1.4.3血液生化指标试验末期检测血液生化指标1.4.5尿常规检查尿常规测定颜色、pH值、比重(SG)、尿糖(GLU)、尿蛋白，将尿液离心，并对尿中沉淀物进行镜检。
1.4.6脏器病理解剖动物，取心、肝、脾、肺、肾、胃肠、肾上腺、胸腺、脑和卵巢、睾丸等脏器，观察大体变化并称重（胃肠除外），计算脏器指数[脏器质量/体重）×100%]。
将解剖取得的脏器福尔马林固定，常规制片，HE 染色，光学显微镜进行病理组织学检查。
1.5 统计学分析亚慢性毒性试验结果经正态性检验后，符合正态的指标采用SPSS13.0统计软件进行单因素方差分析，否则经变换后分析。
２结果2.1 一般状况2.2 体重变化见表22.3 血常规检验结果见表32.4 血生化检测结果见表42.5 尿常规检查2.5 脏器指数见表52.6 病理组织学检查表2 2，4滴原药大鼠90 d亚慢性毒性试验体质量变化情况表3 2，4-滴钠盐原药大鼠90 d亚慢性毒性试验血液常规检验雄性试验前0 37 73 146雌性试验后0 37 73 146雄性试验后03773146表4 2，4-滴钠盐原药大鼠90 d亚慢性毒性试验血生化检测结果表5 脏器指数%3.讨论控制实验质量1 大鼠毒理学实验中实验技术因素的质量控制1. 1 动物临床观察指标的质量控制在药品临床前大鼠毒理学实验研究过程中, 其临床观察指标主要包括行为活动、体质量、增质量、饲料生物利用度等，而体质量、增质量、饲料生物利用度指标均为需要统计分析的客观指标。
因其贯穿于整个实验周期,数据的客观性与实验环境、给药过程中动物感受是否舒适、动物密度、动物健康状况等因素相关。
在动物临床指标统计分析前控制体系中, 实验环境应选择S P F级动物实验室;每笼2只;体质量在实验前应适应环境周期≥1周; 计算饲料摄入量每日应称质量, 每周给药完毕即计算大鼠的饲料生物利用度,比较分析各组动物饲料生物利用度的统计学意义; 分析产生差异的原因,讨论差异是否与动物自发性疾病( 如大鼠自发性糖尿病会引起大鼠饲料生物利用度明显增大) 有关, 同时应排除营养因素或给药途径对动物的损伤因素; 在动物行为活动指标观察中应在每日投药过程中重点观察大鼠投药部位是否发生充血、水肿、呕血,是否发生动物争斗外伤、皮毛稀疏竖散、粪便性状改变等变化,并及时处理与药物因素无关的改变,并详细记录,认真分析。
1. 2 血液学样本的质量控制大鼠慢性毒理学实验中血液学常规的检测项目主要有红细胞计数( R B C ) 、血红蛋白定量( H b ) 、白细胞计数及其分类计数( WB C+D C ) 、血小板计数( P T ) 、凝血时间( C T ) ; 血清生物化学检测项目主要有天门冬氨酸氨基转移酶( A S T ) 、丙氨酸氨基转移酶( A L T ) 、碱性磷酸酶( A L P ) 、总蛋白( T P ) 、清蛋白( A L B ) 、总胆固醇( T -C H O ) 、总胆红素( T - B I L ) 、空腹血糖( G L U ) 、尿素氮( B U N ) 、肌酐( C r ) 。
选择合适的血样采集法，不仅对动物损伤小、样本溶血率低、可重复采样等优势,而且使大鼠慢性毒理实验中分阶段检测药物对造血系统、生化系统的影响成为可能。
1. 3 动物病理组织标本分析前的质量控制组织病理学检查对于判断实验动物的毒性靶器官或靶组织具有重要意义。
在长期毒理学实验中有重要地位, 是评价药物毒性的重要依据。
组织病理学检查对判断动物的毒性靶器官或靶组织具有重要意义。
实践中使用的组织学检测前优质标本取材流程可以为: ①根据实验取材项目设计表格,需要取得脏器系数的器官或组织和其他器官或组织分别标示于一个完整的记录单元中; ②使用250 m L广口瓶贮存新鲜配制的10%甲醛溶液180 ～200 m L 备用; ③对拟取材的大鼠进行解剖分组顺序编号; ④大鼠麻醉状态下,股动脉放血致死→胸腔组织( 胸腺、心、肺) →腹腔组织( 胃、十二指肠、空肠、回肠、盲肠、直肠、肝、脾、胰腺、肾上腺、肾、卵巢、子宫、膀胱、前列腺、睾丸、附睾) →颈、脑部组织( 甲状腺、脑、垂体、脊髓) 。
其中胸腺、胰腺、肾上腺、卵巢、甲状腺、垂体、脊髓等腺体组织或微小组织应使用擦镜纸或纱布非挤压式包裹置于3. 6% ～4. 0%甲醛。
这样使浸泡于甲醛溶液中的易混淆脏器在进行石蜡包埋时容易分辨,同时保证病理组织学检查中组织样本数目完整; 其他组织除大体观察有明显病灶的组织外,要求动物组织样本均取自该组织的代表区。
1. 4 动物实验中的给药途径不同而引起的取材质量控制因临床给药途径不同, 在大鼠慢性毒理实验项目中存在不同的给药方式, 主要给途径有主要给药途径有灌胃、直肠、舌下、腹腔注射、肌注射、皮肤涂抹等。
在毒理学研究中可能通过对直接接触药物部位的检测结果分析药物慢性刺激对直接刺激局部组织的影响,还可以分析药物吸收和给药技能合理与否。
2 影响大鼠毒理学实验结果的环境、动物福利、误差控制2. 1 毒理学实验中的环境控制在不同环境中进行动物实验的大鼠,对照组和药物组动物均不同程度地存在因环境所致的炎性细胞浸润或间质性肺炎等病理变化,这些变化与实验环境级别及日常消毒措施合理与否息息相关。
样本固定前的大体解剖观察处理与组织学检查结果具有直接关系,取样以肉眼能观察到病灶的肺叶和表面观察正常的肺叶各取一为原则,在同一个受试动物肺组织中不可单一地单纯选择大体观察异常的小叶或大体观察正常的小叶样本。
2. 2 毒理学实验中的动物福利控制动物在毒理学研究过程中，会产生紧、疼痛、呼吸困难、痉挛、颤抖、腹泻、孔道出血、瘫痪、休克, 甚至死亡的情况。
因此,它们在遇到恐惧或恶劣环境时,生理和心理都可能患病。
控制原则为实验人员投药过程时间宜短不宜长, 抓取动物轻拿轻放, 血清采样宜快不宜慢,尽量提供人为因素影响小的实验环境，要验研究人员具备爱护动物之心和熟练的动物实验技能并贯穿于整个实验周期。
2. 3 毒理学实验中的误差质量控制在大鼠慢性毒理学实验中系统误差主要与样本的随机性、实验操作的一致性、流程的恒定性有关。
①抽样误差: 一般情况下,慢性毒性实验中每个实验组应使用相等数量的雌、雄动物。
每组动物大鼠至少20只。
差异应不超过平均体质量的20%。
②系统误差。
包括下列两类情况。
实验技术熟练因素造成的误差: 在毒理学实验研究中,为了真实反映外来化合物的毒性,除了要统一各种实验条件外, 每日的给药时间应一致。
一是可比性强,二是为了避免错误而影响其他药理实验甚至临床用药。
因此, 应将实验人员的技术熟练因素以一定的模式贯穿于各实验组中,在整个给药期中给药人员每天应互换给药的组别,同时应保证给药时间的准确性和一致性；流程造成的误差控制: 系统误差可因分析方法、仪器校正错误、试剂纯度不够、检测者的感观、环境因素改变等因素造成;随机可能因动物实验过程中各种随机因素的共同作用等因素造成。
如实验过程的温度波动- 电压变化- 仪器故障- 操作技术差别等; 过失误差可因工作人员不负责任( 器皿不净、加样错误、计算错误) 而造成。
这些误差因素与实验结果判断有直接关系。
在药物安全性评价中,系统误差与动物是否接受了足够的药物及其在动物体的代时间相关。
比如空腹抽血与进食后抽血,对临床患者的T G 、C K 、C h o 、G L U等有明显影响。
因此每个实验期进行动物抽样时,就要求严格按照同等的禁食时间对大鼠禁食。
因此要特别注意各组实验大鼠采样的随机性与均一性。