心肌梗死动物模型具体方法及步骤
心肌梗死的动物模型制作
心肌梗死的动物模型制作心肌梗死是一种严重的心血管疾病，其主要病理特征是冠状动脉的阻塞导致心肌缺血与坏死。
为了研究心肌梗死的发病机制和寻找可能的治疗方法，研究人员常常利用动物模型来模拟心肌梗死的发生。
下面，我将介绍一种常用的大鼠心肌梗死动物模型制作方法。
制作大鼠心肌梗死动物模型可以按照以下步骤进行：1.动物选择。
常用的实验动物有大鼠和猪。
由于大鼠的心血管解剖和生理特征与人类较为接近，同时成本较低，因此大鼠是一种常见的选择。
2.麻醉动物。
使用适量的麻醉剂，如异氟醚或七氟醚等，来使动物处于麻醉状态。
确保动物处于无痛苦的状态。
3.固定动物。
将动物固定在手术台上，以避免动物在手术过程中的移动。
4.体表消毒。
在手术区域进行局部消毒，以防止感染。
5. 做出胸骨切口。
在胸骨两侧做出1-2cm的胸骨切口，用手术器械将胸骨分开，暴露出心脏。
6.找到冠状动脉。
用吸引管或者类似的器械将心包囊抽吸，暴露出心脏表面。
紧邻左心室肌肉的左前降支是心肌梗死的常见发生区域。
7.梗死诱导。
用细导管或者相似的器械将一根可以封堵冠状动脉的丝线或者微球导入至冠状动脉中，使其堵塞。
这一步骤可以模拟冠状动脉的阻塞引发心肌梗死。
8.恢复心脏正常血流。
待梗死产生一段时间后（一般为30分钟-60分钟），再次将导管或器械取出，恢复冠状动脉的血流。
9.缝合胸骨。
将胸骨进行缝合，确保伤口能够愈合。
10.外科处理。
术后外科处理，如用抗生素进行预防性治疗，避免可能的感染。
研究人员可以通过观察心肌梗死后的心电图变化、心肌组织的病理切片等方式来评估心肌梗死的程度与发展。
总的说来，大鼠心肌梗死动物模型是一种常见的研究心肌梗死发病机制的实验模型。
通过制造大鼠心肌梗死动物模型，研究人员可以更好地模拟心肌梗死的发生，寻找新的治疗策略和探索其发病机制。
当然，在制作动物模型时，需要严格遵循相关伦理规范和动物保护法律法规，确保动物的利益和权益不受损害。
此外，动物模型只是研究的一部分，结合体外实验和临床数据，才能更全面地了解心肌梗死的病理机制及治疗方法。
家兔心肌梗死造模
家兔心肌梗死造模一、实验目的建立家兔心肌梗死模型并观察心电图掌握冠状动脉结扎以及静脉注射二、实验材料实验动物：家兔1.9kg 雌性实验仪器：生物信号采集处理器，针形记录电板，体重秤，兔台，动物手术器材，线，注射器实验药品：氨基甲酸乙酯，垂体后叶素三、实验方法1、实验系统连接及参数设置血压换能器固定于铁支柱上，高度与心脏处于同一水平面。
压力换能器输出线接微机生物信号采集处理系统输入通道。
仪器参数：RM6240系统：在“实验”菜单中选择“兔动脉血压调节”。
仪器参数：时间常数0.2s，滤波频率100HZ，扫描速度250ms/div。
2、家兔称重后，按1g/kg体重的剂量于耳缘静脉注射200g/L的氨基甲酸乙酯麻醉。
快速推注2/3麻醉剂后，观察家兔角膜发射，酌情推注所余药物。
动物麻醉后仰卧于手术台上，固定四肢，前肢交叉固定，用棉绳钩住兔门齿，将绳拉紧并缚于兔台铁柱上。
3、药物法：3.1按Ⅱ导联心电图分别将绿色、红色、黑色针形电极插入家兔右上肢、左下肢、右下肢皮下。
开始记录家兔的心电图。
3.2记录一段正常心电图后，以2.5单位/kg的剂量给称重1.9Kg的雌性家兔注射垂体后叶素4.75单位。
连续记录心电图.4、结扎法：4.1胸部手术。
胸前区剪毛，于胸骨左缘第2～4肋间断肋，暴露纵隔及心脏，保持两侧胸膜完整，避免发生气胸，纵行切开心包，提起左心耳，距主动脉根部冠脉开口3mm以及5mm处双重结扎左冠状前降支，随后关闭胸腔。
整个手术过程用5%葡萄糖生理盐水静脉滴注。
4.2结扎左冠状动脉前降支后，观察心脏梗死区，记录心电图。
四、实验结果见课堂打印1、注射垂体后叶素可成功建立家兔心肌梗死模型。
（附页）2、结扎后，心肌变紫，搏动减弱，本组实验无法显示实验结果，因此失败，若模型建立成功可见到ST段抬高。
五、实验讨论1、实验对象的选择。
本实验之所以选择家兔是因为有以下几点优点：①家兔体形适中，适应能力强，耐受创伤。
②家兔冠状动脉原有侧支循环比其他动物少，易于操作。
大鼠急性心肌梗死模型的制备
实验流程： 1、麻醉动物 2、建立人工气道，机械通气 3、开胸，暴露心脏，结扎左冠状动脉 4、心电图验证损伤电流，确认心肌梗死 5、关胸，抗感染处理 6、附加实验，可练习制备心动过缓模型
实验步骤：
大鼠称重后用戊巴比妥钠溶液(30 mg／kg)或水合氯醛(300 mg／kg) 腹腔注射，麻醉后仰卧固定于手术 台板上。手术野皮肤去毛，碘酒、 酒精消毒，铺消毒巾。同时连心电 图机，用肢体导联进行心电图监测。
实验步骤：
迅速将心脏复位，逐层缝合；
最后一针先穿针打虚结，通过此间隙用注射器 抽出胸腔内气体，恢复胸腔负压后关胸。 待动物苏醒后拔除气管插管，以7／0 无损伤逢 合针将切口处相邻两个气管软骨环拉拢后闭合 气管。（如为经口腔插管则不需缝合。） 术后每天肌肉注射青霉素80万U，预防感染3 d。
关键要点： ① 剪开心包，挤压右侧胸腔使心脏暴露于 胸腔外，或用小药匙将心脏小心移出胸腔。 ② 以左冠状静脉主干为标志，于左心耳根 Байду номын сангаас下方2mm处进针，在肺动脉圆锥旁出针。 观察心电图，待其稳定后双重结扎前降支。 此后的心电图变化才能说明冠脉结扎情况。
附加实验——大鼠缓慢心率模型制备
结扎冠脉成功后，可不关胸，继续进行缓慢 心率模型制备练习 实验方法：
用棉签蘸40％甲醛，于上腔静脉根部与右 房交界处，接触1min，损伤窦房结，观察 心电图，如出现心率减慢，提示模型成功， 其余关胸步骤同前。
（因心梗可出现缓慢心率，此结果判定不排 除是心肌梗死引起的，仅供练习。）
实验步骤： 颈部正中切开气管并插管，用动物 人工呼吸机进行人工呼吸；潮气量 30 ml／kg，机械通气频率60-70次 ／min。 人工呼吸下，在胸骨左缘扪及心脏 搏动处纵行切开皮肤约3 cm，逐层 分离皮下组织、肌肉，于第4肋间开 胸，剪开心包，暴露心脏、血管。
大鼠心肌梗死动物模型的制备
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动物实验心肌梗死面积的评估
动物实验心肌梗死面积的评估下文是关于动物实验心肌梗死面积的评估相关内容，希望对你有一定的帮助：动物实验心肌梗死面积的评估(一) 动物心梗实验设计方案联系个人所学专业，选取某种或某类疾病，设计相关实验的动物模型，详细描述其方法及步骤，并阐述所选动物种类和级别的理由以及该动物日常生活和实验的环境要求（包括进出该环境的顺序），实验过程中的注意事项MicroRNA-378(miR-378)在心肌肥厚中的研究一、实验原理：microRNA(miRNA)是一类小分子非编码单链RNA，长约22个碱基，能通过与靶mRNA3’非翻译区(3’UTR)互补配对，使其翻译受到抑制，从而在转录后水平对生物体内基因时序性表达起到精细调节作用。
miRNA的表达变化与心肌肥厚的发生、发展密切相关。
本实验通过异丙肾上腺素和去甲肾上腺素诱导实验动物心肌肥厚，然后用PCR技术测定心肌细胞中miRNA的变化。
二、实验目的：通过统计学方法观察miRNA在正常心肌细胞和心肌肥厚的心肌细胞中的差异，从而将miRNA作为诊断心肌肥厚的潜在的生物学标志。
三、实验材料及步骤：Wistar雄性大鼠30只（200～250g/只，SPF级别），异丙肾上腺素（ISO），去甲肾上腺素（NE），生理盐水。
分组及造模采用随机数表的方法讲30只wistar大鼠随机分成三组，每组10只，分别为对照组、ISO处理组、NE组。
ISO处理组：10只大鼠连续7天背部皮下注射ISO（ 4 mg/kg/天），制成心肌肥厚模型。
NE处理组：10只大鼠连续7天背部皮下注射NE（4 mg/kg/天），制成心肌肥厚模型。
对照组：10只大鼠同法背部皮下注射生理盐水（4 mg/kg/天），制成心肌肥厚模型。
检测造模是否成功高频超声检测分别于造模后第2周，称取大鼠质量，10％水合氯醛麻醉大鼠后，仰卧固定，将其胸前部剃毛，应用TOSHIBA-6000超声诊断仪，频率为MHz的探头置于其胸左侧，取径(LVEDD，LVESD)。
介入冠状动脉栓塞心肌梗死模型制作的步骤及方法
介入冠状动脉栓塞心肌梗死模型制作的步骤及方法(1)复制方法体重18～22kg雄性中国小型猪。
按30mg/kg 的剂量戊巴比妥钠静脉注射麻醉，动物固定后分离股静脉建立静脉通路以补液及给药，接心电监护。
无菌作颈部切口，分离颈总动脉，动脉穿刺插入鞘管，给肝素200U/kg抗凝，通过静脉通道给利多卡因(5mg/kg)以预防室颤。
采用左前斜位(45°)，在X线机透视下经鞘管将右冠指引导管插入至主动脉升段，通过泛影葡胺造影定位使导管开口与冠状动脉开口同轴，将导丝小心插入冠状动脉左前降支，再通过球囊导管送入栓子至左前降支中下1/3处。
造影确认阻断血流后，依次退出导丝、球囊及导管、鞘管，缝合颈部切口，术后观察14d后处死动物，取心脏并做相关检查。
观测指标的选择可选用功能性指标(如心电图、超声心动图、无创性心功能测定、放射性核素tuo心肌血流测定等)，生化指标(各种心肌酶、心肌代谢及其他生化指标)，形态学指标(心肌梗死范围、心肌病理切片观测心肌损伤修复情况、心肌细胞及心肌小血管新生情况等)。
多指标观测可从多方面反映心肌梗死发生、发展、转归以及各种治疗措施的近期及远期疗效。
(2)模型特点本模型制作方法不需开胸等复杂手术，也不需结扎冠状动脉，可避免手术创伤对动物造成重大的伤害及机体内环境的重大改变，保持胸腔内环境稳定；同时可进行活体(在体)、长期、多指标的连续、动态观测。
因该模型稳定，可进行准确的定位、定量研究，结果可靠，重复性好，所以既可用于急性试验，观察药物的即刻作用；又可进行慢性试验，术后观察数日、数周或更久的动态变化过程以及药物的长期疗效。
特别是观察心肌修复过程，心肌细胞及心肌小血管再生等作用，说明各种治疗措施或药物的远期疗效。
但本试验技术难度大，技巧性强，操作复杂，需依赖X线机、介入设备，并需多学科合作配合，才能取得成功。
(3)比较医学中国小型猪心脏及冠状动脉系统的解剖生理特点与人相似，优于犬及其他动物，其模型更符合临床特点。
大鼠心肌梗塞模型
大鼠心肌梗塞模型
大鼠：用3%戊巴比妥钠(30mg/kg)行腹腔注射麻醉，麻醉满意后置于手术台，四肢及头部仰卧固定于手术台上，四肢皮下连接心电图电极，记录标准Ⅱ导联心电图，颈部皮肤备皮消毒，胸骨上窝上正中切开皮肤0.5cm，向上钝性分离推开下颌下腺，剪除气管前肌肉，使气管在没有任何拉钩牵引的情况下能充分显露，彻底止血后于第2～3气管环间行气管横行切开，注意不要切断气管软骨环，切口长度不超过气管周径的1/3，擦干其内分泌物后插入气管插管，深度为0.5～1cm。
连接空气呼吸机进行人工控制呼吸，呼吸频率90次/min，潮气量10～12ml，呼吸比设为1:1。
左前胸去毛，消毒铺巾，顺肋间隙方向于胸骨左旁第3～4肋间切开皮肤，长约1cm，逐层分离皮下组织、肌肉，于2～3肋骨间撑开进胸，向右上方推开胸腺，可暴露心脏及大血管根部，切开心包，轻挤大鼠胸廓，将心脏挤出，有部分动物在左心耳下缘与肺动脉圆锥间可以看见左冠脉前降支起始部，线缝针的进针深度控制在0.1cm，宽度为0.1～0.2cm；回纳心脏入胸廓，待动物的数十次心动周期后，收线打结；观察数分钟后，彻底止血后逐层关胸。
关胸过程中于切口内放置排气管，关胸毕，抽空胸腔积气后拨除。
恢复大鼠自主呼吸，拨出气管内插管，清除气管内分泌物，气管切口及颈部切口开放，不作缝合。
手术过程中分开胸后、缝针后、结扎后和关胸后四个点记录心电图变化；合格动物2周及6周后均复查心电图。
以上手术均在严格无菌条件下进行。
术后肌内注射青霉素钠2×10U/d，连续5d抗感染。
大鼠心肌梗死模型建立方法选择及心电图表现
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中国实验动物学报 2011 年 12 月第 19 卷第 6 期
Acta Lab Anim Sci Sin ， December ， 2011 ， Vol． 19. No． 6
spectively． There was no myocardial infarction and the survival rate was 100% in the sham operation group． ECG ： QRS-T wave displayed an intersection “M ” shape in the sham group and before left coronary artery ligation． The R wave and T wave fused into one large tent-like single wave after the left coronary artery ligation ，and without visible ST segment． Histopathological changes of myocardial infarction were seen at 4 weeks after operation． Conclusions tip ，and all ECG showed no visible ST segment in the rats． 【Key words 】 Rat ； Model ，myocardial infarction ； Electrocardiogram It is a novel method to establish myocardial infarct model that the suture is placed about 2 mm distal to the horizontal line of left atrial appendage
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心肌梗死动物模型具体方法及步骤
原型物种人
来源结扎冠状动脉左前降支（LAD）导致心梗
模式动物品系SPF级SD大鼠，健康，3-4W，雌雄各半，体重为180g-200g。
实验分组实验分六组：正常对照组、模型组、阳性药组、受试药组三个剂量组。
实验周期72h
建模方法心肌梗死是指心肌的缺血性坏死，是一种急性及严重的心脏状态。
心脏作为血液循环动力中心这一功能的实现，需要冠状动脉不断提供的血流供应，当冠状动脉发生病变而狭窄或堵塞，使得冠状动脉的血流急剧减少或中断，便会使相应的心肌出现严重而持久地急性缺血，心肌无法得到足够氧气，最终导致心肌不可逆的缺血性坏死，心脏的收缩和舒张功能降低，机体供血不足，严重者最终导致机体死亡。
1. 大鼠用3%戊巴比妥钠（30mg/kg），腹腔注射麻醉，用小动物剃毛器剃除大鼠胸部及腋下毛发（充分暴露手术区），用碘酒和75％乙醇术区消毒。
2.气管插管：麻醉后，夹趾检测无反应即可进行MI手术。
打开外置光源、显微镜开关，打开呼吸机，设置好各参数（呼吸比2：1，潮气量6-8 mL，频率70 次/min），将气管插管沿声门插入气管，取下大鼠接上呼吸机，观察大鼠呼吸状况，胸廓起伏与呼吸机频率一致表示插管成功，即可进行MI手术。
3. 大鼠采用右侧卧位，用眼科剪在左前肢腋下，用显微剪于三、四肋间打开胸腔
充分暴露心脏，显微直镊轻轻夹起少量心包并于左心耳下撕开少许心包，充分暴露左冠状动脉前降支（LAD）或所在区域。
4. 结扎冠状动脉：于显微镜下找到LAD走向或可能所在位置,持针器持取5-0带针缝合线，于左心耳根部下方肺动脉圆锥旁以5-0 无创缝合线穿过左冠状动脉前降支( LAD)，以完全阻断LAD血流。
5.关胸：结扎完成后，5-0缝线完全缝合胸腔开口（保证无缝隙、无错位）关闭胸腔，由内向外逐层缝合各层肌肉和皮肤。
6.术后管理：术后密切关注大鼠状态，有无呼吸异常等。
待大鼠自然苏醒后将大鼠从呼吸机上取下并取下气管插管，正常饲养。
应用用于心血管疾病研究
1. 心脏功能评价由Laplace定理可知：S=Pr/2h，P为心室内压，r为心腔内径，h为心壁厚度。
在心脏压力负荷过重的情况下，为适应心脏做功增加，室壁厚度增加，左室室壁应力增加，提高心脏收缩功能起到早期代偿的机制；但持续的压力超负荷，可促进心肌肥厚，导致心肌细胞的坏死及凋亡，心脏的收缩和/或舒张功能受到损害，最终发展为慢性心力衰竭甚或心源性猝死。
可通过超声或血流动力学检测来评价心功能。
超声图像，测量左室舒张末期及收缩末期内径(LVIDd、LVIDs)，同时系统将会自动计算出相应的射血分数（EF%）及左室短轴缩短率（FS%）。
2. TTC染色测量梗死面积
迅速取下心脏，清洁并挤压心脏蘸干血渍，4°C生理盐水冲洗干净后蘸干，于-
20°C冰箱冷冻15min至心脏变硬，取出并用刀片自心尖向心底沿房室沟方向切成1mm厚切片，共切5片，迅速将切片置于5ml，37°C，1% PH为7.4的TTC磷酸缓冲液中，水浴15min，TTC染色后梗死区为白色，梗死边缘区为砖红色，正常区为红色。
取出心脏，剔除血管、脂肪等杂质，心脏放纱布上蘸干残留的血渍和溶液并称重后放入4%多聚甲醛溶液中保存，24h后行脱水、包埋、石蜡切片，各个标本选择固定位置（乳头肌水平）切片，做HE染色。
HE 染色结果可见，对照组心肌排列整齐、细胞质丰富均匀、间质正常；模型组部分心肌细胞核丢失、心肌细胞呈空泡样变、梗死区可见心肌组织紊乱、梗死区心肌细胞消失，代之以纤维瘢痕组织。
4. ELISA 法检测大鼠血清中细胞因子含量
大鼠于术后1h，2h，4h，6h取血，室温静止2h，4℃，3000r/min离心10min，分离出上层血清，使用ELISA试剂盒检测cTn-T等细胞因子的含量。