大鼠脑脊液骨髓的采集方法
一种简单实用的实验动物中药脑脊液采集方法
一种简单实用的实验动物中药脑脊液采集方法
马伟;马锋;田建英
【期刊名称】《宁夏医科大学学报》
【年(卷),期】2007(029)004
【摘要】为探寻一种简单实用的实验动物中药脑脊液采集方法,以兔和大鼠为实验对象,以枕外隆凸为标志,于颈部正中作纵行切口,经枕骨大孔抽取中药脑脊液.结果,大耳白家兔50只,成功率88%,脑脊液量平均700μL;SD大鼠30只,成功率73%,脑脊液量平均76μL.表明经枕骨大孔抽取脑脊液是一种简单实用的实验动物脑中药脊液采集方法.
【总页数】2页(P436-437)
【作者】马伟;马锋;田建英
【作者单位】宁夏医学院人体解剖学教研室,银川,750004;宁夏医学院人体解剖学教研室,银川,750004;宁夏医学院人体解剖学教研室,银川,750004
【正文语种】中文
【中图分类】R322-33
【相关文献】
1.一种实用的采集兔脑脊液方法 [J], 李惠勉;李建章;姚淑芬
2.一种简单实用的脑脊液细胞学检查染色法及其临床应用 [J], 戚其学;项永谦;徐万鹏
3.脉冲信号的有效采集：一种有效而实用的脉冲信号采集方法 [J], 曾泽民
4.一种简单的实验动物编号标记方法试验筛选 [J], 黄小琼;郑玉连;曾育培;郑佳琳;
武昕;饶子亮;王诺;严家荣;邝少松
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骨髓标本采集要求
骨髓标本采集要求第一篇：骨髓标本采集要求骨髓标本采集要求及注意事项1、标本采集：无菌注射器抽取肝素（500U/ml）约0.2ml作为抗凝剂,采取2.0ml骨髓,注入含有5ml骨髓培养基(不加PHA)的培养瓶中，充分混匀后，密封送检；2、标本保存温度必须在4-25摄氏度，标本采集后当天送检(24小时内)；3、溶血，凝血，经过高温和冷冻，污染的标本等均作为不合格标本拒收；4、枸橼酸钠抗凝剂抗凝拒收；5、白细胞量极少(有核细胞数<10个),不能达到培养要求的拒收；6、特殊情况下送检外周血时，必须外周血WBC>12×109，原始幼稚细胞>30%；(建议尽量送骨髓标本)7、染色体申请单请使用我中心的申请单，尽量填写全面，不要遗漏，以便诊断和留档资料；8、由于注射器锐利针头会对工作人员造成潜在危害，故请勿用注射器送检。
标本采集前,培养基保存条件: 培养基放入4-6度冰箱保存.请于我们所注明的时间前使用,若过期请来电更换!本检验中心所送去的培养基请医生在年月日前使用年月日骨髓标本采集要求及注意事项1、标本采集：无菌注射器抽取肝素（500U/ml）约0.2ml作为抗凝剂,采取2.0ml骨髓,注入含有5ml骨髓培养基(不加PHA)的培养瓶中，充分混匀后，密封送检；2、标本保存温度必须在4-25摄氏度，标本采集后当天送检(24小时内)；3、溶血，凝血，经过高温和冷冻，污染的标本等均作为不合格标本拒收；4、枸橼酸钠抗凝剂抗凝拒收；5、白细胞量极少(有核细胞数<10个),不能达到培养要求的拒收；6、特殊情况下送检外周血时，必须外周血WBC>12×109，原始幼稚细胞>30%；(建议尽量送骨髓标本)7、染色体申请单请使用我中心的申请单，尽量填写全面，不要遗漏，以便诊断和留档资料；8、由于注射器锐利针头会对工作人员造成潜在危害，故请勿用注射器送检。
标本采集前,培养基保存条件: 培养基放入4-6度冰箱保存.请于我们所注明的时间前使用,若过期请来电更换!本检验中心所送去的培养基请医生在年月日前使用年月日第二篇：各类标本的采集要求标本采集是否正确直接关系检验结果的准确性，如果标本采集不当，即使最好的仪器设备，也难以弥补在采集标本时引入的误差和错误。
大鼠取血方法及注意事项
大鼠取血方法及注意事项以大鼠取血方法及注意事项为标题，我们将详细介绍大鼠取血的步骤和需要注意的事项。
大鼠取血是实验室常用的操作步骤之一，正确的取血方法能够确保实验结果的准确性和可靠性。
一、大鼠取血的方法1. 麻醉大鼠：在进行大鼠取血前，首先需要麻醉大鼠。
常见的麻醉方式包括：静脉注射麻醉剂、吸入麻醉剂或麻醉气体等。
选择合适的麻醉方式应根据实验的需要和大鼠的品系、年龄等因素来确定。
2. 选择合适的取血部位：大鼠取血可选择的部位有尾静脉、颈静脉、股静脉等。
一般情况下，常用的取血部位是尾静脉，因为该部位较容易操作且出血量较大。
3. 准备取血器材：取血器材包括注射器、针头、血管夹等。
注射器的容量应根据实验需要来选择，一般常用的是1ml或3ml的注射器。
针头的选择应根据大鼠的大小来确定，一般较小的大鼠可选择22G 或23G的针头。
4. 清洁取血部位：在进行大鼠取血前，需要先用70%酒精或碘酒等消毒液清洁取血部位，以避免感染。
5. 插入针头：将针头插入静脉血管中，一般插入角度为30度左右，插入后要确保针尖进入血管腔内。
6. 固定针头：当针头插入到合适的位置后，需要用血管夹固定住针头，以防止针头脱出或移位。
7. 采集血液：打开注射器的活塞，缓慢地抽取所需血液量。
在抽取血液时，要注意避免对大鼠造成过度的伤害或疼痛。
8. 停止出血：当取得足够的血液样本后，可以用消毒棉球轻压在取血部位，帮助止血。
9. 处理取血部位：取血结束后，要及时用消毒液清洗取血部位，以防止感染。
二、大鼠取血的注意事项1. 需要遵守实验伦理规范：在进行大鼠取血前，需要确保已经获得了相关的伦理批准，并遵守实验动物的使用和保护规定。
2. 需要专业技术人员操作：大鼠取血需要经过专业培训和指导后才能进行，确保操作的准确性和安全性。
3. 需要注意大鼠的健康状况：在进行大鼠取血前，需要确保大鼠的健康状况良好，没有明显的疾病或受伤。
4. 需要合理控制取血量：取血量应根据实验的需要来确定，避免过度取血造成大鼠的伤害。
骨髓液吸取操作方法
骨髓液吸取操作方法
骨髓液吸取是一种医疗操作，用于获取骨髓内的液体样本进行病理学和血液疾病的诊断。
下面是一般的骨髓液吸取操作方法：
1. 准备工作：患者应背部平躺，暴露腰背部骨髓穿刺点，通常是腰椎的第二和第三间隙。
穿刺部位应清洁消毒，可能需要局部麻醉。
2. 确定穿刺点：医生会通过触诊和透视等方法确定穿刺点，确保针头进入正确的位置。
3. 局部麻醉：在穿刺点附近进行局部麻醉，以减轻患者的疼痛感。
4. 穿刺操作：医生使用一把特殊的骨髓穿刺针穿刺皮肤、肌肉和骨骼，直到进入到骨髓腔。
在这个过程中，医生可能需要透视或使用超声波来确保针头进入准确位置。
5. 吸取骨髓液：一旦针头进入骨髓腔，医生会将一支注射器或连接到采样管的抽吸器连接到骨髓穿刺针上，以吸取骨髓液样本。
6. 封闭穿刺点：骨髓液采集完毕后，医生会从穿刺点拔出骨髓穿刺针，并对穿刺点进行适当处理，可能包括压迫止血或缝合。
7. 处理和送检：采集到的骨髓液样本应立即送往实验室进行检测和分析。
需要注意的是，骨髓液吸取是一种有一定风险的操作，需要由经验丰富的医务人员进行，并且在严格的无菌条件下进行，以避免感染等并发症的发生。
骨髓液吸取前，患者可能需要进行一些特殊的检查和评估，以确保其适合进行这项操作。
大鼠骨髓淋巴细胞分离液使用方法
大鼠骨髓淋巴细胞分离液使用方法
大鼠骨髓淋巴细胞分离液的使用方法如下：
1. 悬浮细胞：将需要进行分离的细胞悬浮在分离液中。
2. 离心：将悬浮液在2000rpm的转速下离心5分钟，收集沉淀的细胞。
3. 清洗：使用清洗液清洗离心后的细胞沉淀，以去除杂质和多余的分离液。
4. 再次离心：将清洗后的细胞在相同条件下再次离心，以进一步纯化细胞。
5. 培养：将纯化后的细胞接种到培养基中进行培养，以进行后续的实验或研究。
需要注意的是，大鼠骨髓淋巴细胞分离液需要在无菌条件下操作，且启封后应置常温保存。
如果需要在4℃保存，应避免出现白色结晶，以免影响分离效果。
此外，该试剂盒易感染细菌，因此在使用过程中需要特别注意无菌操作。
以上是大鼠骨髓淋巴细胞分离液的使用方法，仅供参考，如需获取更多详细信息，建议查阅相关网站。
大鼠骨髓来源内皮祖细胞的分离培养及鉴定
细胞 ， 然后用添加有多种细胞因子的内皮细胞基础培养基（ ｅ ｎ ｄ ｏ ｔ ｈ ｅ ｌ ｉ ａ ｌ ｂ ａ ｓ ａ ｌ ｍｅ ｄ ｉ ｕ ｍ， Ｅ Ｂ Ｍ一 ２ ） 诱 导培养获 取 Ｅ Ｐ Ｃ ｓ 。
通过形态学观 察 、 Ｃ Ｄ １ ３ ３和 Ｖ Ｅ ＧＦ Ｒ 一 ２抗 体 免 疫 荧 光 染 色 并 结 合 Ｆ Ｉ Ｔ Ｃ － ＵＥ Ａ － １和 Ｄ ｉ ｌ — ａ ｃ — Ｌ ＤＬ 的 摄 取 功 能 来 对 Ｅ Ｐ Ｃ ｓ 进行鉴定分析 ， 同时通过体外管样结构形成能力对 Ｅ Ｐ Ｃ ｓ 进 行功能性 评价。结果 在 Ｅ Ｂ Ｍ一 ２培 养 基 中 诱 导
12实验方法121epcs的分离培养选用约150g的雄性清洁级sd大鼠采用颈椎脱臼法处死浸泡在70的酒精中消毒510min然后将股骨胫骨迅速从大鼠中剥离下来置于已消毒并盛有含双抗的磷酸缓冲液pbs平皿中将股骨胫骨上残留的肌肉剔除干净用手术剪分别剪去股骨胫骨的两端打开骨髓腔用5ml注射器吸取4ml含10胎牛血清fbs的dmem培养基从骨髓腔的一端将骨髓冲出到培养皿中用吸管将平皿中的细胞悬液轻轻吹打混匀然后将悬液贴壁轻轻加入到预置等体积percoll大鼠淋巴细胞分离液1083gml的离心管中悬于上层2500rmin离心30min用吸管小心地将中间云雾状白膜层的单个核细胞吸取到另一离心管中用dmem培养基洗涤两次1000rmin5min弃上清液用含10fbs和多种细胞因子的ebm2培养基重悬细胞以1105个cm2接种于培养板中1d后将未贴壁细胞悬液接种到fn预先包被好的6孔细胞培养板中置于饱和湿度375co2恒温培养箱
培养 ７ ｄ后 ， 出现 类 似 于 血 岛样 的 细 胞 集 落 ， 集 落 中 央 的细 胞 呈 圆 形 ， 周 边 的细 胞 呈 放 射 状 ； ８ ０ 以上 的 细 胞 都 是 Ｃ Ｄ１ ３ ３ ／ Ｖ Ｅ Ｇ Ｆ Ｒ 一 ２ 细 胞 ， 并 且 这 些 细 胞 同 时能 够 摄 取 Ｄｉ ｌ — ａ ｃ — Ｌ Ｄ Ｌ和 结 合 Ｆ Ｉ Ｔ Ｃ － ＵＥ Ａ － １ ； Ｅ Ｐ Ｃ ｓ 在 基 质 胶 表 面 形 成 管 腔 样 结 构 。 结论 密 度 梯 度 离 心法 结 合 差 时 贴 壁 法 从 骨 髓 中 分 离 获 得 的 单 个 核 细 胞 ， 然后经 Ｅ Ｂ Ｍ一 ２条 件 培 养
动物实验基本技术及实验动物管理法规
动物实验基本技术(一)耳缘切口采血：先将豚鼠耳消毒,用刀片沿血管方向割破耳缘,切口约长0.5cm,在切口边缘涂上20％的柠檬酸钠溶液，防治血凝，则血可自切口处流出。
此法采血每次可采0.5ml。
(二)背中足静脉采血：固定豚鼠，将其右或左后肢膝关节伸直，脚背消毒，找出足静脉，左手拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手将注射针刺入静脉，拔针后立即出血。
(三)心脏采血：用手二、豚鼠采血方法指触摸，选择心跳最明显的部位，把注射针刺入心脏，血液即流入针管。
心脏采血时所用的针头应细长些，以免发生采血后穿刺孔出血。
三、兔的采血方法(一)耳缘静脉采血：将兔固定,拔去耳缘静脉局部的被毛，消毒，用手指轻弹兔耳,使静脉扩张，用针头刺耳缘静脉末端,或用刀片沿血管方向割破一小切口,血液即流出。
本法为兔最常用的采血方法，可多次重复使用。
(二)耳中央动脉采血：在兔耳中央有一条较粗的、颜色较鲜红的中央动脉。
用左手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉的末端，沿着与动脉平行的向心方向刺入动脉，即可见血液进入针管。
由于兔耳中央动脉容易痉挛，故抽血前必须让兔耳充分充血，采血时动作要迅速。
采血所用针头不要太细，一般用6号针头，针刺部位从中央动脉末端开始，不要在近耳根部采血。
(三)颈静脉采血：方法同小鼠、大鼠的颈静脉采血。
(四)心脏采血：使家兔仰卧，穿刺部位在第三肋间胸骨左缘3mm处，针头刺入心脏后，持针手可感觉到兔心脏有节律的跳动。
此时如还抽不到血，可以前后进退调节针头的位置，注意切不可使针头在胸腔内左右摆动，以防弄伤兔的心、肺。
四、狗的采血方法(一)后肢外侧小隐静脉采血：后肢外侧小隐静脉位于后肢胫部下三分之一的外侧浅表皮下，由前侧方向后行走。
采血时，将动物固定，局部剪毛、消毒，采血者左手紧握剪毛区上部或扎紧止血带，使下部静脉充血，右手用连有6号或7号针头的注射器刺入静脉，左手放松，已适当速度抽血即可。
(二)前肢背侧皮下头静脉采血：前肢背侧皮下头静脉位于前脚爪的上方背侧的正前位。
大鼠灌注固定取脑解剖取材
4.灌注多长时间？灌注液多少？
• 每个人的灌注液用量都不一样，灌注速度 也能没有很清楚的说法，灌注时间也不确 定。主要还是看灌注成功的标志。现将看 到的比较详细的处理方法列出。灌注速度， 大家比较公认的是先快后慢。
• 短期灌注：采用心脏穿刺快速灌注20 min,其中生理盐水灌注50~ 100mL,4 %多聚甲醛缓冲液灌注150 mL。
• 下面是夹闭腹主动脉: • 每只大鼠先快速推注生理盐水50 ml冲洗,继而灌注固定液(如4%
多聚甲醛等)50~80 ml,先快后慢,需10~15 min,在灌注固定液过程 中,颈部逐渐变硬;灌注结束后,开颅取出脑组织,置于固定液中后 固定24 h
5.体循环与肺循环的鉴别
• 体循环时大鼠肝脏变白现象出现较早,在灌 注多聚甲醛后,四肢会出现明显的抽搐现象, 尾巴和四肢明显僵硬。若灌流针误插入右 心室,会导致灌流液沿肺循环途径灌流,这时 肝脏变白出现的较慢,四肢的抽搐现象没有 体循环明显,且鼻腔中有时会有灌流液流出。 因肺循环会影响组织器官的灌流效果,因此 进针时要准确,避免肺循环的发生。一旦出 现肺循环指征,应及时调整进针角度。
• 尤其是要做电镜时更明显。有的标记蛋白 要求较高，固定不好就难以染好。
3.用4%多聚甲醛固定但保存了2周才做石蜡切 片，对免疫组化有无影响？
固定时间过长蛋白多肽链都交连在一起了,抗原性就 很弱了，很可能没有阳性结果,抗原修复时一般的修复很 难把抗原性恢复. 可能会有影响，但不会太大。固定时间 长，抗原修复时间也要长一些。
从小脑处将脑组织向上推起，用小 剪刀剪断脑神经
注意事项 • 1.多聚甲醛气味刺激，配置时做好自我保护。 • 2.暴露心脏这一步骤，容易损伤肺、心脏或者肝脏，“夹持剑
突并向上提拉，用弯剪在膈肌与胸骨柄相连处剪一小口，造成 人工气胸”，人工气胸后，肺萎缩，胸腔里的空间增大，提拉 剑突后，不容易损伤肺、心及肝脏，出血少。
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大鼠脑脊液骨髓的采集方法
步骤一：麻醉大鼠
将大鼠置于麻醉箱中，使用一般常用的麻醉方法，如使用注射器将麻醉剂注射到大鼠体内，或将大鼠放入具有麻醉效果的气体环境中（如氧化乙烯、异氟醚等），使大鼠进入深度麻醉状态。
步骤二：准备工具和材料
准备需要的实验器材和材料，包括注射器、微量注射器、针头、创口贴、消毒液、手套等。
步骤三：固定大鼠的头部
将麻醉好的大鼠放到一块柔软的垫子上，然后将大鼠的头部固定在取样位置上，以保证操作时头部不会有移动。
步骤四：刮除毛发并消毒
使用刀片或电动剃刀将取样部位的毛发刮除干净，并用消毒液进行彻底消毒，以避免感染。
步骤五：穿刺脊髓
采用腰椎穿刺法，使用无菌注射器和针头将其插入到脊髓腔内。
刺穿脊髓后，抽取相应的脑脊液样品。
步骤六：收集脑脊液
利用微量注射器收集抽取的脑脊液样品，注意避免气泡的产生。
收集足够的脑脊液样品用于后续实验。
步骤七：处理采集部位
在完成采集后，将针头缓慢地拔出，然后用无菌纱布或创口贴轻轻按压采集部位，以止血，防止感染。
大鼠骨髓的采集方法：
步骤一：麻醉大鼠
将大鼠置于麻醉箱中，使用一般常用的麻醉方法，如使用注射器将麻醉剂注射到大鼠体内，或将大鼠放入具有麻醉效果的气体环境中（如氧化乙烯、异氟醚等），使大鼠进入深度麻醉状态。
步骤二：准备工具和材料
准备需要的实验器材和材料，包括注射器、微量注射器、针头、创口贴、消毒液、手套等。
步骤三：固定大鼠的肢体
将麻醉好的大鼠放到一块柔软的垫子上，然后将大鼠的肢体固定在取样位置上，以保证操作时肢体不会有移动。
步骤四：消毒
使用适当的消毒液对骨髓采集部位进行消毒，以避免感染。
步骤五：穿刺骨髓
用带有针头的注射器穿刺骨髓。
穿刺一般选择胫骨、肱骨或股骨中的一根较粗的部位，并确保穿刺角度和力度适合。
步骤六：采集骨髓
通过注射器吸取骨髓样品，并将其收集在一支干燥、清洁的离心管中。
确保采集到足够的骨髓样本以供后续实验使用。
步骤七：处理采集部位
在完成采集后，将针头缓慢地拔出，然后用无菌纱布或创口贴轻轻按
压采集部位，以止血，防止感染。
需要注意的是，在进行大鼠脑脊液和骨髓的采集过程中，需要保持操
作的无菌性，并严格按照实验动物伦理要求进行操作，以避免对大鼠造成
不必要的伤害。