植物组织内可溶性蛋白质的提取和含量测定
植物组织中可溶性蛋白质含量的测定（福林－酚试剂法）
一、原理
福林（Folin）－酚试剂法结合了双缩脲试剂和酚试剂与蛋白质的反应，其中包括两步反应：第一步是在碱性条件下，与铜试剂作用生成蛋白质－铜络合物；第二步是此络合物将磷钼酸、磷钨酸试剂还原，生成磷钼蓝和磷钨蓝的深蓝色混合物，颜色深浅与蛋白含量成正相关。在650nm比色测定的灵敏度比双缩脲法高100倍。由于肽键显色效果增强，从而减少了因蛋白质种类引起的偏差。该法适于微量蛋白的测定（范围为5～100μg蛋白质）。
二、材料、仪器设备及试剂
（一）材料：各种植物材料
（二）仪器设备：1. 722分光光度计；2. 离心机；3. 恒温水浴；4. 定量加样器；5. 冷凝回流装置一套；6. 研钵；7. 离心管；8. 刻度移液管；9. 微量滴定管；10. 试管等；
（三）试剂：标准蛋白质溶液：称取25mg牛血清蛋白，溶于100ml蒸馏水中，使终浓度为250μg／ml；试剂甲；试剂乙。
三、实验步骤
（一）标准曲线的绘制
1. 取18×200mm试管7支，1～7编号，分别加入0、0.1、0.2、0.4、0.6、0.8、1.0ml标准蛋白质溶液，用蒸馏水补足1ml，使每管含蛋白量分别为0、25、50、100、150、200、250μg／ml。
2. 用定量加样器给每支试管中加入5ml甲液，混匀，于30℃下放置10min。
3. 再向试管中喷射加入0.5ml乙液，立即振荡混匀，在30℃下准确保温30min。
4. 以不加标准蛋白的1号管为空白，在650nm下用1cm光径的比色皿测定吸光度。以标准蛋白浓度为横坐标，吸光度为纵坐标，绘制标准曲线。
（二）样品的测定
称取鲜样0.8g，用5ml蒸馏水或缓冲液研磨成匀浆后，定容25ml过滤，取滤液1.0ml于试管中，然后重复标准曲线绘制中的2～4步骤，以空白管调零，测定吸光度。根据吸光度查标准曲线，求出样品中的蛋白质含量。
四、结果计算：
样品中蛋白的含量（mg/g）＝C×V T/（V s×FW×1000）
式中：C－查标准曲线值（μg）；VT－提取液总体积（ml）；FW－样品鲜重（g）；Vs－测定时加样量（ml）
粗蛋白量（％）＝蛋白氮含量×6.2
植物组织水势的测定实验报告.doc
植物组织水势的测定实验报告 一、实验目的和要求 了解植物组织中水分状况的另一种表示方法及用于测定的方 法和它们的优缺点。 二、实验原理 小液流法测定新鲜白萝卜的组织水势。植物细胞是一个渗透系统。当组织水势低于溶液渗透势，组织吸水，溶液变浓，比重增加，小液流下沉。当组织水势高于溶液渗透势，组织失水，溶液变稀，比重下降，小液流上浮。当组织水势等于溶液渗透势，组织与溶液达到水分进出动态平衡，溶液浓度和比重不变，小液流不动。 压力室法测定海桐叶片组织水势,植物叶片通过蒸腾作用产生蒸腾拉力。导管中的水分由于内聚力的作用而形成连续的水柱。因此，对于蒸腾着的植物，其导管中的水柱由于蒸腾拉力的作用，使水分连贯地向上运输。当叶片或枝条被切断时，木质部中的液流由于张力解除迅速缩回木质部。将叶片装入压力室钢筒，切口朝外，逐渐加压，直到导管中的液流恰好在切口处显露时，所施加的压力正好抵偿了完整植株导管中的原始负压。 三、主要仪器设备 小液流法：白萝卜、打孔器、10ml离心管、小刀、镊子、注射器、1mol/L蔗糖溶液、甲基橙压力室法：压力室 四、操作方法和实验步骤
小液流法： 1、用1mol/l的蔗糖溶液配制0.05、0.10、0.20、0.30、0.40、0.50M一系列不同浓度的蔗糖溶液(10mL)，用力混匀。 2、分别取4ml不同浓度的溶液到另一组相应的试管中。每管加入厚度约为1mm的萝卜圆片，加塞放置30min。期间晃动（3-4次）。 3、用针蘸取少量甲基橙放入每支试管，混匀。 4、用注射器取少许黄色溶液，伸入对应浓度的蔗糖溶液中部，缓慢挤出一滴小液滴，观察小液滴移动方向并记录。 Ψw(Mpa) = -iCRT = -0.0083×(273+toC) ×浓度 压力室法： 根据植物材料选取枝条（或叶片）型的压力室盖→将试样装入压力室盖的孔（或槽）中夹紧，压入压力室并顺时针旋转紧固。打开钢瓶阀门，使控制阀朝向加压，缓慢打开测定阀，使加压速率达0.1bar,仔细观察伸出压力室盖的植物样品，一发现木质部转湿润液体溢出，立即关闭测定阀，记录压力表读数。 组织Ψw(Mpa) = -0.1×压力室压力表读数 五、实验数据记录和处理 小液流法测定结果： 其他两个小组的实验结果： 根据公式计算得到萝卜组织液浓度 Ψw(Mpa) = -iCRT = -0.0083×(273+t℃) ×浓度= -0.0083×(273+16 ) ×0.1=-0.240Mpa
植物蛋白质提取方法总汇
植物蛋白质提取方法总汇 一、植物组织蛋白质提取方法 1、根据样品重量(1g样品加入3.5ml提取液，可根据材料不同适当加入)，准备提取液放在冰上。 2、把样品放在研钵中用液氮研磨，研磨后加入提取液中在冰上静置(3-4小时)。 3、用离心机离心8000rpm40min4℃或11100rpm20min4℃ 4、提取上清液，样品制备完成。蛋白质提取液：300ml 1、1Mtris-HCl(PH8) 45ml 2、甘油(Glycerol)75ml 3、聚乙烯吡咯烷酮(Polyvinylpolypyrrordone)6g这种方法针对SDS-PAGE，垂直板电泳！ 二、植物组织蛋白质提取方法 氯醋酸—丙酮沉淀法 1、在液氮中研磨叶片 2、加入样品体积3倍的提取液在-20℃的条件下过夜，然后离心(4℃8000rpm以上1小时)弃上清。 3、加入等体积的冰浴丙酮(含0.07%的β-巯基乙醇)，摇匀后离心(4℃8000rpm以上1小时)，然后真空干燥沉淀，备用。 4、上样前加入裂解液，室温放置30分钟，使蛋白充分溶于裂解液中，然后离心(15℃8000rpm 以上1小时或更长时间以没有沉淀为标准)，可临时保存在4℃待用。 5、用Brandford法定量蛋白，然后可分装放入-80℃备用。 药品：提取液：含10%TCA和0.07%的β-巯基乙醇的丙酮。裂解液：2.7g尿素0.2gCHAPS 溶于3ml灭菌的去离子水中(终体积为5ml)，使用前再加入1M的DTT65ul/ml。 这种方法针对双向电泳，杂质少，离子浓度小的特点！当然单向电泳也同样适用，只是电泳的条带会减少！ 三、组织：肠黏膜 目的：WESTERN BLOT检测凋亡相关蛋白的表达 应用TRIPURE提取蛋白质步骤： 含蛋白质上清液中加入异丙醇：(1.5ml每1mlTRIPURE用量) 倒转混匀，置室温10min
植物组织含水量的测定
% 100Wf d -f ?鲜重干重鲜重W W % 100d d -f ?W W W 干重干重鲜重植物组织含水量的测定 【实验目的】 1.了解含水量的表示方法； 2.了解绝对含水量和相对含水量的区别 3.掌握植物组织鲜重干重的测量方法 【实验原理】 植物组织的含水量是反映植物组织水分生理状况的重要指标,其直接影响植物的生长、气孔状况，光合功能及作物产量。在环境胁迫情况下，植物组织的含水量也是反映植物受胁迫程度的重要指标之一。水分含量测定也是农作物产品的品质检定和判断其是否适于贮藏的重要标准。所以，植物组织含水量的测定在植物生理学研究及农业生产中具有重要的理论和实践意义。 植物组织含水量的表示方法常以鲜重、干重、相对含水量(或称饱和含水量)来表示。 其中相对含水量可作为比较植物保水能力及推算需水程度的指标。 分别测量植物组织的鲜重Wf ，干重Wd ，饱和鲜重Wt ，依据以下公式可以分别算出植物组织的鲜重含水量，干重含水量，以及相对含水量。 鲜重含水量= 干重含水量= 相对含水量=% 100Wf -Wt d -f ?鲜重饱和鲜重干重鲜重W W 【实验材料】 蜀葵花瓣 【实验步骤】 1.将新采的蜀葵花瓣，称取6 份 0.5 g （Wf ） ，迅速剪成小块。 2.3份分别于120℃烘箱中烘考1~1.5 h ，然后称此时的干重（Wd ）。 3.3份分别放入蒸馏水中浸泡70 min ，当达到恒重时称此时的重量（Wt ） 利用所得到的数据：Wf ，Wd ，Wt 分别计算出鲜重含水量，干重含水量，相对含水量 注意事项: 1.测量干重时，先测出称量瓶的重量W ，在测出称量瓶与花瓣重量的总和Wf 与Wd 。放入瓶中以后，花瓣不再取出。烘烤一个小时后取出冷却至室温，称量，再放入烘箱中烘烤10分钟，取出冷却至室温，再次称量。重复以上步骤，直至总重量恒重。 2.放入蒸馏水浸泡的花瓣，可以用吸水纸将其覆盖在水中。另取两片花瓣同样的方式浸泡在水中。70min 后称量两片对照物花瓣，其恒重可作为实验材料也恒重的标志。 【实验结果】 蜀葵花瓣的含水量测定数据记录如下：
试验5植物组织水势的测定小液流法
实验5 植物组织水势的测定（小液流法） 一、原理 当植物组织与外液接触时，如果植物组织的水势低于外液的渗透势（溶质势），组织吸水、重量增大而使外液浓度变大；反之，则组织失水、重量减小而外液浓度变小；若两者相等，则水分交换保持动态平衡，组织重量及外液浓度保持不变。根据组织重量或外液浓度的变化情况即可确定与植物组织相同水势的溶液浓度，然后根据公式计算出溶液的渗透势，即为植物组织的水势。溶液渗透势的计算： Ψs = - iCRT （ 6 – 1 ） 式中：Ψs ——溶液的渗透势，以 MPa 为单位。 R ——气体常数，为0.008314 MPa · L/ （mol · K ）。 T ——绝对温度，即273 + t ℃。 C ——溶液的质量摩尔浓度，以 mol/kg 为单位。 i ——为解离系数， CaCl 2 为 2.6 。 二、实验材料、试剂与仪器设备 （一）实验材料 植物叶片或洋葱鳞茎。 （二）试剂 1 ．甲烯蓝粉末。 2 ． CaCl 2 溶液：包括 0.10 、 0.15 、 0.20 、 0.25 、 0.30 、 0.35 、 0.40 、 0.45 mol/kg 8 种不同质量摩尔浓度的溶液。 （三）仪器设备 大试管 8 支 , 小试管 8 支，青霉素小瓶 8 支，移液管（ 5mL ），毛细吸管 8 支，培养皿，打孔器，剪刀 l 把，镊子 1 把，解剖针 1 支。 三、实验步骤
1. 编号贴标签取干燥洁净的大试管 8 支，小试管 8 支，青霉素小瓶 8 支，毛细吸管 8 支，编号贴标签，按序号排好。 2. 打取、浸泡叶片取待测样品的功能叶数片，用打孔器打取小圆片约 60 片，放在培养皿中，混合均匀。用镊子分别把 5 ～ 8 个小圆片放到盛有 4 mL 不同质量摩尔浓度 CaCl 2 溶液的青霉素小瓶中，浸没叶片，盖紧瓶塞，放置 30 min ，并不断轻摇小瓶，以加速水分平衡（如温度低时可延长放置时间）。 3. 染色到预定时间后，用解剖针尖蘸取微量甲烯蓝粉末，加入各青霉素小瓶中，并摇动，使溶液染色均匀。 4. 测定把试管中的不同浓度的系列标准液分别倒入相同编号的小试管中，用毛细吸管吸取相同编号青霉素小瓶内的有色溶液少许，插入相同编号的小试管溶液中部，轻轻挤出有色溶液一小滴，小心取出毛细管（勿搅动有色液滴），观察有色液滴的升降情况，并记录于表 6 –1 中。若有色溶滴上升，表示浸过叶片的溶液浓度变小（即植物叶片组织中有水排出），说明叶片组织的水势大于该浓度溶液的溶质势；若有色液滴下降，则说明叶片组织的水势小于该浓度的溶质势；若有色小液滴静止不动，说明叶片组织的水势等于该浓度溶液的溶质势。若在前一浓度溶液中下降，而在后一浓度中上升，则植物组织的水势可取二种浓度溶液的溶质势的平均值。 分别测定不同浓度中有色液滴的升降，找出与组织水势相当的浓度。记录实验时的温度，根据原理中公式（ 6 – 1 ）计算出组织的水势。 表 6-1 小液流法现象观察记载表 [ 注意事项 ] 1. 所取材料在植株上的部位要一致，打取叶圆片要避开主脉和伤口。 2. 取材以及打取叶圆片的过程操作要迅速，以免失水。 3. 带结晶水的甲烯蓝不易溶于 CaCl 2 溶液，可在100 ℃下烘干成无水甲烯蓝粉末使用。 4. 毛吸管尖端弯成直角，以保证从中出来的液滴不受向下力的影响。 [ 思考题 ] 用小液流法测定植物组织水势时，为什么应强调所用试管、毛吸管应保持干燥，打取小圆片并投入试管中时动作应迅速，加入甲烯蓝不能太多？
实验一 植物组织水势的测定
实验一植物组织水势的测定（小液流法） 1、实验目的 了解植物组织中水分状况的一种表示方法及用于测定的方法及其优缺点。 2、实验原理 植物组织的水分状况可用水势来表示。植物体细胞之间、组织之间以及植物体与环境之间的水分移动方向都由水势差决定。将植物组织放在已知水势的一系列溶液中，如果植物组织的水势（Ψcell）小于某一溶液的水势（Ψout），则组织吸水，反之组织失水。若两者相等，水分交换保持动态平衡。组织的吸水或失水会使溶液的浓度、密度、电导率以及组织本身的体积与质量发生变化。根据这些参数的变化情况可确定与植物组织等水势的溶液。 液体交换法测定水势的方法有很多种，本实验练习用小液流法测定植物组织的水势，并初步观察其变化情况。 小液流法测定水势的原理 判据 △Ψ=Ψout-Ψcell 组织的 水分得失 外液的密度变化 △Ψ>0吸水升高 △Ψ<0失水降低 △Ψ=0平衡不变 使用器材用滴管测定外液的密度变化 适用的材料叶片或碎的组织 3、仪器和试剂 试管，试管架，移液管，滴管，打孔机或单面刀片，镊子，解剖针，棉花，吸水纸； 0.05-0.4mol/L CaCl2溶液，甲烯蓝； 土豆 4、实验步骤 ①将16支试管清洗干净，分为两组（实验组和对照组）按编号顺序倒置于试管架上，控净水分。 ②配制一系列不同浓度的氯化钙溶液（0.05、0.1、0.15、0.2、0.25、0.3、0.35、0.4mol/L），分别注入八支实验组试管中，各10ml左右（体积约为试管的2/3处）。再将实验组各试管溶液的2/3倒入对应编号的对照组试管中。两组试管均加盖棉塞。 ③将土豆用单面刀片切成0.5cm见方的小块。将植物组织混匀，分成八份，放入实验组各试管中。放置20min以上，期间多次摇动实验组试管，以促进水分平衡。 ④用解剖针沾取甲烯蓝粉末给实验组各试管染色，摇匀，用滴管由低浓度向高难度顺序
土壤水份和植物组织含水量的测定
土壤水份和植物组织含水量的测定 实验的目的与要求： 通过对植物和土壤水分的测定来学习和使用烘干法水分测定仪，掌握实验和实习的技巧，了解一定的实习的规则！ 通过对实习数据的比较，以及结合自身的知识来分析土壤和植物组织含水量的关系，了解水分对植物生长的影响，了解土壤中水分对植物生长的影响。 结合生态学的知识来分析土壤和植物含水量受整个生态系统的影响。 实验的主要内容： 记录实验地的周围环境的各种生态环境因素，如温度，风向，湿度。 测量土壤和植物组织含水量值，在不同的环境下测量对比，同一环境下不同物种的值。 记录实验测量的数据值，分析得出结论。 实习的主要工具： 1.烘干法水分测定仪（LSH-100A型）： 最大秤量：100g 实际标尺分度值：1mg 准确度级别：2级 水分测量允许误差：±0.2%（样品≥2克） 水分含量测定可读性：0.01% 测量水分范围：0~100% 加热源：卤素灯（环型400W） 温控精度：±1℃ 加热温度设定：室温～160℃（以1℃调整） 时间设定：0～180min（以1min调整） 测量方法：手动、自动 操作温度范围：10～30℃ 电源及功耗：AC220V±22V 50Hz 420W 秤盘尺寸：￠100mm 外壳尺寸：360mm×250mm×270mm 净重：7kg 实验用剪刀、小袋子 实验原理： 首先对同一环境下的不同生长情况的高山榕进行水分的测定，记录数据并比较，然后对不同环境下的不同株池杉进行水分的测定，在数据中得出结论。用烘干法测定仪进行含水量的测定，使用小塑料袋来装实验品以防止植物叶子和土壤水分的蒸发。 实验的步骤： 首先进行样本的采样，在学校的马路边分别进行不同生长情况高山榕叶子的取样，然后再树下进行土壤的取样。在昭阳湖旁不同地方生长情况相同的池杉的叶子和土壤的进行取样。将取来的样品装入袋中，并做好标签。 预热烘干法测定仪后，将取来的样品放入烘干仪中保持5-8分钟，待屏幕中的数值稳定后进行数据的记录。 对数据进行整理分析和讨论，得出结论。 实验的结果：
植物总蛋白提取
一提取植物总蛋白（以植物花粉为例）： 1.三氯乙酸法（TCA）/丙酮(acetone)提取花粉总蛋白质 花粉在liquid nitrogen中研磨成粉末，用含10%TCA和1%DTT的acetone沉淀蛋白质，-20度2个小时(必要时过夜)，4度25000g离心20min后去上清，用含1%DTT的acetone溶液悬浮沉淀，-20度1个小时,再次离心去上清，将真空干燥的沉淀在等电聚焦缓冲液中(8M urea，20mmDTT,4%CHAPS,2%ampholyte,PH:3-10) 20度震荡1小时，20度25000g离心20min，收集上清，沉淀再次用IEF缓冲液离心收集上清，可为后续试验做准备。 2．苯酚（phenol）提取法 花粉在liquid nitrogen中研磨成粉末，添加1ml的phenol（tris 8.8 缓冲液）继续研磨5min,加提取缓冲液（0.1mol/L 8.8 Tr i s –HCl，5mmEDTA,20mmDTT,30%sucrose）。将样本转移至离心管中，4度震荡30min，25000g离心10min，将上层的phenol层转移进另一个试管，将下边的水相层加1ml的phenol（tris 8.8 缓冲液）及提取缓冲液，震荡，离心，将再次收集到的phenol与前边收集的混合，加5倍体积的0.1 M ammonium acetate in 100%methanol，在-20度震荡沉淀蛋白质，必要时过夜，4度 25000g离心10min，将沉淀用0.1 M ammonium acetate in 100%methanol及80% acetone各洗两次, 含10mmDTT的80% acetone再洗一次，在每一步中蛋白沉淀都要完全重悬— -20度震荡30min，4度 25000g离心20min，洗剂完成后，沉淀真空干燥，IEF buffer提取蛋白质，如方法1。3．直接IEF buffer提取蛋白质 直接IEF buffer提取蛋白质，花粉在liquid nitrogen中研磨成粉末，然后加入IEF buffer(8M尿素，20mmDTT,4%CHAPS，5mmEDTA，5mmTris base,2%ampholyte,PH:3-10).如方法1。 4．Tris-HCL缓冲液法 花粉在liquid nitrogen中研磨成粉末，加入Tris-HCL缓冲液（50mm,8.8,Tris-HCL, 5mmEDTA,20mmDTT,100mmKCL,2mmPMSF）,在融化后，混合液在4度放30min, 25000g离心20min,收集上清，对沉淀重新提取一次，将收集到的上清混合，用5倍体积的100%丙酮沉淀蛋白质，-20度孵育2h,离心后，用80%的丙酮洗剂沉淀2次，IEF buffer重悬沉淀，方法如1 5．利用Bradford试剂法估测提取的总蛋白浓度，并调整浓度行蛋白电泳，-80度保存。 本人翻译的，具体方法流程见附件原文。 ·
第三章植物蛋白质
第五章植物蛋白质 目前，人类在对蛋白质代谢的研究和认识过程中，逐步得出了以下四个方面的结论：（1）任何生物细胞并不会合成全部自身遗传信息中所具有的蛋白质。但那些维持细胞生命活动基本代谢过程所需要的酶和蛋白质是必须合成的。 （2）由于细胞分化作用导致了各种专业化细胞的生成，使得不同的生物细胞所拥有的蛋白质各不相同，而且细胞的专业化可导致某些基本酶和蛋白质的合成终止。例如，在种子中，专门贮存蛋白质的细胞所含有的蛋白质，在叶片细胞中就没有；反之，在叶片细胞中专门进行光合作用的蛋白质在种子中也不存在。 （3）在一个细胞内，其合成和拥有的蛋白质种类，将随着生物的生长发育过程而发生一定的变化。例如，同工酶谱的变化。 （4）由人类DNA测序结果可知，真核生物基因不是一个基因决定一种蛋白质多肽链。由于DNA转录产物RNA可剪接和编辑，因而一个基因可以编码两条以上蛋白质多肽链。 第一节种子贮存蛋白质 人们通常将植物在某发育阶段合成、需保存到另一发育阶段才能发挥作用的蛋白质称为贮存蛋白质（storage proteins）。典型的贮存蛋白质一般都具有水溶性低、细胞中存在量大和脱水状态下几乎无生物活性的特征。 在粮食作物中最重要的种子贮存蛋白主要有两种，即谷类作物种子蛋白和豆类作物种子蛋白。 一、谷类作物种子蛋白 禾谷类种子的胚乳除含有大量淀粉外，还含有许多蛋白质。虽然胚中的蛋白质含量很高，但由于胚比胚乳小得多，所以从种子蛋白的总量上看，大部分蛋白质存在于胚乳中。 禾谷类种子蛋白质的分离提取通常按溶解性不同分为四个组分，即清蛋白、球蛋白、醇溶蛋白和谷蛋白。其中清蛋白可溶于水；球蛋白则溶于稀盐溶液中。由于这两种蛋白在胚乳中含量较少，所以，有人认为它们可能是种子形成过程中酶蛋白的剩余物，并不是典型的种子贮存蛋白。 禾谷类种子中的蛋白质含量因品种、气候和栽培条件而异，其主要谷类蛋白质含量变化幅度见表1。 由表1可见，燕麦与其它谷物不同，其主要贮存蛋白是一种球蛋白。这种球蛋白由6条α-链和6条β-链组成，α-链分子量为22000Da，β-链分子量为32000Da。 用甲醇、乙醇、异丙醇提取的种子蛋白称为醇溶谷蛋白。它是大部分禾谷类作物种子中最主要的贮存蛋白，而且它常集中分布于一种专门用于贮存蛋白质的特化细胞器——蛋白体
植物水分等测定
植物水分、干物质和粗灰分的测定 植物水分、干物质和粗灰分的测定 植物水分和干物质的测定 植物体由水和干物质两部分组成。含水量多少是反映植物生理状态和成熟度的一个指标，含水量过高，植株易徒长倒伏；而过低又易调萎。植物需要有适宜的含水量才能生长健壮。在研究土壤、施肥、栽培和气候等因子对植物生长发育影响和光合利用率等问题时，一般要测定植株的水分和干物质积累状况。新鲜植物体一般含水量为70～95％，叶片含水量较高，又以幼叶为最高；茎秆含水量较少，种子含水量更少，一般为5～15％。新鲜植物体除去水分的剩余部分即为于物质，它包括有机质和矿物质两部分。其中有机质占植物干物质的90～95％，矿物质为5～10％。 水分含量测定也是农作物产品的品质检定和判断其是否适于贮藏的 重要标准。在植物成分分析中，都是以全干样品为基础来计算各成分的质量百分含量。因为新鲜样品的含水量变化很大，风干样品的含水量也会受环境湿度和温度的影响而变动，只有用全干样作计算（干基），各成分含量的数值才比较稳定。 水分的测定方法 测定植物水分的方法很多，应根据植物样品成分的性质、对分析精度的要求和实验室设备条件等情况适当选择。常用的方法有常压恒温干燥法、减压干燥法和蒸馏法，其中用得最多的常压恒温干燥法准确度较高，适用于不含易热解和易挥发成分的样品，被认为是测定水分的
标准方法；但对于幼嫩植物组织和含糖、干性油或挥发性油的样品则不适用。减压干燥法，运用于含易热解成分的样品；但含有挥发性油的样品也不适用，蒸馏法，适用于含有挥发油和干性油的样品，更适用于含水较多的样品，如水果和蔬菜等。其他如红外干燥法、冷冻干燥法、微波衰减法、中子法、卡尔·费休法等都要有特定仪器设备，不易推广使用。 常压恒温干燥法 方法原理将植物样品置于100～105°C烘箱中烘干，由样品的烘干失重（即为水分重）计算水分的含量。此法适用于不含有易热解和易挥发成分的植物样品。 植物样品在高温烘干过程中，可能有部分易焦化、分解和挥发的成分损失而使水分测定产生正误差；也有可能因水分未完全驱除（或在冷却、称量时吸湿）或有部分油脂等被氧化增重而产生负误差。但在严格控制操作条件下，该法仍是测定植物水分的标准方法。 操作步骤： 1．风干植物样品水分的测定取洁净铝盒，打开盒盖，放人100～105°C烘箱中烘30min，取出，盖好，移人盛有硅胶的干燥器中冷至室温（约需30min），立即迅速称重。再烘30min，称重，两次称重之差小于1mg可算作达恒重（m0）。 将粉碎（1mm）、混匀的风干植物样品约3g，平铺在已达恒重的铝盒中，准确称量后（m1），将盖子放在盒底下，移人已预热至约115°C 的烘箱中，关好箱门，调整温度在100～105°C，烘4～5h。取出，
土壤水份和植物组织含水量的测定
土壤水份和植物组织含水量的测定 一．实验的目的与要求： 通过对植物和土壤水分的测定来学习和使用烘干法水分测定仪，掌握实验和实习的技巧，了解一定的实习的规则！ 通过对实习数据的比较，以及结合自身的知识来分析土壤和植物组织含水量的关系，了解水分对植物生长的影响，了解 土壤中水分对植物生长的影响。 结合生态学的知识来分析土壤和植物含水量受整个生态系统的影响。 二．实验的主要内容： 1．记录实验地的周围环境的各种生态环境因素，如温度，风向，湿度。 2．测量土壤和植物组织含水量值，在不同的环境下测量对比，同一环境下不同物种的值。 3．记录实验测量的数据值，分析得出结论。 三．实习的主要工具： 1.烘干法水分测定仪（LSH-100A型）： 最大秤量：100g 实际标尺分度值：1mg 准确度级别：2级 水分测量允许误差：±0.2%（样品≥2克） 水分含量测定可读性：0.01%
测量水分范围：0~100% 加热源：卤素灯（环型400W） 温控精度：±1℃ 加热温度设定：室温～160℃（以1℃调整） 时间设定：0～180min（以1min调整） 测量方法：手动、自动 操作温度范围：10～30℃ 电源及功耗：AC220V±22V 50Hz 420W 秤盘尺寸：￠100mm 外壳尺寸：360mm×250mm×270mm 净重：7kg 实验用剪刀、小袋子 四．实验原理： 首先对同一环境下的不同生长情况的高山榕进行水分的测定，记录数据并比较，然后对不同环境下的不同株池杉进行水分的测定，在数据中得出结论。用烘干法测定仪进行含水量的测定，使用小塑料袋来装实验品以防止植物叶子和土壤水分的蒸发。 五．实验的步骤： 1.首先进行样本的采样，在学校的马路边分别进行不同生 长情况高山榕叶子的取样，然后再树下进行土壤的取样。 在昭阳湖旁不同地方生长情况相同的池杉的叶子和土壤 的进行取样。
植物蛋白质提取方法
一、植物蛋白质提取 1. TCA-丙酮法 （1）称量一定量的样品置于液氮预冷的研钵中，加少许PVPP，反复加液氮研磨至粉末。 （2）研磨好的样品用10 倍体积（w/V）的10%的TCA-丙酮溶液悬浮，加入0.1 M PMSF、 1 M DTT 至终浓度为1 mM PMSF、10mM DTT，超声5 分钟，于-20℃静置6 小时或 过夜后，4℃，20000g 离心15 分钟，弃上清。 （3）沉淀用10 倍体积于样品的丙酮溶液重悬浮，于-20℃静置1 小时后，4℃，20000g 离 心15 分钟，弃上清。 （4）重复步骤（3）一次。 （5）沉淀用10 倍体积于样品的乙醇/乙醚=1:1 洗，于-20℃静置1 小时后，4℃，20000g 离 心15 分钟，弃上清。 （6）重复步骤（3）一次。 （7）取出沉淀真空干燥约5 分钟，除尽有机溶剂。 （8）按10mg 干粉末加200 微升裂解液的比例，加入1 mM PMSF、10mM DTT，超声5 分钟，充分溶解1 小时，10℃，35000g 离心30 分钟，上清为所需的蛋白溶液。（9）用Bradford 法测定蛋白样品的蛋白浓度。 （10）蛋白样品溶液小量分装，-80℃保存。 注意事项： （1）TCA 有利于去除酚类色素等物质，但不利于蛋白的抽提，使用浓度不宜过高，在后 面丙酮处理中，尽量除去。 （2）蛋白样品保存：样品浓度不宜过高，建议将高浓度样品适度调整，为避免反复冻融 应分装保存，长期保存用-80℃，短期保存用-20℃。 （3）1M DTT：0.1542g DTT 用1ml MilliQ 水溶解，-20℃保存。 （4）0.1M PMSF：0.0174g PMSF 用1ml 异丙醇溶解，-20℃保存。
植物组织水势的测定
实验四植物组织水势的测定 植物体内的生理生化活动与其水分状况密切相关，而植物组织的水势是表示植物水分状况的一个重要生理指标。目前，植物组织水势的测定主要有几种方法：小液流法、折射仪法、压力室法、露点法、热电偶法。前两种方法虽然简便，但精确性差。压力室法较适于测定枝条或叶柄导管的水势。露点法、热电偶法较适宜测定柔软叶片的水势，且精确度高，可在一定范围内重复测定叶片的水势，是较好的水势测定方法。植物的水势可作为制定灌溉的生理指标。 Ⅰ、小液流法 一、目的 通过实验，掌握用小液流法测定植物组织水势的原理和方法。 二、原理 水势代表水的能量水平，水总是从水势高处流向低处。水进入植物体内并分布到各组织器官中的快慢或难易由水势差来决定，水势越高，植物组织的吸水能力越差，而供给水能力越强。当植物组织与一系列浓度递增的溶液接触后，如果植物组织水势大于（或小于）外液的水势，则组织失水（或吸水），使外液浓度变低（或变高），密度变小（或变大）。如果植物组织的水势等于外液的水势时，植物组织既不失水也不吸水，外液浓度不变。当取浸泡过植物组织的溶液的小滴（亦称小液流，为便于观察应先染色），分别放入原来浓度相同而未浸泡植物组织的溶液中部时，小液流就会因密度不同而发生上升或下沉或不动的情况。小液流在其中不动的溶液的水势（该溶液为等渗浓度），即等于植物组织的水势。 三、材料、设备及试剂 1.材料：植物叶片；马铃薯块茎等。 2.仪器设备：试管；小瓶；小塞子；打孔器(直径0.5㎝)；尖头镊子；移液管（1ml、5ml、10ml）；注射针钩头滴管；刀片。 3.试剂：1mol·L－1蔗糖液；甲烯蓝粉。 四、实验步骤 1.系列糖浓度配制 1.1取干燥洁净试管6支，贴上标签，编号，用1mol·L－1蔗糖母液配成0.05、0.1、0.15、0.2、0.25、0.30 mol·L－1浓度的糖液，各管总量为10ml，并塞上塞子（防止浓度改变），作为甲组。 1.2另取干燥洁净的小瓶6个，标明0.05、0.10、0.15、0.20、0.25、0.30mol·L－1浓度,分别从甲组取相应浓度糖液1ml盛于小瓶中，随即塞上塞子，作为乙组。 2.取样及测定 2.1选取生长一致的叶片，用直径为0.5cm的打孔器钻取圆片，在玻璃皿内混匀，然后用镊子把圆片放进乙组小瓶中，每瓶放15～20片，（若采用植物块茎如马铃薯，先用打孔器钻取圆条，然后切成约1mm厚圆片，每瓶放5片），立即塞紧塞子，放置40min左右，其间轻轻摇动几次，以加速平衡。 2.2到预定时间后，各小瓶加入几粒甲烯蓝粉染色，摇匀，取6支干燥洁净的注射针钩头滴管，分别从乙组中取出溶液，插入甲组原相应浓度蔗糖溶液的中部，轻轻挤出钩头滴管内
植物膜蛋白提取方法的研究(2D电泳用)
植物膜蛋白提取试剂盒（2D电泳用） 货号：BB-31841 V2.16 试剂盒组成： 产品组成 BB-31841-1 BB-31841-2 组份编号 规格 50T 100T 试剂A：植物膜蛋白提取液A 25ml 50ml 31841A 试剂B：植物膜蛋白提取液B 250ul 500ul 31841B 试剂C：膜蛋白溶解液C 10ml 20ml 31841C 试剂D：蛋白酶抑制剂混合物 100ul 200ul 31841D 使用说明书 1 1 知识产权： 贝博TM BBproExtra TM试剂盒及其使用方法包含专有技术。 产品简介： 膜蛋白承担各种生物功能，扮演重要角色。膜蛋白样品的制备需要充分考虑到与下游的胶分析及质谱分析等应用配套，因此膜蛋白样本制备成为一个难以逾越的挑战。传统制备膜蛋白样品的方法是使用去污剂和表面活性剂增溶。去污剂处理会使膜蛋白丧失其天然结构，因而妨碍了膜蛋白的功能研究。 贝博TM BBproExtra TM植物膜蛋白提取试剂盒（二维电泳用）是一种基于化学方法的高产膜蛋白提取试剂盒。植物膜蛋白提取试剂盒可以从各种植物中提取膜蛋白，可用于纯化膜蛋白的粗品制备及膜蛋白制备。提取过程简单方便。该试剂盒含有蛋白酶抑制剂混合物和磷酸酶抑制剂混合物，阻止了蛋白酶对蛋白的降解，为提取高质量的蛋白提供了保证。 本试剂盒提取的蛋白用于双向电泳。如需要用于报告基因检测、SDS-PAGE电泳检测、Western blotting、凝胶阻滞实验、免疫共沉淀、酶活分析等下游实验的试剂盒，请联系贝博，选用其它产品号的产品。 使用方法： 1、试剂准备： 每500ul膜提取液A中加入2ul蛋白酶抑制剂混合物，充分混匀后置冰上备用。 2、取洗净擦干后并去除叶梗和粗脉的200mg植物组织样本用手术剪刀尽可能剪碎，加 入500ul提取液A，用组织匀浆机/匀浆器充分匀浆。 3、匀浆或研磨后加入500ul提取液A，混匀后于一个干净离心管中在2-8℃振荡1小时。 4、将提取液在2-8℃条件下12000g离心5分钟，取上清。 5、在上清中加入5ul提取液B，充分混匀。 6、在37℃水浴10分钟。 7、在37℃ 1000g离心3分钟。 8、此时液体分为2层，小心移除上层部分，吸取下层管底部大约50ul液体。 9、用50-150μl冷的膜蛋白溶解液C溶解下层溶液，即得膜蛋白样品。
实验一 植物组织自由水和束缚水含量的测定
中国海洋大学实验报告 2016年10月24日 姓名专业年级学号同组者 题目植物组织自由水和束缚水含量的测定授课老师 一、 实验目的 学会植物组织含水量、自由水和束缚水含量的测定方法，学会电子天平和阿贝氏折射以等仪器的使用方法。 二、 实验原理 植物组织中水分有自由水和束缚水两种存在状态，自由水易于流动和蒸发，可以做溶剂，而束缚水与此相反难以蒸发，也不可以做溶剂。根据这两种水的性质不同讲他们分离，然后再测定其含量。分离的方法是将待测的植物组织放入浓度很高的蔗糖溶液中脱水，如果蔗糖溶液的浓度足够高，体积足够大，那么在达到平衡是组织绝大部分的自由水将进入蔗糖溶液，根据蔗糖溶液浓度的变化，重量以及植物组织的鲜重可以求出植物组织中自由水含量，同时用烘干的方法测定出植物组织的含水量，束缚水含量等于植物组织含水量与自由水含量的差。 设：A 为植物组织中自由水的质量（g ），W 为蔗糖溶液的质量（g ）；C1为处理前蔗糖溶液浓度（%）；C2为处理后蔗糖溶液浓度（%）；W y 为植物组织鲜重（g ）。 则 A=(W+A)(1-c 2)-W(1-c 2) 即 A= y W C C W ) (21- 自由水含量（%）= %100)(%100221?-=?y y W C C C W W A
三、 仪器试剂 1.仪器及器皿 阿贝氏折射仪，超级恒温水浴，1/1000电子天平，吸管，烘箱，扁型称量瓶，剪刀，5ml 移液管，滤纸，吸水纸。 2.试剂 65%一70%蔗糖溶液(W/V)。 四、 实验材料 新鲜白菜叶 五、 实验步骤 (1) 取称量瓶4个，编号、洗净、烘干，用电子天平称量、记录。 (2) 取待测的植物样品4份，每份在1g 左右(0. 900一1. 100 g )，用剪刀剪成1~2mm 长的小段，放人称量瓶中，盖上盖子，称量、记录。 (3) 其中两瓶用来测含水量。将盖子打开，放入100℃~105℃的烘箱中烘至恒重，称量，记录，代人公式计算植物组织含水量。 (4) 另外两瓶分别加人蔗糖溶液5 mL ，盖上瓶盖，称量、记录，放在实脸台上进行水分交换2~3小时，其间不时摇动。用阿贝氏折射仪分别测定处理前、后的重量百分比浓度。 (5) 将阿贝氏折射仪的进样旋钮打开，用吸管吸取待测蔗糖溶液1~2滴加人折射仪进样棱镜的磨砂表面上，将棱镜关闭，调节色散旋钮至色散消失调节读数旋钮，将黑白分界线调到望远镜筒的十字交叉点上，然后在读数镜筒中读出蔗糖的质量百分浓度。 六、 计算 样品含水量（%）= %100-?鲜重 干重 鲜重 样品自由水含量（%）= %100)(%100221?-=?y y W C C C W W A
植物蛋白提取
植物全蛋白提取方法： TCA丙酮沉淀法、Tris-HC1法、Trizol沉淀法提取法。 1 TCA丙酮沉淀法 基于蛋白在酸或疏水条件下变性使蛋白浓缩并去除污染物原理的TCA丙酮沉淀法，最早用于小麦蛋白的提取，是目前提取植物蛋白的常用方法之一。 具有降低次生代谢物质的干扰、减少蛋白降解等优点。 TCA能有效地抑制蛋白酶对蛋白质的水解作用，保证在制样过程中蛋白质不被降解；丙酮溶液能除去样品中的酚类及色素等干扰物质，同时实验过程中采用的高速离心办法能较好地去除多糖的影响。然而该方法的一个最大缺点是蛋白质很难重新溶解，而且样品中的非蛋白成分很难除去，可能会丢失膜蛋白和疏水性蛋白，导致2-DE图谱上有明显的横纵条纹。 在研磨样品时加入聚乙烯吡咯烷酮(PVP)或交联聚乙烯基吡咯烷酮(PVPP)用来吸附样品中富含的酚、醌类物质。它们能通过疏水键与酚类形成复合物，离心可以去除该复合物。然而，TCA丙酮沉淀法中与蛋白共沉淀的污染物在随后的有机溶剂清洗步骤中通常难以去除，可以通过振荡和延长蛋白沉淀在裂解缓冲液中温育时间的方法来增加蛋白的溶解能力。在提取的过程中同时加入了TCA、β-巯基乙醇及DTT 3 种药剂可以更好的抑制蛋白质的水解及去除干扰物质。TCA丙酮提取法耗时少且容易操作，一般作为植物蛋白提取的初始方案，该方法常用于幼嫩组织中蛋白的提取，对更为复杂的植物组织该方法并非最佳选择。但该方法还是在植物蛋白的提取中占有重要位置，很多木本植物的样品应用该方法效果很好，如鹅掌楸叶片、巴东木莲的雌蕊柱头、槟榔叶片、银杏叶片及枝条、茶树叶片及芽、红豆杉的愈伤组织、石斛叶片等。草本植物中的大豆叶片、生菜叶片、黄瓜叶片、番茄子叶、龙胆花芽、灰木相思叶片等应用该方法都获得了较清晰的2-DE图谱。 TCA protein precipitation protocol Stock Solutions: 100% (w/v) Trichloroacetic acid (TCA) recipe: dissolve 500g TCA (as shipped) into 350 ml dH2O, store at RT. Precipitation Protocol: 1. Add 1 volume of TCA stock to 4 volumes of protein sample. i.e. in 1.5ml tube with maximum vol., add 250μl TCA to 1.0ml sample. 2. Incubate 10 min at 4°C. 3. Spin tube in microcentrifuge at 14K rpm, 5 min. 4. Remove supernatant, leaving protein pellet intact. Pellet should be formed from whitish,fluffy ppt. 5. Wash pellet with 200μl cold acetone. 6. Spin tune in microfuge at 14K rpm, 5min. 7. Repeat steps 4-6 for a total of 2 acetone washes. 8. Dry pellet by placing tube in 95°C heat block for 5-10 min to drive off acetone. 9. For SDS-PAGE, add 2X or 4X sample buffer (with or without bME) and boil smaple for 10 min in 95°C herat block before loading smaple onto polyacrylamide gel. 2 Trizol沉淀法 与TCA 丙酮沉淀法相比，Trizol沉淀蛋白质的方法可有效地除去色素、酚类等干扰电泳的化学物质，特别是对植物样品中高丰度蛋白——Rubisco1,5-二磷酸核酮糖羧化酶/加氧酶（Ribulose-1,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase，通常简写为RuBisCO）。采用此方法能够减少高丰度蛋白对2-DE结果的干扰。植物样品中高丰度蛋白（如Rubisco）的存在对其他蛋白质，尤其是低丰度蛋白的检测的影响也很大，因此，选择合适的蛋白质制备方法尤其重
第2章 植物水分干物质测定.ppt.Convertor
第二章：植物水分和粗灰分测定 第一节植物水分概述 一般将样品在101.325 kPa下，100℃左右加热至恒重所失去的质量定义为“水分”，这种定义是狭义的。因植物组织或农产品中的水分有游离水和结合水之别，其中游离水容易分离，而结合水则不容易分离。但如果不加限制的长时间烘烤，必然使其它成分发生变化，影响分析结果。 供测定的样品多种多样，其含水量可由百分之几到98%，因此人们一直在多方面研究适合于各种试样性状的精确测定水分子“H2O”含量的方法。同时，研究能满足不同要求的准确、快速测定方法。 目前常用的水分测定方法可分成以下几类： （1）加热干燥法 （2）蒸馏法。该法特别适用于脂肪类产品和除水分外含有大量挥发性物质的试样。样品在蒸馏过程中始终受到载体的惰性气雾保护，因而不致发生化学成分的改变。 上述两种方法用于检测水分含量较高(65% ~ 95%）的新鲜样品时效果更好。 （3）化学反应法。包括卡尔－费歇尔（Karl-Fischer，即K-F法）方法、水与电石（碳化钙）产生乙炔或水与浓酸混合时产生热等为基础的方法。其中很多分析参考书中将K-F法测定水分定为农畜产品、食品、化工、肥料准确定量水分的一般标准方法。但该法的缺点是必须防止水分进入滴定容器及试剂吸水，且其校准的程序颇为严格、费时。 农产品的成分中，水分是最容易变化的组分，其含量会因散湿而减少或吸湿而增加。因此，要精确定量水分并非易事。一般应根据待测样品特性、分析精密度的要求以及实验室设备条件等选择适当的方法。本章主要介绍常压直接烘干法、常压二步烘干法、减压加热干燥法和共沸蒸馏法等。 第二节干燥法 一、直接干燥法：（GB/T 5009.3—2003，GB 5497—85，GB/T 14489.1—93 ） 方法原理 样品在100~105℃下烘干一定时间至“恒重”，损失的质量被认为是水分的质量。水分含量是用差减法计算而来，所以这是一种间接测定水分含量的方法。 但在严格控制条件的情况下，对多数试样而言，烘干法仍然是测定水分较准确的标准方法。此法适用于不含有易分解和易挥发成分农产品水分的测定。 （二）仪器 1. 电热恒温干燥箱。 2. 铝盒。 3. 干燥器。宜使用经135℃干燥2~3 h的变色硅胶作干燥剂，对油脂类样品宜用吸湿力强的五氧化二磷等作干燥剂。 4. 分析天平（精确到1 mg）。 精密烘箱 高温电炉 （三）操作步骤 取洁净铝盒，打开盒盖，放入100~105℃烘箱中烘30 min，取出，移至干燥器中冷至室温后（约20 min）称重，继续烘干至“恒重”（m0）。 将粉碎、混匀的风干样品3.000~5.000g平铺在已达衡重的铝盒中，盖好盖子，尽快称量铝盒和内容物质量（m1）。 将盖横放在盒旁，置于已预热至约115℃的烘箱中，关好箱门，调整至温度在100~105℃之间，烘干3~4 h（注2），取出，盖上铝盒盖，移入干燥器中冷却后称重，如此重复，直至“恒
植物蛋白提取方法研究进展
植物蛋白提取方法研究进展 研究简介： 本方法介绍了植物样本常见的几种蛋白的提取方法。 使用方法： 一、BBproExtra植物总蛋白提取 1.组织样本： 1、提取液准备：每500ul冷的提取液中加入4ul蛋白稳定剂和2ul蛋白酶抑制剂， 混匀后置冰上备用。 2、取洗净擦干后并去除叶梗和粗脉的200mg鲜嫩植物组织样本剪碎，采用以下一 种方法处理： i.加入500ul提取液A后用匀浆机/匀浆器匀浆。 ii.置于研钵中用液氮研磨，研磨后加入500μl冷的提取液A。 iii.加入500ul提取液A直接置冰上研磨。 3、研磨后吸入一个预冷的干净离心管中在冰上或4℃冰箱静置1小时。 4、在4℃，12000rpm以上条件下离心10-15分钟。 5、将上清吸入另一预冷的干净离心管，即可得到总蛋白。 上述蛋白提取物请分装后于-80℃冰箱保存备用或直接用于下游实验。 2.细胞样本： 1、提取液准备：每500ul冷的提取液中加入4ul蛋白稳定剂和2ul蛋白酶抑制剂， 混匀后置冰上备用。 2、细胞用PBS洗涤2次。 3、加入细胞体积5-10倍体积的蛋白提取液，振荡1小时。 4、在4℃，12000rpm以上条件下离心10-15分钟。 5、将上清吸入另一预冷的干净离心管，即可得到总蛋白。 上述蛋白提取物请分装后于-80℃冰箱保存备用或直接用于下游实验。 3.冻存样本： 1、冻存组织样本参照上述组织样本步骤操作。 2、冻存细胞样本中直接加入5-10倍体积的蛋白提取液，振荡30分钟。 3、在4℃，12000rpm以上条件下离心15分钟。 4、将上清吸入另一预冷的干净离心管，即可得到总蛋白。 上述蛋白提取物请分装后于-80℃冰箱保存备用或直接用于下游实验。 二、BBproExtra植物膜蛋白提取 1、每500ul抽提液A中加入2ul蛋白酶抑制剂混合物，充分混匀后置冰上备用。 2、取洗净擦干后并去除叶梗和粗脉的200mg植物组织样本剪碎，置于研钵中用液氮 研磨。（没有液氮也可直接置冰上研磨即可） 3、研磨后加入500ul提取液，混匀后于一个预冷的干净离心管中在冰上静置2-3小时。 4、将提取液在低温下12000×g离心5分钟，取上清。