1裸鼠尾静脉
小鼠尾静脉注射的心得体会
小鼠尾静脉注射的心得体会Prepared on 22 November 2020小鼠尾静脉注射的心得体会IV比IP困难许多，我练习了非常久了之后，才抓到窍门。
由于当时没有一个人能指导我，所以我的IV技术可说是完全自己摸索出来的。
当我遇到困难时，找了许多课本、网络，可是读了却做不出来，果然theory跟practical之间还是有差距的。
一般书本所形容的IV很简洁，但实际情况要复杂许多，因此不先训练，是一定打不好静脉针的。
照例，打针之前，先量体重、准备要打的液体、做好稀释、load好进针筒里面。
准备好完这些后，就开始要抓老鼠了。
但打IV不能靠普通的restraint方法，因为打静脉要很固定的，不能有丝毫动摇。
因此需要一个restrainer，就是一个小小的塑胶东东，来困住老鼠，但它的尾巴可以掉出来。
你就抓住它的尾巴，然后往尾巴上的静脉打针。
这个restrainer一定要把老鼠牢牢地关在里面，一点都不能动才可以。
这时就要尽量把老鼠压在里面，压成一团也没问题，只要不要弄到它骨折，或者呼吸困难就可以了。
一般老鼠虽然喜欢关在一个圆圆的筒子里，但因为IV需要的是绝对的动弹不得，所以它会被关压到蛮不舒服的。
而且老鼠不喜欢别人去碰它的尾巴的，所以打尾巴针对它们来说是相当痛的。
如果不牢牢困住，就算有一点点的位置，它也会挣扎的，它一挣扎，你就打不到了。
为什么那么困难呢就是因为老鼠尾巴的静脉其实不大，很小而已，只要稍微移动，很容易就打错地方了。
打静脉的针头我一般用30G，是比26G更加细的针头。
我把步骤简化如下：1)把针尖向下，即bevelup，这样比较容易刺进去，位置也能很精准2)从尾巴的最后面开始试，不要一开始就刺比较靠近身体的部位，因为如果弄错了，还可以一直往上继续试，但如果一刺就刺靠近身体的，就没办法再上了3)老鼠尾巴有静脉的地方会泛有红色的，就对准红色的线条4)尾巴要抓紧，不要有丝毫动摇，有时候老鼠会挣扎，就要大力一点抓尾巴5)刺进去时，尽量把针摆得跟尾巴越平行越好，因为稍微有一点角度就打不进去了(平行的话针就会在血管里面，如果有角度可能会刺过血管到血管下面的组织去)6)可以尽量刺深一点，只要是平行就好，刺得够深的话整支针可以挂在那里不会掉下来的7)往后拉一拉plunger，如果看到血，位置就对了！8)位置对的话，保持针的不动，然后注射，注射的时候会觉得很顺畅，而且可以亲眼看到红色的血管慢慢被你所注射的液体所flushed，所以红色就会慢慢变成白色9)最后把针拉出来，针口的位置会流一点血(代表真的是血管嘛)，然后用一块棉花按按扎针的部位就可以了那错误又会怎样发生咧举例如下：1)明明是看到自己刺到红色的线条了，可是往后拉的时候没看到血，只是感觉真空压力，这时就可以肯定刺错位置了，刺到尾巴的其他组织上，要拉出来再找一个地方刺，一般不要再刺回同样一个位置2)开始注射后发现很难注射，plunger遇到很大的阻力似的，其实这也是打错了，不在血管里面就会这样，这时你就会看到你打针的部位周围开始泛白，但这个泛白跟血管里面泛白不同，这个泛白就围绕在你打针的部位，而且尾巴的那个部分会开始肿胀。
小鼠尾静脉注射的心得体会
小鼠尾静脉打针的心得领会IV比IP艰苦很多,我演习了异常久了之后,才抓到窍门.因为当时没有一小我能指点我,所以我的IV技巧可说是完整本身探索出来的.当我碰到艰苦时,找了很多教材.收集,可是读了却做不出来,果真theory跟practical之间照样有差距的.一般书本所形容的IV 很简练,但现实情形要庞杂很多,是以不先练习,是必定打不好静脉针的.按例,打针之前,先量体重.预备要打的液体.做好稀释.load好进针筒里面.预备好完这些后,就开端要抓老鼠了.但打IV不克不及靠通俗的restraint办法,因为打静脉要很固定的,不克不及有涓滴摇动.是以须要一个restrainer,就是一个小小的塑胶东东,来困住老鼠,但它的尾巴可以失落出来.你就抓住它的尾巴,然后往尾巴上的静脉打针.这个restrainer必定要把老鼠紧紧地关在里面,一点都不克不及动才可以.这时就要尽量把老鼠压在里面,压成一团也没问题,只要不要弄到它骨折,或者呼吸艰苦就可以了.一般老鼠固然爱好关在一个圆圆的筒子里,但因为IV须要的是绝对的动弹不得,所以它会被关压到蛮不舒畅的.并且老鼠不爱好他人去碰它的尾巴的,所以打尾巴针对它们来说是相当痛的.假如不紧紧困住,就算有一点点的地位,它也会挣扎的,它一挣扎,你就打不到了.为什么那么艰苦呢？就是因为老鼠尾巴的静脉其实不大,很小罢了,只要稍微移动,很轻易就打错地方了.打静脉的针头我一般用30G,是比26G加倍细的针头.我把步调简化如下：1) 把针尖向下,即bevel up,如许比较轻易刺进去,地位也能很精准2) 从尾巴的最后面开端试,不要一开端就刺比较接近身材的部位,因为假如弄错了,还可以一向往上持续试,但假如一刺就刺接近身材的,就没办法再上了3) 老鼠尾巴有静脉的地方会泛有红色的,就瞄准红色的线条4) 尾巴要抓紧,不要有涓滴摇动,有时刻老鼠会挣扎,就要大力一点抓尾巴5) 刺进去时,尽量把针摆得跟尾巴越平行越好,因为稍微有一点角度就打不进去了(平行的话针就会在血管里面,假如有角度可能会刺过血管到血管下面的组织去)6)可以尽量刺深一点,只如果平行就好,刺得够深的话整支针可以挂在那边不会失落下来的7)往后拉一拉plunger,假如看到血,地位就对了！8)地位对的话,保持针的不动,然后打针,打针的时刻会认为很顺畅,并且可以亲眼看到红色的血管慢慢被你所打针的液体所flushed,所以红色就会慢慢变成白色9)最后把针拉出来,针口的地位会流一点血(代表真的是血管嘛),然后用一块棉花按按扎针的部位就可以了那错误又会如何产生咧？举例如下：1) 明明是看到本身刺到红色的线条了,可是往后拉的时刻没看到血,只是感到真空压力,这时就可以确定刺错地位了,刺到尾巴的其他组织上,要拉出来再找一个地方刺,一般不要再刺回同样一个地位2) 开端打针后发明很难打针,plunger碰到很大的阻力似的,其实这也是打错了,不在血管里面就会如许,这时你就会看到你打针的部位四周开端泛白,但这个泛白跟血管里面泛白不合,这个泛白就环绕在你打针的部位,并且尾巴的谁人部分会开端肿胀.假如你强制打针完进去,就觉察尾巴那边变大了,因为你所打针的液体都分散在这个部分的组织里,没有进去血管3) 有时刻一开端时打针时没问题,似乎打针进了血管,可是打针到一半忽然感到阻力来了,感到不在血管里面了,这可能是因为你的针移位了,或者老鼠的尾巴动了4) 假如打针错误,泛白了的尾巴部位就再也看不到血管了,是以才要从越下面开端测验测验越好,因为你刺错后还可以往上在找找看此外地位刺,假如一开端就刺在很上面的地位并且刺错了,要从下面再打针是很艰苦的,因为上面已经充斥着肿胀的组织,要成功加倍艰苦了5)别的有一些时刻,刺的时刻觉察有血流出来,认为在对地位了,可是开端打针时就打针不进去,这可能跟针的角度有关系,角度不合错误就不轻易进去,反而会打针到外面去如何可以帮忙打针呢？除了要一个很好的restrainer之外,还有一个主要的步调,就是要给尾巴加温.因为加温之后静脉会放大,放大了之后就比较轻易打针.一般我的做法是打针之前拿一盏很热的灯,照老鼠的尾巴精确5分钟阁下,才开端打针.这个办法很有效的,假如没有加温,后果不同很大.还有一个TIPS,就是不要擦酒精.酒精有点凉,擦在已经加温后的尾巴上面会立时给尾巴降温.我每次擦了酒精之后都打得很艰苦的,所以照样不擦酒精比较现实.假如万事顺遂,打静脉针也可以很快的.最好是做好功德前预备,假如可以第一次打针就成功就是最好了.第一次假如不成功,之后就要加倍当心细心了,不然最后可能落得老鼠的整条尾巴都被刺得白白了,已经没有新的地位可以测验测验了---然后你的试验做不成功罗！假如你熬煎了老鼠良久才成功的话,老鼠放出来之后会很agitated,情感会受到一点影响.但是假如做得清洁利落,老鼠不会认为如何的.好啦,就是如许啦,说是轻易,做啊,可真的要很多演习咧！。
小鼠尾静脉注射方法
各位高手提供的方法希望对你有帮助我今天尾静脉注射，没有经验，针进去也觉得挺顺，但一推生理盐水尾巴就变白，请问如果打到静脉里，尾巴有何反应，会不会变白?变白是不是插到皮下了呢？尾巴变白，肯定没有打进血管，进了血管后，注射器推进很顺利，基本没有阻力，血管内也可以看见药液把血液推走。
尾巴变白，且注射器推动有阻力，肯定没有进血管。
注射前用热水泡一下尾巴，打左右两侧的静脉，应该是比较好打的。
我推药液时也挺顺的。
但推后尾巴变白了，血管内好像也可以看见药液把血液推走。
但推走后，看到的就是血管变白了。
是不是因为把红色的血液推走了，所以变白了？我说得这种情况有没进血管的可能性呢？我回抽了一下，始终未看到回血。
我用的是小鼠，小鼠尾静脉注射时回抽能看到回血吗，好像即使是断尾，也只能采集到0.1ml啊。
请指教一下吧？谢谢！小鼠尾静脉注射时是没有回血的，只要注射器推进顺利，且局部没有肿起，一般就是进入血管了我是麻醉科的，尾静脉注射很熟练。
经验是：1－尾静脉上止血带，使静脉充盈2－酒精涂搽或温水浸泡3－剃须刀备皮4－用套管针而非普通针头，留管后见回血才能确保在静脉内，方能给药。
5－普通细针容易移位和穿破血管。
用温水浸泡时水温应该稍高一点，特别象是在冬天，温度最好是让老鼠不能耐受，即鼠尾会在水中剧烈摆动，此方法特别适用于黑色或褐色的老鼠（当然温度也不能太高，又不是煲汤，呵呵），时间10-20秒即可。
进针时角度要小一些，一般15°就行了。
进针深度不要太浅，否则当你把手移开准备注射时可能弄破血管。
注射时不用看回血，阻力较大即是未进血管，退出重新穿刺。
左右两侧的静脉以左侧稍粗，可以首先从这边注射。
在尾静脉注射时，抓住尾巴把小老鼠放在桌上或平的地方，边注射边顺势稍稍往后拉尾巴，小鼠会往前跑而不是回头，这样就能一人注射了。
之所以平放是因为老鼠倒提会回头咬人，不安全！这方法是我老师教的我，很不错，一个人熟练的话一个早上能注射60只小鼠，有兴趣的不防试试！现在的导师有几个会注射尾静脉的，真难为学生。
小鼠尾静脉注射的心得体会
小鼠尾静脉注射的心得体会第一篇：小鼠尾静脉注射的心得体会小鼠尾静脉注射的心得体会IV比IP困难许多，我练习了非常久了之后，才抓到窍门。
由于当时没有一个人能指导我，所以我的IV技术可说是完全自己摸索出来的。
当我遇到困难时，找了许多课本、网络，可是读了却做不出来，果然theory跟practical之间还是有差距的。
一般书本所形容的IV很简洁，但实际情况要复杂许多，因此不先训练，是一定打不好静脉针的。
照例，打针之前，先量体重、准备要打的液体、做好稀释、load 好进针筒里面。
准备好完这些后，就开始要抓老鼠了。
但打IV不能靠普通的restraint方法，因为打静脉要很固定的，不能有丝毫动摇。
因此需要一个restrainer，就是一个小小的塑胶东东，来困住老鼠，但它的尾巴可以掉出来。
你就抓住它的尾巴，然后往尾巴上的静脉打针。
这个restrainer一定要把老鼠牢牢地关在里面，一点都不能动才可以。
这时就要尽量把老鼠压在里面，压成一团也没问题，只要不要弄到它骨折，或者呼吸困难就可以了。
一般老鼠虽然喜欢关在一个圆圆的筒子里，但因为IV需要的是绝对的动弹不得，所以它会被关压到蛮不舒服的。
而且老鼠不喜欢别人去碰它的尾巴的，所以打尾巴针对它们来说是相当痛的。
如果不牢牢困住，就算有一点点的位置，它也会挣扎的，它一挣扎，你就打不到了。
为什么那么困难呢？就是因为老鼠尾巴的静脉其实不大，很小而已，只要稍微移动，很容易就打错地方了。
打静脉的针头我一般用30G，是比26G更加细的针头。
我把步骤简化如下：1)把针尖向下，即bevel up，这样比较容易刺进去，位置也能很精准2)从尾巴的最后面开始试，不要一开始就刺比较靠近身体的部位，因为如果弄错了，还可以一直往上继续试，但如果一刺就刺靠近身体的，就没办法再上了3)老鼠尾巴有静脉的地方会泛有红色的，就对准红色的线条4)尾巴要抓紧，不要有丝毫动摇，有时候老鼠会挣扎，就要大力一点抓尾巴5)刺进去时，尽量把针摆得跟尾巴越平行越好，因为稍微有一点角度就打不进去了(平行的话针就会在血管里面，如果有角度可能会刺过血管到血管下面的组织去)6)可以尽量刺深一点，只要是平行就好，刺得够深的话整支针可以挂在那里不会掉下来的7)往后拉一拉plunger，如果看到血，位置就对了！8)位置对的话，保持针的不动，然后注射，注射的时候会觉得很顺畅，而且可以亲眼看到红色的血管慢慢被你所注射的液体所flushed，所以红色就会慢慢变成白色9)最后把针拉出来，针口的位置会流一点血(代表真的是血管嘛)，然后用一块棉花按按扎针的部位就可以了那错误又会怎样发生咧？举例如下：1)明明是看到自己刺到红色的线条了，可是往后拉的时候没看到血，只是感觉真空压力，这时就可以肯定刺错位置了，刺到尾巴的其他组织上，要拉出来再找一个地方刺，一般不要再刺回同样一个位置2)开始注射后发现很难注射，plunger遇到很大的阻力似的，其实这也是打错了，不在血管里面就会这样，这时你就会看到你打针的部位周围开始泛白，但这个泛白跟血管里面泛白不同，这个泛白就围绕在你打针的部位，而且尾巴的那个部分会开始肿胀。
肿瘤侵袭转移技术ppt（划痕实验，transwell，裸鼠尾静脉）
肿瘤侵袭转移技术ppt（划痕实验，transwell，裸鼠尾静脉）展开全文取之于园，回馈于园。
先贴上ppt的图，一共有28张ppt，ppt里也有一些动图，需要讲相关课程可以下载ppt，不要叮当内容都是取自园子里前辈们的，图之后我会贴上当时我讲的逐字稿，欢迎大家指正错误，共同学习。
大家好，今天我和大家一起来看一下肿瘤的侵袭和转移相关实验技术我们将从这四方面来看首先是概述：实验探究细胞的侵袭转移可以分为体内和体外两个方面在体外实验现在我们常用的是细胞划痕实验和transwell，在体内实验我们可以使用的技术为裸鼠尾静脉注射以上为现在在国际上较为通用和认可的探究肿瘤侵袭和转移的技术首先是细胞划痕实验，细胞划痕实验是一种简单易行的检测细胞运动的方法，实验成本低，可以用来检测贴壁生长肿瘤细胞的侵袭转移能力通俗的理解一下，就是用东西在一个铺满细胞的板子或培养基上用画一条线，线上的细胞被机械力去除掉了，通过一段时间的培养，我们可以观察细胞向无细胞区域迁移的情况，体现了细胞的一种迁移能力。
该实验优点：1.在一定程度上模拟了体内细胞迁移的过程。
2.适合研究细胞与胞外基质（ECM）、细胞与细胞之间相互作用引起的细胞迁移。
3.与包括活细胞成像在内的显微镜系统兼容，可用于分析细胞间的相互作用。
4.研究细胞迁移的体外实验中最简单的方法。
我们所需的实验材料有以下：细胞样品仪器、耗材：6孔板 marker笔直尺枪头试剂、试剂盒：无血清培养基、PBS首先，1.所有能灭菌的器械都要灭菌在超净工作台，就是这个，将所有器材紫外线消毒30min，需要消毒灭菌器材包括——离心管、吸管筒、移液枪、枪头、直尺、marker笔等在6孔板背面画线5-6条，这个就是6孔板，有的人也会用更多孔的板子，在板子的背面，我们用直尺和marker笔画出间距均匀平行的线，这个不行哈。
在每孔加入5X105个细胞，这里数量不同细胞可能不一，原则把握为1.数量以过夜贴壁能铺满为宜，适当调整 2.数量少时可培养一段时间至铺满板底5.用1ml枪头垂直于孔板和画的线，制造细胞划痕，尽量保证各个划痕宽度一致这里要注意：人工枪头制造划痕难以保证划痕宽度的一致性，影响实验结果，这也是该方法最大的缺陷，后面提到的一种新技术可以避免这一问题6.吸掉旧培养基，用无菌PBS冲洗细胞3次，去除划下的细胞注：冲洗时温柔，贴壁加入，避免冲掉单层细胞7.加入无血清培养基，并根据需要设加实验组、对照组8.放入37度5%CO2培养箱，培养。
小鼠尾静脉取血和脾淋巴细胞分离
小鼠尾静脉取血和脾淋巴细胞分离小鼠尾静脉取血所需器材：热光源（如：普通台灯），鼠尾固定器，刀片，1.5mlEP管。
步骤：1.烘烤。
用热源烘烤小鼠使其血管膨胀。
烤至小鼠开始有剧烈反应时，关掉热源。
2.割尾。
烤完后将小鼠固定将尾部露在外面，用刀片割一下鼠尾远心端腹侧静脉血管使血液流出，立即用1.5mlEP收集滴下来的血液。
3.止血。
用干棉球按压伤口或按压尾部近心端止血，以防失血过多死亡。
要点1.烤：烤的不够：血管未膨胀，割尾后血液不易流出。
烤的太过：小鼠死亡。
2.割：割的太浅：血液不流出。
割的太深：鼠尾被割断。
后续应用：取血时可根据需要选择是否需加抗凝剂。
所取血可用于血液学指标的检测，如EPO浓度、甘油三酯浓度、红细胞数及红细胞压积等。
附表：本实验室常用的2种取血方法的比较尾静脉取血VS 眼眶后静脉丛取血小鼠脾淋巴细胞分离所需器材（以下均为取1只鼠脾需准备的量）：手术器械——剪刀、镊子至少2套（高压灭菌），止血钳一个（高压灭菌），细头玻璃吸管一根（高压灭菌），，200目尼龙网一张（高压灭菌），一次性5ml注射器一支，15ml和50ml离心管各一个，60mm 中皿及血球计数板一块。
所需试剂：小鼠淋巴细胞分离液，无血清1640，进口血清，青链霉素（双抗）（100X），NEAA，丙酮酸钠，谷氨酰胺，β-巯基乙醇注：200目尼龙网和小鼠淋巴细胞分离液均从达科为公司购买。
分离原理示意图图一小鼠脾脏研磨示意图图二离心后小鼠脾细胞分层示意图分离步骤及要点：1.断颈处死小鼠，75%乙醇中浸泡几分钟消毒。
2.将小鼠转移至超净台中，先用一套剪刀和镊子剪开小鼠皮肤使腹腔内脾脏可见。
换一套干净的剪刀和镊子剪开腹腔，小心用镊子夹出脾脏，用剪刀尽量去除附着其上的脂肪组织。
脾脏位于小鼠左侧腹部，为一暗红色长条形器官，不要误取肾和肝。
取出后浸泡于RPMI1640中稍作清洗。
注意无菌操作。
3.在一无菌的中皿中加入5ml淋巴细胞分离液，用止血钳将尼龙膜固定在中皿上，放上脾脏开始研磨（如图一所示）。
小鼠静脉注射给药实验
小鼠静脉注射给药实验
将小鼠放在金属笼或鼠夹中，通过金属笼或鼠夹的孔拉出尾巴，用左手抓住小鼠尾巴中部。
小鼠的尾部有2条动脉和3条静脉，2条动脉分别在尾部的背侧面和腹侧面,3条静脉呈品字型分布，一般采用左右两恻的静脉.拔去沿尾部静脉走向的毛，置尾巴于45～50℃温水中浸泡几分钟或用75%酒精棉球反复擦拭尾部，以达到消毒和使尾部血管扩张及软化表皮角质的目的。
行尾部静脉注射时，以左手拇指和食指捏住鼠尾两恻，使静脉更为充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指夹住尾巴的末梢,右手持4号针头注射器，使针头与静脉平行(小于30°角)，从尾巴的下1/4处进针，开始注入药物时应缓慢，仔细观察，如果无阻力，无白色皮丘出现，说明已刺入血管，可正式注入药物。
有的实验需连日反复尾静脉注射给药，注射部位应尽可能从尾端开始，按次序向尾根部移动，更换血管位置注射给药。
注射量为0.05～0.1ml/10g体重。
拔出针头后，用拇指按住注射部位轻压1～2min，防止出血。
1裸鼠尾静脉
【求助】小鼠尾静脉注射，注射了三十只，只成功了两只！求教！各位ＧＧＪＪ：我做小鼠尾静脉注射，注射了三十只，只成功了两只！求教最好用几号针头？尾巴如何处理？将针头扎入静脉，可以看回血么？可是小鼠奥！还有扎入静脉后，注射的时候，尾巴与注射器该如何抓，才不会移位置？谢谢！据说小鼠比大鼠还好注射呢。
关于注射的操作帖子，本版有好多。
你可以search一下。
建议，先找几只练练手，熟练了在正式做。
>..............................谢谢谢谢谢谢我喜欢大鼠尾静脉!~感觉比小鼠好大!~--------------------------------------------------------------------------------谢谢谢谢谢谢?????????????????????????我觉得都难打，太小了。
我做过小黑鼠的尾静脉注射，也来说说体会：首先，要用固鼠器固定好，尽量把鼠尾拉直，用酒精擦鼠尾（必要时再用手拍打），好让静脉充分扩张，在鼠尾两侧可找到两条尾静脉（小黑鼠比较难看一点，但认真还是可以看到的）。
用细针头皮下进针（我用的是4号）从远端打起，后面的皮薄一点，较容易打成功（个人看法），打成功时进针会很顺畅，注药没有阻力，一般不会自己回血，若不成功再往近端打，但一般一条血管打过三次还不成功的话最好先暂停，因为刺激后血管会收缩，很难打，歇一会儿换另一边打。
还有一点，信心很重要！！有了信心才能找到感觉。
所以楼主一定要坚信自己能行，这样才能很轻松打中了谢谢，我练练不过还是难，痛苦中．．．．．．．．．首先，我觉得你打不进去小鼠的尾静脉，不应该发这个帖子，有这个时间和工夫，还不如去练习。
尽管我体验过几十只老鼠只打进去几只的崩溃心情。
我记得刚刚开始打尾静脉，很多老鼠都打废了，中午的时候我一个人在动物房对着一笼老鼠有放声大哭的冲动，心里难过得要命，可就是打不进去，我一个师姐买了包子让我吃了再做，包子是和眼泪一起吞到肚子里的，下午5点多回家以后我才意识到，一整天从早上起床到下午五点，我除去吃了师姐的一个包子外，没有吃任何东西，没有喝一口水，甚至没有上过厕所。