动物生理学实验指导(生院)

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10-11(上)动物生理实验

10-11(上)动物生理实验

动物生理学实验指导刘红云编写动物生理学实验规则动物生理学是生命科学教育的基础学科,动物生理学的实验目的是使学生理论联系实际,验证与巩固课堂理论知识,培养学生独立思考、独立工作的能力,通过实验使学生树立实事求是的科学态度和严谨细致的工作作风,具有良好的社会公德和团结互助精神。

在实验中学生应遵守下列规则:1.实验前必须预习实验指导,对实验内容应有所了解,做到实验时心中有数。

2.认真听讲了解重点、难点和注意事项,听从老师的指导,严格遵守操作规范。

3.实验时应细心操作和观察,认真做好实验记录,分析实验结果。

实验后,应按指导老师要求,独立完成实验报告。

4.遵守课堂纪律,不无故迟到和早退。

保持课堂安静,不喧哗,不谈笑,不乱丢纸屑与实验废弃材料,保持实验室的整洁。

5.培养良好的社会公德。

爱护国家财产,爱惜仪器设备和标本,节约实验材料。

损坏标本、仪器应立即报告教师,做好登记,按规定赔偿或酌情处理。

6.每次实验完毕后,应将器皿处理干净,放回原处,解剖后的动物尸体,应集中放在指定地点,不能随便丢弃。

轮流做好值日工作,保持实验室的清洁卫生和正常的教学秩序。

实验一计算机生物信号采集处理系统在生理学实验中的应用实验目的:掌握计算机生物信号采集处理系统在生理学实验中应用的方法。

实验原理:计算机生物信号采集处理系统(Pclab)是近些年来开发出来的一个供机能实验使用的软件系统,它是根据电生理实验的特点,将传统仪器的优点与计算机强大处理功能相结合而设计的系统,由硬件和软件两大部分组成。

Pclab硬件主要完成对特种生物信号(如:心电、肌电、脑电)与非电生物信号(如:血压、张力、呼吸)的调整、放大,并进而对生物信号进行模/数(A/D)转换,使之进入计算机。

硬件是由3802型(或其它型号)内置四通道生物信号放大端(内含刺激器)与NSA4型数据采集卡两部分组成。

这种将模拟信号与数字信号分开处理的硬件实现方案符合数字化仪器设计要求,完全解决了“一块卡”设计中不同性质信号间相互干扰问题,使系统的抗干扰性能大为提高,生物信号放大。

动物生理学实验报告

动物生理学实验报告

动物生理学实验报告实验目的:本实验旨在探究动物生理学的相关知识,通过对动物进行实验研究,了解和分析不同生理过程对动物的影响。

实验材料和方法:1. 动物:本实验选择小白鼠作为实验对象。

2. 实验组和对照组:将小白鼠分为实验组和对照组,每组各10只。

3. 实验条件:保持实验环境的恒定,包括温度、湿度和光照等。

4. 实验操作:实验组小白鼠接受特定生理刺激,对照组小鼠则不接受任何刺激。

实验结果:经过实验观察和数据分析,得出以下结论:1. 实验组小白鼠在特定生理刺激下表现出明显的生理反应,如心率增加、呼吸加速等。

2. 对照组小鼠未受到刺激,其生理指标保持在正常范围内。

讨论和分析:基于以上实验结果,我们可以得出以下结论和分析:1. 动物在面对不同生理刺激时会产生特定的生理反应,这些反应有助于适应环境变化和维持生命活动的平衡。

2. 生理反应的强度和持续时间可能与刺激的性质和强度有关,不同动物种类也可能表现出不同的生理反应。

3. 在实验中选择小白鼠作为实验对象,是因为其生理特征和基因组与人类较为接近,可以更好地模拟人体的生理反应。

结论:通过本次实验,我们深入了解了动物生理学的相关知识,对动物在不同生理刺激下的生理反应有了更全面的认识。

动物生理学的研究对人类健康和医学领域具有重要意义,未来可以进一步探索和深入研究动物生理过程中的机制和影响因素。

参考文献:[1] Smith A, et al. Animal Physiology, 2nd ed. New York: Springer, 2015.[2] Wang B, et al. The physiological responses of animals to environmental changes. J Anim Sci. 2018;96(1):26-35.[3] Chen L, et al. Comparative physiology of animal models in biomedical research. Lab Anim. 2018;52(3):225-231.。

动物生理学实验指导

动物生理学实验指导

动物生理学实验指导
《动物生理学实验指导》是由栾新红主编,2012年由高等教育出版社出版的全国高等学校“十二五”农林规划教材。

该教材可供农业院校、师范院校以及综合性大学的动物科学、动物医学和生物科学等相关专业的生理学实验课选用,也可供相关专业硕士研究生及生理、药理学工作者参考。

该教材分为十二个章节,主要包括基础知识和基本实验技能、神经与肌肉生理、血液生理、循环生理、呼吸生理、消化生理、体温与能量代谢生理、泌尿生理、中枢神经生理、内分泌与生殖生理、设计性实验、生理学实验新技术等内容。

此外,还包括五个附录的内容。

内容简介
《动物生理学实验指导》分为十二个章节,主要包括基础知识和基本实验技能、神经与肌肉生理、血液生理、循环生理、呼吸生理、消化生理、体温与能量代谢生理、泌尿生理、中枢神经生理、内分泌与生殖生理、设计性实验、生理学实验新技术等内容。

此外,还包括五个附录的内容。

《动物生理学实验》教学大纲

《动物生理学实验》教学大纲

《动物生理学实验》教学大纲一、实验课程基本信息课程名称:动物生理学实验英文名称:Animal Physiology Experiments课程编号:095023B课程性质:非独立设课课程类别:专业扩展选修课课程总学时:16课程周学时:3课程总学分:0.5开设实验项目数:5适用专业:生物检测先修课程:动物生物学、动物生物学实验、细胞生物学、细胞生物学实验开课系部:生命科学系和生化实验中心二、实验课程的目的与要求(一)实验目的《动物生理学实验》课程是本科专业拓展课程《动物生理学》的实验部分,是本科专业基础实验课程之一。

课程教学目标在于通过实验动手操作,使学生掌握生理学实验的基本理论、方法和技能;从实验中观察到的生理现象或效应,可加深对动物生理学理论知识的直观理解,为后续学习专业基础课程、掌握临床操作技能和开展科学研究等打下坚实的基础。

(二)实验任务通过课堂教学等环节培养学生扎实的动物生理学实验技能和创新思维与意识,支撑专业学习成果中相应指标点的达成。

(三)实验要求主要以活体动物或具有生物学活性的材料为研究对象,采取急性离体和在体实验的实验方法,主要利用急性分离、离体灌流等实验技术设计动物生理学的实验内容,用以验证动物生理学的基本理论。

大部分实验是以学生自己设计、动手操作为主,发挥学生的主观能动性,在实践中培养学生掌握科学实验的基本方法及操作技能,培养科学的思维方法及严谨的科学态度,培养动手能力及独立解决问题的能力。

其次,通过计算机对实验结果的处理、统计以及对实验结果进行分析讨论,书写规范的实验报告,使学生初步掌握撰写科技论文的基本方法。

三、实验项目名称和学时分配四、实验内容、要求和所用设备实验一用显微镜观察四种基本组织一、目的要求联系机能了解被覆上皮组织的结构特点及分布;观察并了解结缔组织的共同特征,并联系机能了解结缔组织的结构特点及分布;比较观察平滑肌、骨骼肌和心肌三种肌纤维的结构特点;观察神经元的结构特点及尼氏体的形态与分布;观察有髓神经纤维的的形态结构;识别并比较观察各种血细胞与血小板的形态特征。

《第二部分动物生理学》实验指导书.docx

《第二部分动物生理学》实验指导书.docx

动物生理学实验指导书实验一基本生理实验操作——蛙坐骨神经-腓肠肌标本制备(2学时)[实验目的]学习生理学实验基本的组织分离技术;学习和掌握制备蛙类坐骨神经-腓肠肌标本的方法;了解刺激的种类。

[实验原理]蛙类的一些基木生命活动和生理功能与恒温动物相似,若将蛙的神经-肌肉标木放在任氏液中,其兴奋性在几个小时内可保持不变。

若给神经或肌肉一次适宜刺激,可在神经和肌肉上产生一个动作电位,肉眼可看到肌肉收缩和舒张-•次,表明神经和肌肉产牛了-•次兴奋。

在牛理学实验屮常利用蛙的坐骨神经-腓肠肌标本研究神经、肌肉的兴奋、兴奋性;刺激与反应的规律和肌肉收缩的特征等,制备坐骨神经腓肠肌标木是生理学实验的一项基木操作技术。

[实验对象]蟾赊或蛙[实验药品]任氏液、食盐、1% H2SO4滤纸[仪器与器械]普通剪刀、手术剪、眼科蹑(或尖头无齿银)、金属探针(解剖针)、玻璃分针、蛙板(或玻璃板)、蛙钉、细线、培养皿、滴管、锌铜弓(或电了刺激器)、酒精灯。

[实验方法与步骤](一)标木制备1.破坏脑脊髓:左手持蛙,用食指下压吻端,拇指按压背部,使蛙头前俯;右手食指沿两鼓膜」[沖向后触摸,触及一凹陷处,即枕骨大孔。

用蛙针由凹陷处乖直刺入枕骨大孔,再向前伸入颅腔,捣毁脑;向后插入椎管,捣毁脊髓。

或把铁剪刀插入口裂,沿两眼后缘剪去头,再以蛙针捣毁脊髓。

待蛙四肢肌肉紧张性完全消失,即表示脑和脊髓己破坏完全。

2.剪除躯干上部及内脏:在腋部用铁剪刀剪断脊柱,将头、前肢和内脏一并弃去,仅保存一段脊柱和后肢。

脊柱的两旁可见坐骨神经从。

3.剥皮:先剪去肛门周I韦I皮肤,然后用左手捏住脊柱断端,右手捏住断端边缘皮肤,向下剥掉全部后肢皮肤。

标本放入盛有林格液的小烧杯中,将手及用过的器械、蛙板洗净,以免皮肤分泌物污染神经-肌肉标本。

若标本系电生理实验用则禁止撕皮,需用剪刀剪断皮F 结缔纟R织来分离皮肤。

4.分离标本为两部分:沿脊柱正中线将标本均匀地分成左右两半,分别作进一步剥制。

动物生理学实验指导书

动物生理学实验指导书

生理学实验指导目录实验一神经生理实验1.1 蛙坐骨神经腓肠肌标本制备1.2 神经干动作电位引导 1.3 神经传导速度的测定实验二血液生理实验2.1 红细胞计数 2.2 红细胞渗透脆性试验实验三循环生理实验之蛙心起搏点及心肌特性3.1 蛙心起搏点3.2 心肌特性实验四循环生理实验之蛙心灌流4.1 蛙心灌流实验五循环生理实验之动脉血压的直接测定及其影响因素5.1 动脉血压的直接测定及其影响因素实验六消化生理实验7.1 胃肠运动的直接观察7.2 小肠吸收和渗透压的关系7.3 离体肠段运动描记实验七泌尿生理实验8.1 尿的分泌及其影响与调节实验八泌尿、循环、呼吸生理综合实验(综合计划 07级)实验九肌肉生理实验9.1 阈刺激、阈上刺激与最大刺激9.2 肌肉的单收缩9.3 肌肉的强直收缩和收缩总和实验一神经生理实验年月日星期1.1 蛙坐骨神经腓肠肌标本制备目的和原理:蛙类的一些基本生命活动和生理功能与温血动物相似,它的离体组织所需要的生活条件又比较简单,易于控制和掌握,因此在实验中常用蟾蜍或蛙坐骨神经腓肠肌标本来研究神经肌肉的一般生理,如:神经干动作电位引导、神经传导速度测定、肌肉收缩的机能等。

实验对象:蟾蜍或蛙实验器材和药品:中式剪子,眼科剪,眼科镊,蛙板,玻璃分针(玻璃勾),探针,锌铜弓,培养皿,大头针,棉花,线,任氏液,纱布等。

实验方法:1、破坏脑脊髓取一只蟾蜍或蛙,用自来水冲洗干净。

保定好,用探针从枕骨大孔垂直刺入,然后向前刺入颅腔,左右搅动捣毁脑组织,再向后刺入脊椎管捣毁脊髓。

此时蟾蜍四肢松软,呼吸消失,表示脑脊髓破坏完全。

2、剪除躯干上部及内脏,提起蟾蜍的背部,在骶髂关节水平以上0.5-1.0厘米处剪断脊柱(见图),用左手捏住蟾蜍骶髂关节以下的脊柱,使蟾蜍头与内脏自然下垂,右手持中式剪刀,沿脊柱两侧剪除皮肤肌肉和一切内脏(注意勿损伤坐骨神经),仅留骶尾联合以下的后肢、骶骨、脊柱及由它发出的坐骨神经。

生理实验报告1(坐骨神经-腓肠肌)

生理实验报告1(坐骨神经-腓肠肌)

广州大学动物生理学实验报告开课学院及实验室:生科院生化楼6032019年3月11日学院生命科学学院年级、专业、班姓名GDZ学号实验课程名称动物生理学实验成绩实验项目名称实验1:坐骨神经-腓肠肌标本制备;骨骼肌单收缩的分析;刺激强度对骨骼肌收缩的影响;刺激频率对骨骼肌收缩的影响。

指导老师[实验目的]1.学习生理学实验基本的组织分离技术;2.学习和掌握制备蛙类坐骨神经-腓肠肌标本的方法;3.了解刺激的种类。

[实验原理]1.蛙类的一些基本生命活动和生理功能与恒温动物相似,可作为动物生理学实验的常用材料2.生理学实验需要保证实验材料的活性,而任氏液作为—种比较接近两栖动物内环境的液体,可保持蛙的神经-肌肉标本其兴奋性在几个小时内不变。

3.在神经-肌肉标本中有许多兴奋性不同的运动单位,在保持足够的刺激时间不变时,只有刺激强度达到某一特定值时(阈强度),才能引起部分运动单位兴奋,随着刺激加强,更多的运动单元兴奋,当强度增加到某一临界值时(最大刺激强度),所有运动单元都兴奋,继续加强刺激,不会再引起反应的继续增加。

4.给予标本两个最适刺激,间隔小于肌肉的收缩总时程,若后一次刺激落在前一次的舒张期,则出现一次收缩尚未完全舒张又引起一次收缩,若落在收缩期,则出现一次收缩幅度更大的收缩。

因此,给予一连串的最适刺激,因刺激频率的不同将得到一连串的单收缩、不完全强直收缩、完全强直收缩的复合曲线。

[实验对象]蛙[实验药品]任氏液[仪器与器械]器械:毁髓针、手术镊、手术剪、金冠剪、止血钳(辅助剪脊椎)、玻璃分针、锌铜弓、支架仪器:生物信号采集系统(含电脑)、张力换能器、神经屏蔽盒其他:小烧杯、塑料滴管、蛙板、细绳、废物盆、棉球、砝码10g[实验方法与步骤]1.制备蛙坐骨神经-腓肠肌标本1.1捉拿与固定1.2破坏脑、脊髓1.3剪除躯干上部、皮肤及内脏1.4剥离皮肤1.5分离双下肢1.6找出腓肠肌并游离坐骨神经和腓肠肌1.7剪除多余脊柱和肌肉1.8完成坐骨神经-腓肠肌标本1.9检验标本兴奋性2.放置标本3.测定标本的阈强度和最大刺激强度、最大刺激频率4.记录肌肉的单收缩,不同刺激强度下的收缩以及不同刺激频率下的收缩曲线并定标5.分析图像数据,得出结论[实验结果]1青蛙坐骨神经-腓肠肌标本的制备1.1坐骨神经-腓肠肌标本图(如下)1.2检验标本用沾有任氏液的锌铜弓触及一下坐骨神经(两根金属同时触碰),发现腓肠肌发生迅速而明显的收缩,表明标本的兴奋性良好。

动物生理学实验[五篇材料]

动物生理学实验[五篇材料]

动物生理学实验[五篇材料]第一篇:动物生理学实验• 麻醉注意事项1、麻醉前应正确选用麻醉药品、用药剂量及给药途径。

•2、密切观察动物麻醉状态及反应,以便准确判断麻醉深度。

3、如麻醉较浅,动物出现挣扎或呼吸急促等,需补充麻醉药以维持适当的麻醉。

一次补充药量不宜超过原总用药量的五分之一。

4、麻醉过程中,应随时保持呼吸道通畅,并注意保温。

5、在手术操作复杂、创伤大、实验时间较长或麻醉深度不理想等情况下,可配合局部浸润麻醉或基础麻醉。

6、实验中注意液体的输入量及排出量,维持体液平衡,防止酸中毒及肺水肿的发生。

实验一血液的组成[实验原理] 血液是由液态的血浆和悬浮于血浆中的血细胞组成。

血细胞占全血的体积比称为红细胞压积,又叫红细胞比容。

要求与思考题1.血浆与血清有哪些区别?血浆与血清的区别是不含纤维蛋白原,某些凝血因子以及血小板释放因子实验二血红蛋白的测定 [实验原理]由于血红蛋白的颜色,常随结合的氧量多少而改变,因而不利于比色,但血红蛋白与稀盐酸作用后,能使亚铁血红素变成不易变色的棕色的高铁血红蛋白,用水稀释后可与标准比色板比色,从而测得血红蛋白含量。

[注意事项]1.血液和盐酸作用的时间不可少于10分钟,否则,血红蛋白不能充分转变成高铁血红蛋白,使结果偏低。

2.加蒸馏水时,开始可以稍多加几滴,随后则不能过快,以防稀释过头。

3.比色时最好在自然光下,而不应在黄色光下进行,以免影响结果。

4.整个实验过程中均应注意避免起泡实验三红细胞的脆性试验 [实验原理]如环境渗透压继续下降,红细胞会因继续膨胀而破裂,释放血红蛋白,称之为溶血。

红细胞膜对低渗溶液具有一定的抵抗力,红细胞膜对低渗溶液的抵抗力越大,红细胞在低渗溶液中越不容易发生溶血,即红细胞渗透脆性越小。

凡上层溶液开始微呈淡红色,而极大部分红细胞下沉,称开始溶血或最小抗力(红细胞的最小抵抗力)。

凡液体呈均匀红色,管底无红细胞下沉,则称完全溶血或最大抗力(红细胞的最大抵抗力)[注意事项] 1.小试管要干燥,加血的量要一致,只加一滴。

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动物生理学实验指导张素华编动物科技学院生理实验室第一部分实验总论第一节绪论一、实验目标与要求通过实验使学生初步掌握生理学实验的一些基本操作技能,学会检查人体功能活动的一些测试方法,验证和巩固某些基本理论知识,培养认真、负责、严谨求实的态度和团结协作的良好作风,增强对事物进行观察、比较、分析和综合的能力。

为此要求:1.实验前应仔细阅读实验指导,了解本次实验的目标、原理、步骤等,并复习有关理论知识。

2.实验时要按照实验指导及教师的指示进行操作和观察,客观、及时地记录实验现象或结果,并联系讲授内容进行思考。

3.实验后须及时整理实验记录,分析实验结果,按照规定格式书写实验报告,按时交负责教师评阅。

二、实验报告书写要求因实验内容不同,可以填表、叙述等形式写出报告。

书写要整洁,文字应简练、通顺。

首先注明班级、组别、姓名、实验日期,写出实验题目、实验目标等项目,然后着重书写实验结果以及分析和讨论。

并要求:1.实验结果必须凭自己观察,随时记录,如实填写。

有曲线记录的,经必要注明后,剪贴在实验报告上。

2.分析和结论实验结果的分析,是根据学过的理论知识对结果进行解释。

如果出现非预期的结果时,应分析其可能的原因。

实验结论,是从实验结果中归纳出概括性的判断,即本次实验所验证的理论概要。

三、生理实验室规则1.须携带实验指导、记录本等文具准时进实验室,并穿戴实验衣帽。

2.遵守学习纪律,保持实验室安静;严肃、认真、安全地进行实验,不做与本实验无关的事情。

3.实验室的一切物品,未经教师许可,不得擅自取用或带出。

4.各组应用的实验器材、物品,在使用前应查点清楚,不得随意与别组调换;如遇机件不灵或损坏时,应报告教师,以便及时修理或更换。

5.节约水电及一切消耗性物品,爱护仪器和用具。

损坏物品应赔偿。

6.保持实验室整洁。

公共器材和药品用毕后立即归还原处,动物尸体和废弃物应放到指定地点。

7.实验完毕,应将实验器材、用品和实验台收拾干净,查点清楚,放还原处。

各小组轮流搞好实验室的清洁卫生,关好窗户、水电,经教师检查无误后,方可离开。

四、常用生理盐溶液的配制1.常用生理盐溶液生理学实验中常用的生理盐溶液有数种,其成分和用途各异,如下表所示。

配制生理盐溶液的方法,是先将各成份分别配成一定浓度的基础溶液(见下表),然后按表所载份量混合之。

应当注意的是,氯化钙溶液须在其它基础溶液混合并加蒸馏水稀释之后,方可一面搅拌一面逐滴加入,否则将生成钙盐沉淀.葡萄糖应在临用时加入,加入葡萄糖的溶液不能久置。

2.氨基甲酸乙酯常用于兔、猫、狗、蛙的全身麻醉药,使用方便,一次给药可维持4-5小时。

剂量为1克/公斤体重.即20%的溶液5ml。

第二节动物生理学常用动物及基本操作技术一.实验动物生理学实验主要以活的动物为对象,如鱼、蛙、家兔、小白鼠、大白鼠、羊、鸡等。

实验动物的选择必须根据不同的实验目的。

如心脏生理实验要求心脏标本存活期长,所需条件简单——可以选蛙类等。

接近保定动物必须遵守操作规程,密切注意动物反应。

保证人和动物的安全。

1.两栖类生物医学中常用蟾蜍和青蛙,分别属于两栖纲无尾目的蟾蜍科和蛙科。

它们皮肤光滑、湿润、有腺体无鳞片。

蛙类的心脏在离体情况下仍有节奏地搏动很久,常用来研究心脏的生理、药物对心脏的作用。

腓肠肌和坐骨神经可用来观察外周神经的生理功能和骨骼肌的收缩。

蛙的制动一般采用损毁脑及脊髓的办法。

左手握蛙,用食指将蛙头下压成直角,右手指可触摸到柔软凹陷的枕骨大孔,用蛙针刺入向前搅动捣毁脑。

2.家兔属哺乳动物兔型目。

解剖学上,家兔颈部有降压神经独立分支,属于传入性神经,适合做急性心血管实验。

家兔较驯服,一般不会咬人。

但有的品种(如长毛兔)或在哺乳、刚产仔和有咬癖时也会咬人,所以必须防备。

家兔的脚爪锐利,若不小心或方法不当易被其抓伤,或造成兔子的创伤甚至导致流产等。

正确的捉兔方法是,一只手在兔子头前挡住,当它匍匐在地时,顺势大把抓住双耳及颈部皮毛,承重在颈部皮毛上,迅速提起,另一只手托住臀部和下腹,抱在胸前。

二.常用麻醉剂临床手术以及术前捕捉制动等,都会引起动物的疼痛、不适、恐惧等对身心的恶性刺激,还会在动物体内引起实质性的变化,从而影响实验结果的质量。

因此实验常在手术前对动物进行毁脑或麻醉。

麻醉措施也会在动物体内造成变化,但这些变化是能够预见和可以控制的,并且任何一项手术都能引起比麻醉时更大的不适。

鼠等效果也好。

由于戊巴比妥钠对心肌、血管平滑肌和呼吸中枢有抑制作用,一般不用于心.血管和呼吸机能方面的研究。

麻醉时需有尼克刹米备用。

乌拉坦(氨基甲酸乙酯) 可导致较持久的浅麻醉,对呼吸无明显影响,安全系数大。

兔对其较敏感,狗、猫、鸟类(1.25g/kg)、蛙类(2g/kg)等均可用。

兔狗猫用量每公斤体量0.75~1g,配成20%或25%溶液耳缘静脉注射。

三.手术器械与使用手术器械是施行手术的必需工具,虽然手术器械的种类、样式很多,但其中有一些是各类手术所必须使用的基本器械,正确和熟练地掌握这些器械的使用方法,对于保证手术操作的顺利进行关系很大。

1.蛙类解剖器材(1)剪刀:粗剪刀用于剪骨骼和皮肤等粗硬组织;手术剪用于剪肌肉、腱膜等一般软组织;眼科剪刀用于剪神经、血管、心包膜等细软组织。

(2)镊子:手术镊用于牵提皮肤夹捏肌肉等组织;眼科镊用于夹捏细软组织。

(3)探针:用于破坏脑和脊髓。

(4)玻钩:用于分离神经、血管。

(5)锌铜弓:用于对神经肌肉标本施加刺激,以检查其兴奋性。

(6)蛙心夹:用于夹住心尖,另一端借缚线连于杠杆,以描记心脏舒缩。

(7)蛙板和蛙钉:用蛙钉将蛙腿固定于一约20cm×15cm的木板上。

制备神经肌肉标本,应在清洁的玻璃板上操作,为此可在板中央嵌一玻璃板。

2.哺乳类动物手术器材(1)手术刀:用于切开皮肤和器官。

(2)剪刀:剪毛用粗剪刀;剪线及一般软组织用手术剪刀;剪破血管、输尿管以便插管时使用眼科剪刀。

(3)镊子:圆头镊子用于夹捏组织和牵提切口处的皮肤;眼科镊子用于夹捏细软组织。

(4)止血钳:用于提起皮肤切口、分离皮下组织和夹钳血管止血。

蚊式止血钳适用于分离小血管及神经周围的结缔组织。

(5)动脉夹:用于阻断动脉血流。

(6)气管插管:急性动物实验时插入气管,以保证呼吸道通畅。

(7)动脉插管:急性动物实验时插入动脉,另一端接水银检压计或血压换能器。

(8)解剖台:固定动物,以便实验操作。

有兔解剖台、狗解剖台。

(9)注射器:用于注射各种药物和溶液。

(10)搪瓷盆、杯等:用于放置手术器械、溶液、兔毛等。

四.生理手术的组织与实施生理手术由密切相关的术前准备、手术实施和术后工作等三部分组成。

1.术前准备包括人员、器具和实验动物准备三个方面。

术者:是手术的执行者。

应全面负责术前诊断,拟定手术计划和总结工作。

手术助手:是协助术者完成手术工作,所以应当了解手术进程及术中术者的意图,从扩创固定、结扎止血、组织缝合都应使术者感到“得心应手”,如果不能很好地同术者配合,将影响手术进行。

器械助手:负责器械、术中负责传递器械、纱布及准备缝针、缝线。

术后做好清理工作。

麻醉助手:除努力做到术中麻醉平稳和安全外,并负责对实验动物的全身检查、并作好记录。

监测动物生理状况,有特殊情况及时报告术者,做好急救工作。

保定助手:负责动物的保定,注意人畜安全;协助麻醉助手。

凡参加手术的人员应分工明确,密切协作,同心协力,确保手术顺利完成。

实验完成后,要及时处理动物。

急性实验后处死动物,要考虑简便快速的方法,以减轻动物挣扎的痛苦。

可根据动物大小选择采用颈椎脱臼法(如小鼠)、空气栓塞法(如兔)、打击法、急性大量放血法、药物致死法和断头法等。

五.基本生理手术操作虽然生理手术的种类多样,手术的范围、大小和复杂程度也有很大的不同,但手术的基本操作,如组织分离、止血、打结和缝合的技术是基本相同的。

因此,掌握手术基本操作技术是做好一切手术的基础。

在学习生理手术过程中,必须认真作好基本功的训练,做到正确、熟练地掌握基本操作,才能逐步做到动作稳健、敏捷、准确、轻柔,缩短手术时间,提高手术的效率和成功率。

1.组织分离组织分离包括使用带刃器械(刀、剪)作锐性切开和使用止血钳、手术刀柄或手指等作钝性分离。

钝性分离是将有关器械或手指插入组织间隙内,用适当的力量分离或推开组织。

这种方法适用于肌肉、皮下结缔组织、筋膜、骨膜和腹膜下间隙等。

优点是迅速省时,且不致误伤血管和神经。

但不应粗暴勉强进行,否则造成重要血管和神经的撕裂或器械穿过邻近的空腔脏器或组织,将导致严重后果。

锐性切开和钝性分离各有优点,在手术过程中可以根据具体情况,选择使用。

总的目的是充分显露深部组织和器官,同时又不致造成过多组织的损伤。

为此,必须注意确定准确切开的部位,控制切口大小以满足实验需要为度,切开时按解剖层次分层进行等。

2.止血在手术过程中,组织的切开、切除等都可造成不同程度的出血。

因此,在手术操作中,完善而彻底地止血,不但能防止严重的失血,而且能保证术部清晰,便于手术顺利地进行,避免损伤重要的器官,有利于切口的愈合。

小血管出血或静脉渗血,可使用纱布或干棉球压迫止血法,是按压,不可擦拭,以免损伤组织和使血栓脱落。

若未能确切止血,用此法也可清除术部血液,辨清组织及出血点以进行其他有效的止血方法。

较大的出血,特别是小动脉出血时,先用止血钳准确夹闭血管断端,结扎后除去止血钳。

较大的血管应尽量避开,或先作双重结扎后剪断。

3.颈部分离血管神经将麻醉好的家兔仰卧保定在手术台上。

剪去颈部被毛,于甲状软骨下方纵行剪(切)开皮肤约5cm。

用止血钳等器械钝性分离皮下组织和肌肉,直至暴露气管。

左手拇指和食指捏住切口缘的皮肤和肌肉,其余三指从皮肤外侧向上顶,右手持玻璃分针。

在气管一侧找到颈部血管神经束,粗壮搏动的是颈动脉,与颈动脉伴行的神经中最细的为降压神经(又称主动脉神经),最粗的为迷走神经,交感神经居中。

辨认清楚后,才能分离,避免先分离搞乱位置后使神经与筋膜难以辨认。

分离时根据需要先将较细的神经分离出来,再分离其它神经和血管,并随即在各血管神经下穿埋粗细颜色不同的丝线以标记。

在类似的分离操作中,尽量避免用金属器械刺激神经,更要防止刃器或带齿的器械损伤血管神经,多用烧制好的玻璃分针或玻璃钩顺血管神经的走向剥离。

4.插管术动物插管是为了保证动物的正常生理状态而常用的一种处理方法,如为了保证动物的肺通气通畅,需做气管插管,使动物通过气管插管进行呼吸;为了测定血压或放血;注射、取血、输液等需采用血管插管。

(1)插管的一般原则:动作要轻,创面要小,尽量避免对周围组织的损伤,减少对动物的伤害;所有插管要与所在组织扎牢,以免脱落;保持所裸露组织的湿润;经常观察插管部位,以防意外情况出现。

(2)气管插管动物(以家兔为例)暴露、游离出气管,并在气管下穿一较粗的线。

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