马铃薯组织培养技术研究进展
马铃薯组培快繁实验报告
马铃薯组培快繁实验报告
实验目的：探究马铃薯组织培养快速繁殖的效果及影响因素。
实验材料：
1.马铃薯鲜根茎；
2.呋喃、氯仿、乙酸乙酯等有机试剂；
3.组织培养基。
实验方法：
1.将马铃薯鲜根茎表皮和细胞分离；
2.制备酵母提取物培养基；
3.将马铃薯组织进行无菌培养；
4.对组培快繁效果进行观察并记录；
5.探究温度、光照、培养基成分等因素对马铃薯组培快繁的影响。
实验结果：
经过6个月的组培，马铃薯组织得到快速繁殖，从单个组织增殖到100个以上，可见组织培养在马铃薯鲜根茎中具有较好的效果。
在探究因素对组培快繁的影响过程中，发现温度、光照和培养基成分三者间都有显著影响。
较高的温度有利于组织培养，但也容易导致组织失去活性。
光照则会影响植物代谢活动以及组织培养过程中细菌或真菌的生长，长时间暴露在强光下会导致组织
死亡。
而培养基成分则是影响效果较大的因素之一，其中激素的添加比例、营养因素的比例、蔗糖的浓度等都将会影响组培效果。
实验结论：
马铃薯组培快繁具有一定的优势，适宜的培养条件下，可实现快速繁殖，以便进行后续的育种和研究工作。
同时在培养过程中，需根据不同的因素进行调节，保证组织能够生长、分化、产生完整的植株。
马铃薯植物组培
马铃薯的块茎组织培养的研究生命科学学院生物工程132班组长：林伟平组员：温楚婷凌琦雯刘钰荧一,实验目的(1)以马铃薯的块茎为材料，研究经过器官分化或愈伤组织增殖与再分化途径，获得较多的试管苗，掌握植物快速繁殖的基本方法和过程。
(2)观察和分析不同糖类对外植体愈伤组织诱导，增殖和器官分化的影响。
二,实验原理在植物组织培养体系中，从外植体形成再生植株有不同的再分化途径，会受到培养基中不同浓度的糖的影响。
植物的快速无性繁殖是指以合适的外植体为起始材料，在无菌条件下，通过合适的培养技术，在有限的空间，短时间内快速生产大量植株的技术。
三,实验材料，试剂与器具(1)实验材料：马铃薯块茎(2)试剂：实验十一配制的各种培养基母液，蔗糖，葡萄糖，琼脂，蒸馏水，1mol/LHCl,1mol/LNaOH,HgCl或次氯酸钠，吐温20，75%乙醇或20g/L新洁尔灭，无菌水等。
(3)器具：高压灭菌锅，分析天平，酸度计，光照培养箱，微波炉，冰箱，培养架，果酱瓶，烧杯（1000mL,500mL,100mL,50mL）,移液管，量筒，不锈钢镊子，剪刀，解剖刀，脱脂棉，培养皿，称量纸，记号笔，标签纸，药匙，玻璃棒，洗耳球，洗瓶，电炉，酒精灯四,实验内容1,确定培养基配方，MS+2，4-D1.0mg/L+6-BA1.0mg/L+8g/L琼脂+不同浓度的葡萄糖/不同浓度的蔗糖（分别为1%，2%，3%，4%的葡萄糖或蔗糖）3,移液与溶化：将所需的各储存母液按顺序摆放好，将洁净的量筒，烧杯，移液管，玻璃棒，漏斗等放在指定的位置，准备好蒸馏水及瓶盖，包装纸等，取100mL小烧杯一只，用50mL 量筒量取大量元素，用各母液专用移液管分别吸取微量元素母液，铁盐母液，有机附加物母液，2，4-D母液，6-BA母液。
取1000ml烧杯一只，先用量筒取1000mL蒸馏水倒入烧杯中，用记号笔画好液位线，将蒸馏水倒出一半，准确称取8g琼脂倒入烧杯中，置于电炉煮沸，待琼脂完全溶化后，加入10g葡萄糖，充分溶解后，将准备好的含大量元素，微量元素，铁盐，有机附加物和植物生长调节物质的母液混合物倒入烧杯中，用蒸馏水将盛过母液混合物的小烧杯洗三次，一并倒入1000mL烧杯中，加热至沸腾，将烧杯远离火源，并加蒸馏水定容至设定的液位线。
马铃薯组织培养综述
马铃薯组织培养技术综述摘要：马铃薯是我国重要粮食作物之一，其组织培养技术日益成熟，目前已大量应用于生产实践和科学研究。
掌握马铃薯组织培养的基本原理与方法，了解影响培养结果的因素，有利于完善培养技术，解决马铃薯组织培养过程中的常见问题如污染、褐变和玻璃化等。
目前国内专述马铃薯组织培养技术的文献不多，本文参考相关研究，就上述方面对马铃薯组织培养技术进行综述。
关键词：马铃薯；组织培养；影响因素；常见问题。
1 前言植物组织培养是指从植物体内取出组织或细胞，在离体的条件下模拟体内的生理环境，使其生存、生长、繁殖，近年来在生产实践上显示出广泛的应用前景。
马铃薯属茄科茄属植物，是粮菜兼用作物，产量仅次于水稻、小麦、玉米，居世界第四位，我国是种植面积最大的国家【1】。
马铃薯生产中多采用块茎进行无性繁殖，在其繁殖过程中，易受病毒和细菌侵染导致产量下降，经数代积累可使种性退化【2】。
通过植物组织培养技术，可以生产马铃薯的脱毒苗，缩短其生长周期，进行批量快速繁殖。
除了满足生产实践的需要，在科学研究上马铃薯是细胞培养和农杆菌介导转化的模式植物之一。
因此，马铃薯组织培养是植物组织培养技术的重要应用领域。
2 植物组织培养概述植物细胞具有全能性。
细胞全能性是指植物体任何一个细胞都携带者一套发育成完整植株的全部遗传信息，在离体培养情况下，这些信息可以表达产生出完整的植株。
根据这一理论，植物组织培养技术在20世纪初建立起来，至今发展已比较成熟，而且随着研究的深入不断涌现新的技术。
植物组织培养需要经过脱分化和再分化的过程。
分化了的植物根、茎、叶细胞，通过脱分化培养可以产生愈伤组织。
愈伤组织是一种能迅速增殖的无特定结构和功能的细胞团。
愈伤组织经过进一步的分化培养，提供不同的营养和激素成分，又可再生出完整的小植株。
植物组织培养常见应用领域包括脱毒和快速繁殖、育种研究、低温储存及种质库的建立、药物及其他生物制剂的工业化生产等【3】。
3 马铃薯组织培养技术3.1基本方法3.1.1表面灭菌由于在培养基上，真菌和细菌的生长远远快于植物试材，导致过盛生长而杀死植株。
马铃薯无菌实验报告
一、实验目的本实验旨在掌握马铃薯无菌操作技术，通过组织培养方法，培育出无病毒的脱毒马铃薯种苗，从而提高马铃薯的产量和品质。
实验过程中，我们将学习无菌操作的基本原则和步骤，确保实验结果的准确性和可靠性。
二、实验原理马铃薯组织培养技术是一种利用植物组织培养原理，通过无菌操作将马铃薯茎尖、叶片等组织在适宜的培养基上进行培养，使其生长、分化，最终形成完整的植株。
无菌操作是保证培养成功的关键，可以防止细菌、真菌等微生物的污染，确保培养物的健康生长。
三、实验材料与仪器1. 实验材料：- 马铃薯茎尖- MS培养基- 超净工作台- 75%酒精- 次酸钠- 接种器械- 无菌水- 酒精灯- 紫外线灯- 小型喷雾器2. 实验仪器：- 培养皿- 培养瓶- 移液枪- 移液器- 灭菌锅四、实验步骤1. 外植体消毒- 将马铃薯茎尖切取后，用自来水冲洗干净。
- 将处理后的茎尖浸泡在75%酒精中30秒，取出后用无菌水冲洗。
- 将茎尖放入2%次酸钠溶液中浸泡10分钟，然后用无菌水冲洗数次。
2. 无菌操作- 穿上无菌工作服、帽子、口罩、鞋子，进入超净工作台。
- 用75%酒精擦拭超净工作台台面和四周，打开紫外线灯照射20-30分钟，关闭紫外线灯后，让过滤空气吹拂工作台面和台壁四周15-30分钟。
- 用75%酒精消毒双手，将装有培养基的培养瓶放入超净工作台。
- 用酒精灯灼烧接种器械，待其冷却后进行接种。
3. 接种与培养- 将消毒后的茎尖接种到MS培养基上。
- 将接种好的培养皿放入培养箱中，保持适宜的温度和光照条件。
- 定期观察培养物的生长情况，记录生长数据。
4. 脱毒鉴定- 当培养物长出一定数量的叶片时，将其移栽到土壤中，观察植株的生长情况。
- 对生长健康的植株进行病毒检测，确认其无病毒。
五、实验结果与分析1. 在实验过程中，我们严格按照无菌操作原则进行操作，确保了培养物的健康生长。
2. 经过多次接种和培养，我们成功培育出了无病毒的脱毒马铃薯种苗。
马铃薯细胞培养实验报告
一、实验目的1. 学习植物细胞培养的基本原理和方法。
2. 掌握马铃薯细胞培养的实验操作技能。
3. 熟悉植物组织培养过程中的无菌操作和注意事项。
二、实验原理马铃薯细胞培养是利用植物组织培养技术，将马铃薯的愈伤组织或胚性细胞在体外培养条件下，使其生长发育成为完整的植株。
实验过程中，通过添加适当的植物激素和营养物质，调控细胞分裂和分化，实现马铃薯的再生。
三、实验材料1. 马铃薯：选用新鲜、无病虫害的马铃薯块茎。
2. 试剂：MS培养基、活性炭、琼脂、蔗糖、氮源、磷源、微量元素、植物激素等。
3. 仪器：超净工作台、高压蒸汽灭菌器、显微镜、移液器、培养皿、剪刀、镊子等。
四、实验步骤1. 马铃薯块茎表面消毒：用75%乙醇对马铃薯块茎进行消毒，然后用无菌水冲洗3次。
2. 块茎切块：将消毒后的马铃薯块茎切成1cm×1cm的小块，去除芽眼。
3. 外植体表面消毒：用75%乙醇对切块的马铃薯进行消毒，然后用无菌水冲洗3次。
4. 培养基制备：配制MS培养基，加入适量的活性炭、蔗糖、氮源、磷源、微量元素和植物激素。
5. 培养基灭菌：将配制好的培养基放入高压蒸汽灭菌器中，121℃灭菌20分钟。
6. 培养基冷却：待培养基冷却至50℃左右，加入琼脂，搅拌均匀。
7. 培养基倒平板：将冷却后的培养基倒入培养皿中，待凝固后，用无菌镊子将外植体接种于培养基表面。
8. 培养条件：将接种好的培养皿放入培养箱中，保持25℃、光照强度为2000lx、光照时间12小时。
9. 观察记录：每隔一定时间观察马铃薯细胞培养的生长情况，记录细胞分裂、分化、生根、发芽等过程。
五、实验结果与分析1. 马铃薯细胞培养初期，外植体表面出现少量愈伤组织，细胞分裂旺盛。
2. 经过一段时间培养，愈伤组织逐渐增多，细胞分裂速度加快，形成愈伤组织块。
3. 随着培养时间的延长，愈伤组织块逐渐分化出芽和根。
4. 芽分化过程中，细胞分裂速度减慢，芽长出叶和茎。
5. 根分化过程中，细胞分裂速度加快，根逐渐伸长。
马铃薯组织培养简化脱毒技术
马铃薯组织培养简化脱毒技术
马铃薯是我国重要的蔬菜作物之一，具有高蛋白、高淀粉、高营养价值，是人们必不
可少的食品之一。
然而，在种植和生产过程中，马铃薯会遭受各种病害和虫害的侵害，如
果不进行科学有效的防治，将会严重影响马铃薯的生产和收成。
其中，病毒病是马铃薯种
植中主要的一种病害，如果不及时控制，将对马铃薯产生较大的危害。
为了解决这个问题，科学家们开发了一种名为“组织培养简化脱毒技术”的方法，该
技术可以有效地使马铃薯保持无病毒状态，同时提高其种植质量和产量。
组织培养简化脱毒技术是一种采用组织培养和简化脱毒技术相结合的马铃薯繁殖方法。
该方法要先从健康的母株中取出组织，再将其在营养剂和生长抑制剂的作用下进行培养，
使其形成小植株，再进行脱毒处理，最后将其移栽到田间进行种植，达到规模化繁殖的目的。
这种技术的主要优点在于其快速、高效、节约的特点。
与传统的马铃薯种植方法相比，组织培养简化脱毒技术可以迅速获得种植质量稳定、无病毒、高产的马铃薯，并且可以大
大降低种植成本。
但是，组织培养简化脱毒技术也具有一定的局限性。
首先，它需要高水平的技术人员
操作，普通农民应用难度较大；其次，它的操作过程需要比较严格的环境和设备控制，对
研究条件提出了较高的要求；再者，该技术的成功率也与所选用的材料有关，在选材上也
需要有比较严格的要求。
总之，组织培养简化脱毒技术是一种非常有效的马铃薯繁殖方法。
它可以为农民提供
更为优质的马铃薯种苗，并且可以大大提高马铃薯的种植效益，但是该技术在操作和选材
上都存在一定的难度，需要科学家们进一步研究和优化。
马铃薯试管苗培养及试管薯诱导研究进展
１ ． １ 培养基类型对马铃薯试管苗生长 的影响
液体 培养更 有利于试 管苗 吸收营 养 ，使试 管苗 叶色浓 绿 、茎 杆粗壮 、植株 生长健壮 整齐 、是短期 内快繁 及壮 苗
管 苗的生 长 ，而 ２ ， ４ － Ｄ ２ ． ５ ｍｇ ／ Ｌ ＋ ６ 一 Ｂ Ａ ２ ． ０ ｍ ｇ ／ Ｌ ＋ Ｋ Ｔ
光 照条件 也是影 响试管 苗生长 的重要 因素 。通常在 初
代培 养和 增殖培养阶段 ， 需要弱光 照 ， 而在 生根 壮苗阶段 ， 则
产脱毒 马铃薯 试管薯 以及微 型薯 ，并进一 步繁殖原 种和 合 格种 薯 ，既能 有效地 防止 种薯退化 ，又能 提高种 薯的生 产 效率 。这种 低成本 的生产规 模化 ，是一项 繁殖速 度快 、科
基进 行 了试 管苗 壮苗 试验 ， 发现 ＭＳ 液 体培 养基 优于 固体 ，
并且 培养 液用量以１ ０ ０ ｍｌ 三 角瓶 中放 １ ０ ｍ ｌ 为最佳 ，与齐恩
存在的问题 ， 严 重限制作物种植面积的扩大和产量的提高【 １ ］ 。
植物快速繁殖技 术始于２ ０ 世纪６ ０ 年 代 ，法 国的Ｍｏ ｒ ｅ ｌ 用茎 尖 培养 的方法大量 繁殖 兰花并获 得成 功 ，从此 揭开 了植物快 速繁殖技术研 究和应用的序幕【 ２ 】 。利用 以组 织培养为基础 的 马铃 薯脱毒快 繁技 术 ，能快 速获得 脱毒 马铃薯试 管苗 ，生
要作用 。 因此 ，可以在 马铃薯 茎尖培 养 中加入 适 当浓度 的 生长调节物质 ，促进茎尖的生长发育 。赵文魁ｔ ， ２ １ ￣人对试管
马铃薯的培养实验报告
一、实验目的1. 了解马铃薯的生长习性及繁殖方法。
2. 掌握马铃薯的离体培养技术。
3. 观察马铃薯生长过程中的形态变化。
二、实验材料与仪器1. 实验材料：马铃薯块茎、无菌水、无菌滤纸、无菌刀片、移液枪、培养皿、超净工作台、恒温培养箱、显微镜等。
2. 实验试剂：氯化钠、氯化钙、葡萄糖、琼脂、氢氧化钠、硫酸铜、硝酸钾等。
三、实验方法1. 马铃薯块茎表面消毒：将马铃薯块茎洗净，用无菌刀片切去表面1-2cm，用无菌水清洗3-5次，再用70%酒精浸泡1分钟，最后用无菌滤纸吸干水分。
2. 马铃薯芽尖剥离：用无菌刀片将消毒后的马铃薯块茎切成3cm×3cm的小块，确保芽尖位于小块中央。
3. 培养基制备：按照以下配方制备培养基：- 营养基：马铃薯浸出粉20g，葡萄糖20g，氯化钠1g，氯化钙0.5g，硝酸钾0.5g，硫酸铜0.01g，琼脂10g。
- pH值调至6.0-6.5。
4. 培养基灭菌：将制备好的培养基分装于无菌培养皿中，用高压蒸汽灭菌法进行灭菌，灭菌时间为20分钟。
5. 马铃薯芽尖接种：将灭菌后的培养基冷却至50℃左右，将马铃薯芽尖接种于培养基上，每皿接种3个芽尖。
6. 培养条件：将接种后的培养皿置于恒温培养箱中，温度控制在25℃左右，光照强度为2000-3000勒克斯，光照时间为12小时/天。
7. 观察与记录：每隔一定时间观察马铃薯芽尖的生长情况，记录芽尖的生长高度、叶色、叶形等形态变化。
四、实验结果与分析1. 马铃薯芽尖生长情况：接种后第5天，芽尖开始生长，表现为芽尖变绿，生长速度逐渐加快。
第10天，芽尖高度可达1cm左右，叶片开始展开，颜色鲜绿。
第15天，芽尖高度可达2cm左右，叶片数量增多，颜色更加鲜绿。
2. 马铃薯芽尖形态变化：接种后第5天，芽尖开始分化出茎和叶，茎逐渐变粗，叶片逐渐展开。
第10天，茎粗约1mm，叶片数量约4片，颜色鲜绿。
第15天，茎粗约2mm，叶片数量约6片，颜色更加鲜绿。
马铃薯大西洋品种的茎尖组织培养技术
马铃薯大西洋品种的茎尖组织培养技术摘要马铃薯品种大西洋是国内外广泛种植的品种，青海省在大西洋品种的组织培养中试管苗出现了生长势减弱、茎叶嫩黄、繁殖系数减小退化等问题，通过对其茎尖剥离、病毒检测及组织培养管理技术总结，为解决生产中的实际问题、生产优质的脱毒组培苗提供参考依据。
关键词马铃薯；茎尖剥离；组织培养马铃薯品种大西洋是目前国内外广泛种植的炸片型、加工型品种，但该品种易感晚疫病，适合在我国北方晚疫病发生较轻的地区种植或繁种。
青海省由于气候寒冷、隔离条件好、晚疫病和病毒病发生危害轻等优势已成为马铃薯种薯繁育的理想基地。
近年来，随着脱毒技术和组织培养技术的应用，青海种植大西洋种薯的规模在不断扩大，但是在大西洋组培快繁过程中，随着继代次数的增加、继代时间的延长和外源生长延缓剂在植物体内的累积，其试管苗也发生了严重退化，表现为苗的生长势减弱、茎叶嫩黄、繁殖系数减小，影响移栽成活率和降低微型薯的生产潜力，甚至产生变异苗，因此每过一段时间就要对其进行茎尖剥离，以达到脱毒复壮及保证脱毒种薯质量的目的。
本文对马铃薯大西洋品种的脱毒及组培管理技术进行总结，以期为生产优质脱毒苗，保证种薯源头质量提供参考依据。
1茎尖剥离1.1材料的选择和处理在大田选择生长健壮、没有病虫危害且大西洋品种特性表现典型的植株，小心挖出其薯块后进行常规窖藏；待薯块通过自然休眠期后置于网袋中，在室内进行自然光催芽或用5~8mg/kg的赤霉素浸种0.5~1.0h进行催芽处理；待芽长到4~5cm未充分展开叶时，将芽从薯块取下，剥去外面多层的叶片并将底部剪去2cm左右后进行消毒处理。
1.2外植体消毒及茎尖剥离剪取的芽用纱布包好放入烧杯中，用自来水流水冲洗20~30min去除表面杂质，在无菌条件下先用无水乙醇浸润3s左右去除表面张力，放入盛有0.1%升汞的无菌培养瓶中灭菌6~8min，期间轻轻晃动培养瓶使灭菌完全，然后用无菌水冲洗4次。
解剖镜下在灭过菌的培养皿中进行茎尖剥离，小心剥取带1~2个叶原基的茎尖0.1~0.3mm，迅速接种到分化培养基中，防止茎尖风干死亡。
马铃薯茎尖脱毒组织培养技术研究综述
马铃薯茎尖脱毒组织培养技术研究综述作者：杨小琴李善才李增伟胡晓燕孙利军来源：《现代农业科技》2009年第22期摘要综述了近几年来马铃薯茎尖脱毒技术的研究进展,从马铃薯生产概况及危害马铃薯的主要因素、茎尖剥离发展历史及原理、茎尖脱毒技术要点、影响马铃薯茎尖脱毒效率的因素方面作了概述并对其发展前景进行了展望,以为马铃薯茎尖脱毒技术发展奠定基础。
关键词马铃薯;茎尖;脱毒;组织培养中图分类号S532文献标识码A文章编号 1007-5739(2009)22-0085-02ReasarchReviewOn Virus-freeTechnology ofPotatoStep-tip Tissue CultureYANG Xiao-qinLI Shan-caiLI Zeng-weiHU Xiao-yanSUN Li-jun(Yulin Institution of Agricultural Sciences,Yulin Shaanxi 719000)AbstractIn the paper,the recent studies on step-tip tissue culture of potato were reviewed. The respects about potato production situation,factors of potato production,historical development, theory and outline of virus-free on step-tip,and influencing factors on virus-free on step-tip tissue culture were summaried.Then the development prospect was presented so as to lay a foundation for the development of potato step-tip virus-free tissue culture.Key wordspotato;step-tip;virus-free;tissue culture马铃薯栽培分布较广,世界上共有148个国家栽培,主要分布在欧洲和亚洲。
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马铃薯组织培养技术研究进展
作者：高龙梅吴明阳刘小英杨小丽李益胡振兴
来源：《新农业》2019年第11期
摘要：马铃薯组织培养技术被广泛应用在马铃薯育种、脱毒快繁等应用研究方面，以及细胞、组织的代谢生理及生化方面的基础理论研究上，具有十分重要的意义。
文章对马铃薯组织培养中外植体材料的选择及预处理、愈伤组织的诱导和继代培养、再生植株的诱导三个方面进行了归纳和总结。
关键词：马铃薯;组织培养;外植体;愈伤组织
马铃薯组织培养是指通过无菌操作将马铃薯植株上的器官或组织的片段（外植体）切取下来，接种到培养基上，在人工控制的条件下进行培养，使其产生完整植株的过程，主要包括外植体的选择及预处理、愈伤组织的诱导和继代培养、愈伤组织分化为再生植株等步骤。
1 外植体材料来源及预处理
目前，用于马铃薯组织培养的外植体种类较多，通常根据不同的组织培养用途选择不同的外植体。
诱导再生植株，进行马铃薯快繁扩繁通常选用马铃薯茎段、叶片、块茎等组织作为外植体。
韩善华等通过对马铃薯幼茎切段、幼芽的培养获得了再生植株，并且指出细胞分裂素6-BA是苗分化不可缺少的调节剂。
双宝等通过对叶片、块茎的培养获得了再生植株，并且指出0.5平方厘米大小的叶片诱导植株再生的效果最佳。
进行马铃薯脱毒，获得无病毒植株通常选用马铃薯茎尖进行培养。
马铃薯茎尖的分生组织含病毒量少或不含病毒，因此能较高效率的获得无病毒的马铃薯植株，从而改善病毒的侵染造成的马铃薯质量退化、产量下降的问题。
研究表明带1～2个叶原基的离体茎尖具有较好的脱毒再生效果。
马铃薯栽培种大多为同源四倍体，通常选用马铃薯花药、子房等器官进行培养获得其他倍性的马铃薯遗传育种材料。
如陶自荣等离体培养未授粉的马铃薯子房获得了双单倍体再生植株。
贺苗苗对20个马铃薯资源的花药进行培养，获得了3个品种资源的单倍体再生植株。
由于外植体材料大部分取自田间，附有大量的微生物，在培养基上，微生物的生长远远快于马铃薯外植体的生长，导致植株的生长不良甚至死亡。
因此，接种前应对外植体进行表面消毒等预处理，以防止真菌、细菌等微生物的浸染。
预处理时，通常先用自来水流水冲洗一定时间，再用消毒剂进行消毒。
常用的消毒剂有酒精、升汞、次氯酸钠、过氧化氢、漂白粉、新洁尔灭等。
2 愈伤组织诱导和继代培养
马铃薯愈伤组织的诱导一般在温度为23～25℃，光照时间为12～14小时/天，光照强度为2000～3000勒克斯的条件下进行，影响愈伤组织诱导的关键因素主要有培养基配方的选择和培养过程中褐化的控制等因素。
诱导马铃薯愈伤组织的培养基通常为MS培养基添加NAA、2，4-D、IAA、6-BA、ZT、KT等植物生长激素。
杨春研究生长素和细胞分裂素在马铃薯愈伤组织分化中的作用表明，MS+1.5毫克/升6-BA+1.0毫克/升NAA+3%蔗糖+0.6%琼脂有利于茎段愈伤组织的生长。
杨琼芬等研究马铃薯叶片愈伤组织再生体系表明，马铃薯云薯501愈伤组织诱导的最佳培养基为MS+6-BA3毫克/升+NAA0.3毫克/升+GA310毫克/升，愈伤诱导率为100%;会-2的愈伤组织诱导的最佳培养基为MS+6-BA3毫克/升+NAA0.5毫克/升+GA310毫克/升，愈伤诱导率为95.7%。
史滟滪等研究表明马铃薯块茎诱导松软型愈伤组织的最佳培养基配方为1/4MS+1.0毫克/升2，4-D+15克/升蔗糖。
诱导的愈伤组织在培养基上生长一段时间后，营养物枯竭，水分散失，产生大量代谢产物，此时需要将其转移到新的培养基上进行继代培养。
褐化是马铃薯愈伤组织诱导和继代培养过程中的常见问题，外植体在培养过程中多酚氧化酶被激活，使细胞里的酚类物质氧化成棕褐色的醌类物质，严重影响外植体的生长和继代培养，最终变褐而死亡。
通常情况下，通过改善培养条件、加入抗氧化剂的方式来控制褐化。
王清等研究表明，温度、PH等培养条件能影响褐变反应中的关键酶多酚氧化酶得活性。
龚晓洁研究表明，硫代硫酸钠、活性炭、维生素C、柠檬酸等防褐剂均能较好的减弱马铃薯外植体愈伤组织诱导分化时的褐变现象。
3 再生植株诱导
马铃薯外植体经过离体培养后形成愈伤组织，愈伤组织分化后形成再生植株。
通常情况下，通过控制添加植物生长调节剂的种类和浓度来诱导马铃薯愈伤组织的分化形成再生植物。
罗源、李娟等研究表明6-BA在马铃薯愈伤组织分化形成再生植株中起主要作用。
李凤云等以10个不同品种的马铃薯为供试材料筛选出以茎段为外植体的再生植株诱导的最佳培养基为MS+0.01毫克/升NAA+2毫克/升BA+5毫克/升GA3。
王萍等研究了幼葉、茎段、微型薯、种薯的块茎等不同外植体的植株再生时分化率的差异，表明ZT是诱导马铃薯芽分化的理想激素。
王丹等研究表明培养基中加入0.2毫克/升ABA能提高马铃薯叶圆片植株再生频率，高浓度ABA（>1毫克/升）抑制再生。