大鼠灌胃给药标准操作规程
腹腔注射灌胃实验报告
1. 掌握腹腔注射和灌胃的操作方法；2. 了解腹腔注射和灌胃的优缺点；3. 掌握实验动物的基本操作技术。
二、实验材料1. 实验动物：大鼠（体重约200-300g）；2. 实验药品：生理盐水、葡萄糖、抗生素等；3. 实验器材：注射器、针头、酒精棉球、镊子、剪刀、解剖盘、剪刀、纱布等；4. 实验环境：实验室。
三、实验方法1. 腹腔注射实验（1）准备工作：将实验动物固定在解剖盘上，用酒精棉球消毒实验动物腹部皮肤。
（2）注射操作：左手抓取大鼠腹部皮肤，右手持注射器，针头斜向上，沿腹中线方向进针，进入腹腔后回抽无血液，缓慢注入药物。
（3）注射完毕，用纱布覆盖注射部位，观察动物反应。
2. 灌胃实验（1）准备工作：将实验动物固定在解剖盘上，用酒精棉球消毒实验动物口腔及咽部皮肤。
（2）灌胃操作：左手抓住大鼠头部，右手持注射器，针头沿一侧口角进针，紧贴咽后壁，头后仰以便伸直消化道，缓慢注入药物。
（3）注射完毕，用纱布覆盖注射部位，观察动物反应。
四、实验结果1. 腹腔注射实验：注射过程中，大鼠无不良反应，注射完毕后，动物精神状态良好。
2. 灌胃实验：注射过程中，大鼠无明显不适，注射完毕后，动物精神状态良好。
1. 腹腔注射和灌胃是两种常见的实验动物给药方式，各有优缺点。
2. 腹腔注射的优点是操作简便，药物吸收迅速，但可能引起动物应激反应，且部分药物不适宜腹腔注射。
3. 灌胃的优点是给药量准确，适用于多种药物，但操作过程中可能损伤动物，且药物吸收速度较慢。
4. 在实验过程中，应严格遵守操作规程，确保动物安全。
六、实验结论1. 通过本次实验，掌握了腹腔注射和灌胃的操作方法。
2. 了解腹腔注射和灌胃的优缺点，为今后的实验研究提供参考。
3. 提高了实验动物的基本操作技能，为科研工作奠定基础。
大鼠小鼠给药标准操作规程
目的规范实验人员进行大、小鼠给药的操作程序。
适用范围适用于对大、小鼠的给药操作。
职责.1 管理人员负责监督、管理；.2 实验动物中心技术员负责指导、教学；.3 实验人员选择合适的给药方法，并严格遵守本规程。
规程.1 大小鼠常用的给药方法有：灌胃给药、皮内注射、皮下注射、腹腔注射、尾静脉注射、肌肉注射。
.2 灌胃给药操作规程（如图）.2.1 灌胃针、注射器规格的选择.2.1.1 小鼠：灌胃针针长 5-7cm，直径 0.9-1.5mm，1mL 注射器.2.1.2 大鼠：灌胃针针长 6-8cm，直径 1-2mm，2.5-5mL 注射器.2.2 将灌胃针与注射器连接好并吸入一定量药液放置一旁备用；.2.3 左手保定实验动物，使之身体呈垂直或略向后仰，颈部拉直。
.2.4 右手持灌胃器，沿体壁用灌胃针测量口角至最后肋骨之间的长度，作为插入灌胃针的深度。
然后经口角插入口腔，与食管呈一直线，轻轻转动针头，刺激动物的吞咽，再将灌胃针沿上颚壁缓慢插入食管，小鼠插入深度约为2-3cm，大鼠插入深度约为 3-4cm，通过食管的膈肌部位时略有抵抗感。
.2.5 如动物正常呼吸且无异常挣扎行为，即可注入受试物。
如遇阻力应抽出灌胃针重新插入。
.2.6 剂量：小鼠约为 0.1-0.3ml/10g 体重，大鼠约为 1-2ml/100g 体重。
.2.7 注意事项：灌胃时需要先了解食道和气管的结构避免误插进入气管4.3 皮内注射操作规程（如图）.3.1 注射部位：选实验动物颈背部皮肤或小鼠腋下约 1cm 处皮肤；.3.2 提前剪毛，常规消毒注射部位的皮肤，注射针头与皮肤呈 15-30°角刺入皮肤浅层，向上挑起并稍刺入，将药液注入皮内。
.3.3 注射后皮肤隆起一白色小皮丘，皮肤上毛孔变大。
.3.4 剂量：小鼠不超过 0.05ml/次，大鼠不超过 0.1ml/次。
.4 皮下注射操作规程（如图）.4.1 注射部位：选实验动物颈背部皮下；.4.2 常规消毒注射部位的皮肤，用注射针头取一锐角角度刺入皮下；.4.3 将针头轻轻左右摆动，易摆动表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。
小鼠大鼠灌胃实验报告
一、实验目的本实验旨在通过灌胃法对小鼠和大鼠进行药物给药，以观察药物在小鼠和大鼠体内的吸收、分布和代谢情况，并探讨不同给药途径对药物效果的影响。
二、实验材料1. 实验动物：昆明小鼠10只（体重20-25g），雄性大鼠5只（体重200-250g）。
2. 实验药物：某药物溶液（浓度1mg/ml）。
3. 实验仪器：电子天平、灌胃器、注射器、计时器、解剖显微镜、组织切片机等。
4. 实验试剂：生理盐水、盐酸、乙醇等。
三、实验方法1. 实验动物分组：将小鼠和大鼠随机分为实验组和对照组，每组5只。
2. 给药方法：实验组采用灌胃法给药，对照组采用生理盐水灌胃作为对照。
- 小鼠灌胃：左手抓取小鼠，使其头部略低，右手持灌胃器，将灌胃针头从口角插入，沿咽后壁缓慢推进至食道，注入药物溶液。
- 大鼠灌胃：左手抓取大鼠，使其头部略低，右手持灌胃器，将灌胃针头从口角插入，沿咽后壁缓慢推进至食道，注入药物溶液。
3. 观察指标：- 观察实验组和对照组小鼠和大鼠的精神状态、活动能力、进食情况等。
- 在给药后1小时、2小时、4小时、6小时、8小时分别采集实验组和对照组小鼠和大鼠的血液，检测药物浓度。
- 在给药后24小时处死实验组和对照组小鼠和大鼠，解剖观察其器官组织变化。
四、实验结果1. 实验组小鼠和大鼠在给药后，精神状态、活动能力、进食情况与对照组无明显差异。
2. 在给药后1小时、2小时、4小时、6小时、8小时，实验组小鼠和大鼠的血液药物浓度逐渐升高，至4小时时达到峰值，随后逐渐降低。
3. 在给药后24小时处死实验组和对照组小鼠和大鼠，解剖观察发现，实验组小鼠和大鼠的器官组织无明显病变。
五、实验讨论1. 灌胃法是一种常用的给药途径，适用于小鼠和大鼠等实验动物。
2. 本实验结果表明，灌胃法能够有效地将药物输送至小鼠和大鼠体内，使药物在体内达到有效浓度。
3. 在进行灌胃实验时，应注意事项：- 严格掌握灌胃技巧，避免损伤动物食道。
- 控制灌胃剂量，避免药物过量。
大鼠灌胃实验报告
一、实验目的本实验旨在探究灌胃方法在动物实验中的应用效果，通过对大鼠进行灌胃实验，观察灌胃给药对大鼠生理指标、血液指标和病理组织学的影响，评估灌胃方法的可靠性和安全性。
二、实验材料1. 实验动物：SPF级SD大鼠，体重180-220g，雌雄各半。
2. 实验药物：已知药物，剂量为10mg/kg。
3. 试剂与仪器：灌胃针、注射器、电子天平、血液分析仪、病理切片机、显微镜等。
三、实验方法1. 将SD大鼠随机分为实验组和对照组，每组10只。
2. 实验组大鼠通过灌胃途径给予已知药物，剂量为10mg/kg，对照组大鼠给予等体积的生理盐水。
3. 灌胃操作：将大鼠固定在实验台上，用灌胃针将药物缓慢注入大鼠口腔，直至药物完全进入消化道。
4. 给药后，观察大鼠的生理指标、血液指标和病理组织学变化。
5. 实验结束后，对大鼠进行解剖，采集相关组织样本，进行病理切片和显微镜观察。
四、实验结果1. 生理指标：实验组大鼠在给药后出现轻微的呕吐、腹泻等症状，但症状持续时间为1-2天，未出现死亡现象。
对照组大鼠生理指标无明显变化。
2. 血液指标：实验组大鼠给药后血液白细胞计数、红细胞计数、血红蛋白浓度等指标无明显变化，与对照组相比无统计学差异。
3. 病理组织学观察：实验组大鼠胃黏膜、小肠黏膜、肝脏、肾脏等器官组织无明显病变，与对照组相比无统计学差异。
五、讨论与分析1. 灌胃方法是一种常用的动物实验给药途径，具有操作简便、给药剂量准确、对动物生理影响较小的特点。
2. 本实验结果显示，灌胃给药对大鼠生理指标、血液指标和病理组织学影响较小，说明灌胃方法在本实验中具有较高的可靠性和安全性。
3. 然而，灌胃方法也存在一定的局限性，如给药剂量难以精确控制、药物吸收速度较慢等。
在实际应用中，应根据实验目的和动物种类选择合适的给药途径。
六、结论本实验结果表明，灌胃方法在大鼠实验中具有较高的可靠性和安全性，可用于动物实验的给药途径。
在后续实验中，可根据具体实验目的和动物种类，选择合适的灌胃方法，以获得准确的实验结果。
动物实验操作
一、经口给药有口服与灌胃两种方法。
口服法可将药物放入饲料或溶于饮水中，使动物自行摄取。
为保证剂量准确，应使用灌胃法，适用于小白鼠、大白鼠及家兔等动物。
小鼠、大鼠（或豚鼠）灌胃时将灌胃针安在注射器上，吸入药液。
左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，用灌胃针管压其上腭，使口腔和食道成一条直线，再沿咽后壁徐徐插入食管。
针插动物实验基本操作入时应无阻力。
若感到阻力或动物挣扎时，应拔出重插，以免损伤或穿破食管以及误入气管（图9-12）。
一般当灌胃针插入小鼠3～4cm，大鼠或豚鼠4～6cm后可将药物注入。
常用的灌胃量小鼠为0.2～1ml，大鼠1～4ml，豚鼠为1～5ml。
二、腹腔注射常用于大鼠或小鼠给药。
用左手捕捉固定动物，使腹部向上，鼠头略低于尾部，右手将注射针头自下腹部靠近腹白线的两侧刺入皮下，使针头向前推0.5～1.0cm，再以45°角穿过腹肌，缓缓注入药液。
为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹（图9-15）。
若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。
三、毛细管法小鼠内眦取血（眼眶静脉丛采血）左手拇指及食指紧紧握住小鼠颈部，压迫颈部两侧使眶后静脉丛充血，但用力要恰当，防止动物窒息死亡。
右手持玻璃毛细管从右眼或左眼以45度角插入结膜，再轻轻向眼底部方向刺入，刺入深度为2-3mm，轻轻旋转毛细管以划破静脉丛，让血液顺毛细管流出，接收入事先准备的容器中。
若遇阻力稍后调整角度后再刺入，如穿刺恰当，血液能自然流入毛细管内。
得到血后，即除去颈部压力，拔出毛细管，用干棉球或纱布轻压眼球止血。
数分钟后可在同一穿刺孔重复取血。
小鼠一次可采得血0.2-0.3ml。
注:实验前先将毛细管浸泡过肝素后烘干使用即可。
大、小鼠的抓取保定及灌胃操作规程
大、小鼠的抓取保定及灌胃操作规程
一、大小鼠的抓取保定
（1）先用右手抓取鼠尾提起。
（2）置于鼠笼或实验台向后拉。
（3）在鼠向前爬行时，用左手拇指和食指抓住大、小鼠的两耳和颈部皮肤。
（4）将鼠体置于左手心中，把后肢拉直。
（5）以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可；如果大鼠体积太大，可由第二个人协助固定后肢。
二、大小鼠的灌胃
（1）将针尖圆滑的灌胃针接在注射器上，吸入药液。
（2）一只手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物抓取固定；体位为头高尾低（头高位）。
（3）另一只手持注射器，将灌胃针从动物嘴部侧面插入动物口中。
（4）然后轻轻摆正灌胃针并沿口腔顶壁和咽后壁徐徐插入食道，针插入时应无阻力；若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以免损伤或穿破食道以及误入气管。
（5）一般当灌胃针插入小鼠3~4 cm，大鼠或豚鼠4~6 cm后轻轻回抽一下，见有胃液可将药物注入。
（6）用输血针头或小号腰穿针头，将其尖端斜面磨平，用焊锡在针尖周围焊一圆头，即成灌胃针，或购买现成的灌胃针。
常用的灌胃量小鼠为0.2~1 mL，大鼠1~4 mL，豚鼠为1~5 mL。
动物灌胃手术的操作流程
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综述：大鼠灌胃给药方法——修改版
综述：实验大鼠灌胃给药方法简介徐意摘要:本文主要介绍了几种大鼠经口灌胃给药的方法。
并介绍各年龄段等方面大鼠（删）在灌胃中注意事项。
关键词:大鼠；灌胃；给药。
随着科学（医学）技术的发展,动物实验已成为医学实验研究的基本方法。
根据实验目的、实验动物的种类及药物剂量的不同,需对实验动物实施不同的给药方法。
经口灌胃给药方法是一种重要的给药途径。
[1]灌胃给药能够准确掌握给药剂量、控制给药时间,在营养学和药物学动物实验中有重要意义。
在此，作者根据操作经验，对各实验动物灌胃方法加以改良，并用于实验操作中，关于大鼠的灌胃方法介绍如下。
1 大鼠解剖生理特点: [2]SD大鼠与Wistar大鼠的解剖生理特点相似：①腔粘膜幼嫩，易受损伤引起出血。
②咽喉部神经反射较差，自我保护能力差。
药液溢出时极易呛入肺内而致死。
③管长，自口角至责门为5.5士0.5cm。
④解剖位置低，常达腹中部甚至腹下部。
胃的外形似蚕豆状，胃底部和幽门部均高于责门部。
责门括约肌紧张度较低，灌胃时药液易外溢。
⑤胃内容积为0.6士0.2ml，但胃内常常是积满汁液，压力较大，也是药液易于外溢的原因。
2 特制灌胃管的制作（与题无关）2.1软质灌胃器的制作选取临床用小儿头皮针(带针座)塑管一段。
放置60°C左右热水中浸泡2~3min，取出后迅速将其拉长，使该塑管变细，直径约为1mm。
剪取带针座的一段长约6cm，再将游离端磨光滑即成。
最后连干注射器上备用。
2.2硬质灌胃器的制作取12号普通注射针头，首先用粗锉刀把针头锉掉,然后用细锉刀把锉掉部位锉平、锉光、再用沙纸磨平。
加工成有一定弧度,针体长约5 cm并连接1 ml注射器,即成大鼠灌胃器。
灌胃时在针头处套上长2 cm 硅胶管,比针头稍微长0.1 cm,太长容易被动物咬掉。
以防灌胃时损伤动物食道。
另外在锉针头时或加工弧度时用力要均匀,否则就会把针管弄扁,以影响通畅。
3 大鼠(固定)保定操作[1~3] （文献要标注到具体的位置）3.1清醒大鼠的保定大鼠在未受到强烈刺激情况下性情虽较温顺,但捕捉时也要提防被其咬伤或抓伤手指,因此需要戴手套捕捉。
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大鼠灌胃给药的标准操作规程
1.目的
规范大鼠灌胃给药的具体操作，良好使用实验动物，保持实验质量的稳定性，合理控制因操作引起的实验误差，以确保实验的可靠性和准确性。
2.范围
适用于实验大鼠灌胃给药的操作人员。
3.内容
3.1准备工作
3.1.1核对实验方案，按照实验计划规定时间准时进行灌胃给药。
3.1.2从供试品管理部领取受试物，核对专题名称和剂量。
3.1.3若操作在SPF级动物房进行，按照动物房的更衣SOP进行更衣，按人流路径行走，进入操作动物房。
3.2操作程序
3.2.1从笼内将大鼠取出，放在饲养盒的盒盖（或表面粗糙的物体）上，根据体表标记识别动物编号。
3.2.2操作者用合适规格的灌胃注射器抽取所需受试物的剂量，排空注射器内的空气，放在操作台上或者交给辅助人员。
3.2.3操作者用一只手的拇指和中指从背侧伸入大鼠腋下，固定大鼠的手翻转，将大鼠头朝上，腹面对着操作者，同时食指抵住顶骨，确保食道平直。
3.2.4另一只手拿起准备好的灌胃注射器，大致定好灌胃针头应插到胃内后的位置。
3.2.5将灌胃针头由大鼠左侧口角，顺着上颚后壁插入咽部，轻轻移动灌胃针头前端，沿着平行于动物的纵轴，进入食道，没有抵触感，把灌胃针头插入胃部。
3.2.6若感到阻力或者动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，稍作安抚后重新进行灌胃操作，以免损伤或穿破大鼠食道以及误入气管。
3.2.7将灌胃针头插入胃内后，稳定推动针芯，慢慢注入受试物。
3.3给药后程序
3.3.1在完成每只大鼠灌胃操作后，应立即填写“给药记录表”上相应内容，
在完成该批大鼠灌胃操作后，必须立即在“给药记录表”上签名和注明日期，并作好核查。
3.3.2仔细观察每只动物情况，检查是否有迟发的异常情况。
3.3.3核对各类标签指标、用药量以及记录，防止发生漏给药和错给药的情况。
3.3.4将剩余受试物及盛装受试物的容器交还供试品管理部。
3.3.5由项目负责人将“给药记录表”放入课题档案。
3.4注意事项
3.4.1开始给药之前，必须核对实验方案，确定不同剂量组的动物编号。
3.4.2除实验方案中另有规定外，各组的给药顺序应先雄后雌，先低剂量后高剂量，按照下列分组顺序给药：雄性对照，雌性对照，雄性低剂量，雌性低剂量，雄性中剂量，雌性中剂量，雄性高剂量，雌性高剂量等。
3.4.3 应根据灌胃大鼠的大小和操作人的习惯选择直杆或弯头的灌胃针头；使用前应仔细检查灌胃针头处有无缺痕或锋利之感。
一般应选择头部较圆且光滑的针头使用。
3.4.4每只大鼠在给药后，放回原来的笼具时应特别注意核对编号、性别等，盖好笼盖，观察大鼠是否出现与给药前明显不同状态。
3.4.5在进行不同剂量组给药时，必须用生理盐水清洗灌胃针头及注射器或更换注射器。
3.4.6受试物的标签、给药动物笼具标签、实验方案、时间设计和剂量水平都必须一一加以核对。