我们实验室用的银染方法
银染方法总汇及注意事项
ptotocol是这样的，请看哪里不妥：蛋白银染步骤步骤溶液时间固定甲醇100ml冰醋酸25ml加双蒸水至250ml 30min冲洗双蒸水3次敏化甲醇75ml戊二醛（25%w/）1.25ml硫代硫酸钠(5%w/) 10ml醋酸钠（17g）加双蒸水至250ml 30min冲洗双蒸水3次银反应硝酸银溶液(2.5%w/) 25ml甲醛(37%w/) 0.1ml加双蒸水至250ml 20min冲洗双蒸水2次显色碳酸钠(6.25g)甲醛(37%w/) 0.05ml加双蒸水至250ml2-5min终止EDTA-Na22H2O(3.65g)加双蒸水至250ml 10min冲洗双蒸水3次建议使用silia的方法！！简单，快！本人的银染方法：1. 固定：100ml MeOH, 24ml H Ac, 56ml 0.04%HCHO, 20ml ddH2O,洗三次，每次>=20分钟；2. 50％EtOH洗PAGE胶三次，每次20分钟；3. 预处理：0.02％Na2S2O3 处理一分钟；4. 水洗：ddH2O漂洗三次，每次20秒；5. 染色：0.8ml 20％AgNO3+72ml 0.04%HCHO处理PAGE胶20分钟；6. 水洗：同上；7. 显色：25ml 12％Na2CO3, 24ml 0.04%HCHO, 1ml 0.02％Na2S2O3, 漂洗10－15分钟；8. 水洗：同上；9. 终止：50％MeOH, 12％H Ac,10分钟。
以上步骤从中科院生化所学来，过程和silia 的基本一致，不知道是否有出入，请大家指正。
谢谢！！！5.2.2.3 银染色1 银染液1（1000ml）：甲醇50％乙酸12％甲醇500ml 冰醋酸120ml2 银染液2（1000ml）：甲醇30％，乙酸钠0.4M，戊二醛0.5%，硫代硫酸钠0.1%，（含乙酸1－2ml）甲醇300ml 乙酸钠54.4g 戊二醛10ml 硫代硫酸钠1g 乙酸1－2ml3 显色液(1000ml) 无水碳酸钠2.5% 甲醛0.02%无水碳酸钠25g，甲醛1.5ml4 硝酸银（100ml）：20%硝酸银（过滤后待用）染色步骤：1 银染液1 洗2次，每次5分钟2 银染液2 洗1次，每次30分钟3 超纯水洗2次，每次1分钟4 0.5%硝酸银洗30分钟5 超纯水洗5次，每次1分钟（关键步骤，共计5分钟）显色液显色6 看到各条带，则倾去显色液, 1％乙酸中止我感觉浸银后、显色前的水洗非常关键，时间不能太长，次数不能太多，否则可能会染不上颜色。
鞭毛染色液(银染法)
鞭毛染色液(银染法)简介：细菌鞭毛是细菌的运动器官，幽门螺杆菌能够从强酸性的胃内腔穿过胃上皮细胞上的黏液层达到胃上皮细胞的中性环境，这就是鞭毛运动作用的很好例证。
通过鞭毛染色，可以观察到鞭毛形态、数量和鞭毛在菌体分布的位置，鞭毛数量和在菌体上的分布位置是鉴定细菌的重要依据之一。
Leagene 鞭毛染色液(银染法)采用镀银染色法，该染色法的优点是采用氨银染色液作为核心染料，试剂比较灵敏，操作简单，结果判断更可靠。
组成：自备材料：1、 酒精灯2、 载玻片3、 蒸馏水操作步骤(仅供参考)：1、 在洁净无油脂的载玻片上滴加2滴蒸馏水。
2、 用接种环挑取无菌蒸馏水，再与血平板上菌落接触，允许细菌游到接种环蒸馏水中，再将接种环移到玻片上蒸馏水顶部轻点2次。
3、 轻轻摇动玻片，使细菌分布均匀。
切勿研磨和搅动，以防鞭毛脱落。
4、 置室温或恒温箱内干燥固定。
5、 临用前取A1、A2等量混合，即为鞣酸染色液。
取刚配制的鞣酸染色液加入干净容器或者试管中，充分混匀，用酒精灯缓慢加热，稍微冷却，立即进行染色步骤。
6、 滴加经加热处理的鞣酸染色液于载玻片上染色，蒸馏水缓慢冲洗，甩干。
7、 滴加氨银染色液，小火焰加热至冒气泡，蒸馏水缓慢冲洗，自然干燥。
8、 镜检：从涂片边缘开始，由外及里，逐渐移至中心。
细菌分布少的地方，鞭毛容易观察。
细菌密集的地方，鞭毛被菌体挡住，不易观察。
编号 名称 DM0033 2×100ml Storage 试剂(A): 鞣酸染色液 A1: 鞣酸溶液 50ml RT 避光 A2: 鞣酸稀释液 50ml RT 试剂(B): 氨银染色液 100ml 4℃ 避光 使用说明书 1份染色结果：菌体深褐色，鞭毛为褐色。
注意事项：1、玻片应洁净，无油污。
2、染色的菌种应连续传代多次，处于生长活跃期。
3、染色过程应小心操作，防止鞭毛脱落。
4、配制好的鞣酸染色液不宜久置，尽量在10min内使用。
5、氨银染色液不稳定，应严格4℃避光保存，出现严重浑浊时应弃用。
快速银染银染步骤及相关药品配制
快速银染银染步骤及相关药品配制银染步骤及相关药品配制一．银染基本步骤1．洗板和擦板电泳槽板先用无水乙醇擦一遍，5分钟后用配制的剥离硅烷（repel）溶液涂抹均匀。
放置15－30分钟玻板（用过的玻板先用NaOH溶液浸泡，直至废胶脱落）先用抹布蘸少许洗洁精在自来水下洗净，再用无水乙醇擦一遍，5分钟后用新鲜配制的亲和硅烷（binding）溶液涂抹均匀。
放置15－30分钟2．装板玻板在下，电泳槽板在上，中间放两根压条(涂抹repel和binding的面相互靠近)，对齐后，用三对夹子将波板与电泳槽板夹紧。
3．灌胶用针筒吸取6％的聚丙烯酰胺凝胶溶液，缓慢均匀的从灌胶口将胶灌入，灌好后取下靠近灌胶口的夹子，倒插入梳子，注意不要起汽泡，插好后，再夹上夹子。
凝胶需要1－2个小时。
4．预电泳取下夹子，拔出倒插的梳子，在自来水下将灌胶口冲洗干净，放入电泳槽，卡紧，灌入缓冲液，上下槽各300ml左右，注意用夹子夹紧上槽排放缓冲液的胶管。
80W衡功率电泳半小时。
5．点样用吸管吹干净灌胶口的废胶，将梳子顺插入灌胶口，开始点样，注意不要串样，梳齿不要将胶面弄坏。
6．电泳80W衡功率电泳1小时左右。
7．银染将玻板放入配制好的银染液中，银染半小时左右10．显影从银染液中拿出玻板快速水洗3－5秒，然后放入新鲜配制的显影液中，室温显影，直至条带清晰11．用自来水轻轻冲洗板子正反面几次，洗净残余的NaOH。
二．药品配制1．6%聚丙烯酰胺凝胶（PA）：Urea: 420.42gAcr: 60g 丙烯酰胺Bis: 3.16g10×TBE: 50ml加超纯水定容至 1L8% 聚丙烯酰胺PA：尿素 420.42gAcr： 80gBis: 4.212g10*TBE: 100ml加超纯水定容至 1L2. 10×TBETris-base: 216g硼酸：110gEDTA-Na2：14.88g3. binding（亲和硅烷）无水乙醇：2mlBinding原液：8ul冰醋酸：8ul4．Repel （剥离硅烷）三氯甲烷：100mlRepel：2ml5．Loading buffer：甲酰氨：49ml10mM EDTA（PH=8.0）：1ml溴酚蓝：0.125g二甲苯青：0.125g7．银染液蒸馏水：1500ml无水乙醇：150ml硝酸银溶液（1g/ml）：1500ul 8．显影液蒸馏水：1500ml氢氧化钠：30g甲醛：6ml硫代硫酸钠（10mg/ml）：300ul。
质谱银染的试剂
质谱银染的试剂
质谱银染是一种在质谱分析中用于增强蛋白质或肽段的检测灵敏度的方法。
通常使用的质谱银染试剂是银离子的溶液，它会与蛋白质或肽段中的氨基酸残基反应，形成银颗粒，从而增强质谱信号。
以下是一种常用的质谱银染试剂的制备步骤：
1.制备酸性银溶液：
o将银硝酸（AgNO₃）溶解在蒸馏水中，得到
酸性的银溶液。
2.加入酸：
o向银溶液中加入一些酸，通常是甲酸
（HCOOH）或乙酸（CH₃COOH），以调整溶
液的酸性。
酸性条件有助于促使银离子与蛋
白质发生反应。
3.加入还原剂：
o添加一种还原剂，如脱氢乙酸（HCHO）或亚
硫酸氢钠（NaHSO₃），以还原银离子为银颗
粒。
4.反应蛋白质或肽：
o将待检样品中的蛋白质或肽与银离子反应，
形成银沉淀。
5.洗涤：
o将反应后的样品进行洗涤，去除未反应的试
剂和其他杂质。
6.干燥：
o将样品干燥，以得到质谱银染后的样品。
使用质谱银染的优势在于其增强了质谱信号，使得低丰度的蛋白质或肽段更容易被检测到。
然而，该方法可能对某些质谱仪器的灵敏度产生影响，因此在使用时需要谨慎优化条件。
我们实验室用的银染方法
我们实验室用的银染方法我们实验室用的银染方法1.50%甲醇浸泡15分钟(置于摇摆床上,以下省略,本步骤两次,每15分钟更换一次)2.10%甲醇浸泡10分钟3.水漂洗3次,每次数秒4.2μM DTT溶液浸泡20分钟5.0.1%硝酸银溶液浸泡20分钟6.水漂洗3次,每次不超过15秒(每次约150ML)7.显色液漂洗3次,每次不超过15秒(每次约100ML)8.显色液浸泡显色至看到目的蛋白带(约200ML)9.10G柠檬酸定影显色液:15G无水碳酸钠溶于500ml水,用前加入250μL福尔马林搅拌均匀水用双蒸水就可以,纯度越高越好,其他试剂用分析纯,据书上说甲醇用化学纯的比分析纯更灵敏此方法出自冷泉港蛋白质技术指南(实际上是其蛋白质技术会议的总结)灵敏度稍低于分子克隆上老方法,但是非常方便,也比其他方法快速,只需要1.5小时,我染出来的胶非常漂亮,有需要的话可以上传给大家看看一般来说，高背景是由于杂质产生的，银染的水质很重要，最好要用去离子水或双蒸水，装胶的器皿也一定要洗得很干净。
固定、银染之后均需充分的漂洗。
其实银染就是银镜反应，可能是你的样品浓度高，所以白了，浓度更高还会变成一条能反光的带。
固定时间不需加长，我有时来不及还减少固定时间，银染关键是器皿和溶液干净，显色前胶一定要漂干净大板本来效果就差点，浓度越大，条带形状越差，这也很正常，银染薄点的胶效果要好些，因为染的是表面的蛋白1.取下凝胶,蒸馏水冼胶30秒.2. 0.1% 硝酸银染色10分钟.3. 弃去染色液,蒸馏水洗胶1分钟.4.显色液显色15秒,换用新的显色液,显清条带为止.显色液配方: 10克氢氧化钠+0.2克碳酸钠+2m甲醛溶液,定溶到500ml.这个染色方法挺好的,我用过.注意染色时间不能长.材料没什么要求，玻璃会更好一点，但不好搞到，我们是见到什么大小合适就用什么。
液体的量一般是胶体积的5倍，比如13×13×0.1cm的胶，用一百ml一定够，80也行。
银染方法
银染方法1.搪瓷盘中倒入2000ml左右70%乙醇，把胶做好标记卸入乙醇中，摇床上固定15min2.回收乙醇(可重复用3-5次)，蒸馏水洗2遍，每遍2-3min，尽可能把水倒净3.190ml蒸馏水中加入3.6%的NaOH4.2ml、20%AgNO33.6ml、氨水2ml混匀配成染色液。
倒入染色液，染色30min。
4.倒掉染色液，蒸馏水洗3遍，每遍2-3min，尽可能把水倒净5.200ml蒸馏水中加入1%柠檬酸钠1ml，甲醛100ul混匀配成显色液。
倒入显色液显色至清晰。
6.倒掉显色液，加蒸馏水停显，并洗2-3遍测序板的硅化处理1:每块玻璃板的面都需硅化处理，以防止凝胶与两块玻璃板紧贴并减少电泳完毕后从胶模中取出凝胶时凝胶发生破裂的可能性。
硅化方法为；将拟硅化的玻璃板置于通风橱中，并戴手套操作，在拟硅化板面上加2-3ml 5％二氯二甲基硅烷(二氯二甲基硅烷5％溶于氯仿中)，用纸巾将硅化液涂布均匀，然后用去离子水洗净玻璃板,再用乙醇冲洗后晾干。
如需要从玻璃板上去除原有的硅，可用KOH-甲醇擦拭之。
KOH-甲醇配制为100ml甲醇中加5g片状KOH即可。
测序板的硅化处理2:1.浓度：4%二氯二甲基硅烷2.成分：二氯二甲基硅烷，三氯甲烷4.用途：制备聚丙稀酰胺凝胶时，可用Repel-silane处理小玻板，使凝胶易于剥离。
5.使用方法：测序用玻璃板必须彻底洗净。
先用温水和洗涤剂洗净，用水洗掉洗涤剂,再用去离子水冲洗干净。
最后用乙醇洗板。
1）长玻璃板的处理每次铺胶前均需用亲和硅烷对长玻璃板进行处理。
1、用镜头纸蘸取亲和硅烷溶液少许（1ml左右），涂在长玻璃板上。
要将整块板都涂满、涂匀。
2、4~5分钟后，用95%乙醇洗长玻璃板三次，以去除多余的亲和硅烷。
2）短玻璃板的处理每次铺胶前均需用剥离硅烷对短玻璃板进行硅化处理。
1、处理短玻璃板前先更换手套，以防与亲和硅烷交叉污染。
2、用镜头纸蘸取剥离硅烷溶液适量（1.5ml左右），涂在短玻璃板上。
电泳银染原理
电泳银染原理
电泳银染是一种常用的蛋白质分离和检测方法，广泛应用于生物学、生化学等领域。
其原理基于蛋白质的电泳分离和银离子还原反应。
电泳分离是将带电的蛋白质分子在电场作用下沿着凝胶中的孔道运移，从而实现蛋白质的分离和检测。
在电泳银染中，通常采用聚丙烯酰胺凝胶电泳分离，其原理是将蛋白质样品加入凝胶孔道中，在电场作用下，蛋白质分子根据大小、电荷等性质逐渐分离。
分离完成后，可以通过染色等方法进行检测。
银离子还原反应是电泳银染的核心步骤，其原理是在银离子存在的条件下，通过还原剂还原银离子成为固态银颗粒，从而实现蛋白质分子的染色。
常用的还原剂包括亚硫酸钠、甲醛等。
在电泳银染过程中，蛋白质分子与银离子结合形成银蛋白复合物，再通过还原剂的作用将银离子还原成银颗粒，最终形成黑色的银染带。
电泳银染的优点是灵敏度高、检测范围广、结果直观等。
但也存在一些缺点，如染色效果不稳定、重复性差、反应时间长等。
因此，在实际应用过程中需要根据具体情况进行调整和优化。
电泳银染是一种重要的蛋白质检测方法，其原理基于电泳分离和银离子还原反应。
虽然存在一些缺点，但其灵敏度高、检测范围广、结果直观等优点，使其在生物学、生化学等领域得到广泛应用。
银染方法总结
银染的方法种类很多，目前有文献报道的就有100 多种。
大致的原理是银离子在碱性pH 环境下被还原成金属银，沉淀在蛋白质的表面上而显色。
由于银染的灵敏度很高，可染出胶上低于1 ng/蛋白质点，故广泛的用在2D 凝胶分析上，及极低蛋白含量测定的垂直凝胶中。
这里介绍的是我们实验室成功运用的银染方法，主要是用于垂直凝胶电泳中低丰度蛋白的检测！如内源性GST-Pulldown、Co-IP等实验中相互作用蛋白的研究银染操作规程实验原理：在碱性条件下，用甲醛将蛋白带上的硝酸银（银离子）还原成金属银，以使银颗粒沉积在蛋白带上。
染色的程度与蛋白中的一些特殊的基团有关，不含或者很少含半胱氨酸残基的蛋白质有时候呈负染。
试剂：乙醇、冰醋酸、乙酸钠、硫代硫酸钠、硝酸银、碳酸钠、甘氨酸或EDTA.Na2.2H2O、甲醛实验操作程序：固定：30min或者更长时间100ml 乙醇（40% 乙醇）25ml冰醋酸（10% 冰醋酸）加水到250ml致敏：30min75ml 乙醇（30% 乙醇）17g乙酸钠或28.2g三水乙酸钠0.5g硫代硫酸钠加水到终体积250ml 水洗：3 x 10min银染：20min0.625g AgNO3、100 ul 37%甲醛（在使用前加入）加水到终体积250ml水洗：2 x 1 min (注意把握时间，水洗时间长显色速度慢，点的颜色偏黄色)显色：视情况而定6.25 g Na2CO3、50 ul 37% 甲醛（在使用前加入）加水到终体积250ml终止：10min3.65g EDTA.Na2.2H2O 或者1g 甘氨酸加水到终体积250ml保存：1% 冰醋酸，4 ℃注意事项：1．固定时间较长，则加一步水洗30min，以免胶太脆而破碎。
2．甲醛在使用前加入。
3．最好多配制一份显色液，第一次显色到溶液变混浊时换一份显色液，显色到点清晰。
4．显色过程很快，要注意把握时间，避免染色过度。
5．银染液和显色液需要预冷。
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我们实验室用的银染方法1.50%甲醇浸泡15分钟(置于摇摆床上,以下省略,本步骤两次,每15分钟更换一次)2.10%甲醇浸泡10分钟3.水漂洗3次,每次数秒4.2μM DTT溶液浸泡20分钟5.0.1%硝酸银溶液浸泡20分钟6.水漂洗3次,每次不超过15秒(每次约150ML)7.显色液漂洗3次,每次不超过15秒(每次约100ML)8.显色液浸泡显色至看到目的蛋白带(约200ML)9.10G柠檬酸定影显色液:15G无水碳酸钠溶于500ml水,用前加入250μL福尔马林搅拌均匀水用双蒸水就可以,纯度越高越好,其他试剂用分析纯,据书上说甲醇用化学纯的比分析纯更灵敏此方法出自冷泉港蛋白质技术指南(实际上是其蛋白质技术会议的总结)灵敏度稍低于分子克隆上老方法,但是非常方便,也比其他方法快速,只需要1.5小时,我染出来的胶非常漂亮,有需要的话可以上传给大家看看一般来说，高背景是由于杂质产生的，银染的水质很重要，最好要用去离子水或双蒸水，装胶的器皿也一定要洗得很干净。
固定、银染之后均需充分的漂洗。
其实银染就是银镜反应，可能是你的样品浓度高，所以白了，浓度更高还会变成一条能反光的带。
固定时间不需加长，我有时来不及还减少固定时间，银染关键是器皿和溶液干净，显色前胶一定要漂干净大板本来效果就差点，浓度越大，条带形状越差，这也很正常，银染薄点的胶效果要好些，因为染的是表面的蛋白1.取下凝胶,蒸馏水冼胶30秒.2. 0.1% 硝酸银染色10分钟.3. 弃去染色液,蒸馏水洗胶1分钟.4.显色液显色15秒,换用新的显色液,显清条带为止.显色液配方: 10克氢氧化钠+0.2克碳酸钠+2m甲醛溶液,定溶到500ml.这个染色方法挺好的,我用过.注意染色时间不能长.材料没什么要求，玻璃会更好一点，但不好搞到，我们是见到什么大小合适就用什么。
液体的量一般是胶体积的5倍，比如13×13×0.1cm的胶，用一百ml一定够，80也行。
我的经验是：1.取下凝胶用去离子水冼胶30秒三次，2.0.1% 硝酸银染色10分钟.3.弃去染色液,蒸馏水洗胶1分钟（换2次去离子水）4.显色液显色15秒,换用新的显色液,显清条带为止.不要试图将所有的条带都显出来，要求越高可能导致背景就深，5.染色后要用固定液（冰乙酸）终止染色，6.固定3分钟后再用去离子水洗涤2遍（整个试验比较费去离子水）。
我的做法是这样的，染色效果还可以10%的乙醇固定10分钟，ddH2O洗一次，2分钟。
1%的硝酸脱色4分钟，ddH2O洗两次，每次1分钟。
0.2%AgNO3染色20分钟，ddH2O洗三次，每次1分钟。
NaCO3-甲醛显色至条带出现。
我的感觉是乙醇和硝酸重复使用的次数不要太多，这样效果不好，NaCO3-甲醛得质量很关键，我们有一次换了试剂，效果非常差银染法分以下几个程序：1、固定2、敏化3、银育4、显影5、停显此外，其间还有数步的漂洗程序。
在你的银染方法中没有敏化过程，不过也中可以的，只是灵敏度会下降。
银染法还可分为碱性银染和酸性银染法，为何称为酸法？是指硝酸银这一强酸弱碱盐溶液因水解呈酸性而得名？何为二胺类银染法？俺知道有银铵法，即在硝酸银溶液中加入氢氧化钠，银离子在氢氧化钠的作用下生成氢氧化银沉淀，后加入过量氨水，形成可溶的银铵络和物，而后者经甲醛还原为单质银颗粒。
二胺法可是指此络和物为二铵盐？您这里的“胺”应为“铵”。
至于敏化作用，众说纷纭，且银染的灵敏度相当高，对常规分子生物学实验已是牛刀小用，敏化俺认为还是不用的好，因为对背景不利。
对于银染的研究在80年代的electrophoresis杂志中多有报道。
小经验：为便于控制显影速度，得到最佳的信噪比，银染的显影液温度不要过高，以10度左右为宜，高则易显影过度，背景深，低则显影时间长。
请兔子兄将您的大作上传，大家学习学习。
有人建议在显色液中加0.02%的硫代硫酸钠来降低背景，我还未实践，不知牛兄和兔兄有无此经验？还有灌胶用的玻璃板是否已经洗干净。
染色液:1g硝酸银、1升水显影液：20g氢氧化钠、0.4g碳酸钠、4ml甲醛、1升水步骤：1、将要染的胶板用水清洗10—15s2、放入染色液中摇床轻摇8—10min3、用水清洗10—15s，再加入少许显影液摇10—15s4、放入显影液中摇床轻摇5min左右直至条带清晰。
此种方法染出的胶底色淡黄，带清晰。
不足之处就是不易保存，在胶干透之前最好拍照或扫描。
固定:１０% 乙醇+０.５%冰醋酸３分钟染色: ０.２% ＡgNO3 + 10% 乙醇+0.5% 冰醋酸 12分钟清水漂洗10-15s显色：3% NaOH + 0.5% 甲醛（用时加）10min左右对比以后觉得比那个用Na2CO3显色的方法好多了，无论是花费的时间还是银染的效果。
呵，传张胶的照片佐证啊！顺便请教一下各位，为什么我跑电泳的时候靠近电极的一端总是比另一端慢呢？电压太高？你这样显色是不规范的，具体显色步骤如下：1.2.5.3 银染（1）固定：将粘胶的玻璃板（胶面向上）置于固定/终止液（10%冰醋酸溶液），振荡20分钟左右至指示剂颜色脱掉为止。
（2）清洗：用蒸馏水振荡洗涤凝胶3次，每次5分钟，凝胶板从水中取出后，竖直控水15秒。
（3）染色：将胶板移至染色液（1gAgNO3溶于1L水，加入37％甲醛1.5ml（用时加）），轻摇35分钟。
（4）显影：将染色后的凝胶板放入蒸馏水中2-3秒，迅速取出并竖直控水，随后把胶板放入预冷的显影液中（30g无水Na2CO3溶于1L水中，放在4℃预冷，使用时加入1.5ml 37％甲醛和200ul硫代硫酸钠（10mg/ml））。
振荡显影至条带颜色深浅合适。
（5）定影：将胶板放入第一步反应的固定/终止液中，轻摇7-8分钟。
（6）清洗：用蒸馏水清洗几分钟，取出晾干。
（7）扫描胶，找出差异带，并进行条带统计甲醛在银染当中的作用，求教各位大侠在此发表自己的一点拙见：１，关于甲醛在银染中的作用：在显色步骤（developing)中：甲醛的作用是充当还原剂，反应式如下：ＨＣＨＯ＋２ＯＨ- ——ＨＣＯＯＨ＋Ｈ2Ｏ＋２e-，失电子而Ａg+得电子在银染步骤中（impregnation)中，其作用主要是增敏原理偶不是非常清楚，应该是加速与蛋白质结合的Ａg+的还原。
有文献讲到过（很老的了，找不到了，应该是ELECTROPHORESIS上８０年代的文章，上世纪），低浓度甲醛与蛋白质的结合是可逆的，其并不阻止蛋白质氨基酸残基与Ａg+结合；而高浓度甲醛与蛋白质的结合不可逆，而且造成蛋白质广范围交联（是不是有点类似于戊二醛？），并抑制Ag+与蛋白质的结合，同时甲醛不能被释放出来用于还原。
至于究竟具体是什么机制造成与质谱不兼容，偶也不知道（不好意思的说）想说的一点是，既然两种方法都已经证明optimized for maldi-tof，那么应该都没有问题，如果您还有狐疑，那么，用amersham的方法吧，毕竟人的心态都更倾向于保险硫代硫酸钠：增敏时形成潜像硝酸银：形成显色的像素点甲醛：还原剂，将银离子还原为零价银。
终止液：一种配方中的EDTA将银螯合，另一种配方的HAc改变pH，使甲醛在酸性pH下的还原能力降低，（个人经验：HAc终止反应不是很彻底，有一次我用HAc终止反应，但没有更换buffer，结果过夜放置后胶变黑了）一点看法，抛砖引玉。
一个高灵敏度的质谱相容性银染法这种方法不用戊二醛，所以是质谱相容的，而且由于甲醛用量很低，其质谱相容性高于其它的相容性银染方法；灵敏度可以与双胺法银染相近，但比双胺法稳定，基本上没有负染现象，值得一试！for 1mm SDS PAGE：固定：50%甲醇，5%乙酸 20min醇洗：50%甲醇 10min水洗：ddH2O 10min敏化：0.02%硫代硫酸钠1min水洗：ddH2O 2×1min银染：冰冷的0.1%AgNO3 20min（4℃）（我是把它扔到冰箱里染的）水洗：ddH2O 2×1min显影：0.04% 37%甲醛，2%无水碳酸钠显影至蛋白点清晰这一步要注意在液体变黄时及时更换新鲜的溶液，一般要换四次左右，头几次很快，第一次可能只要几秒就黄了停显：5%乙酸保存：1%乙酸对于1.5mm的胶：固定：50%甲醇，5%乙酸20min醇洗：50%甲醇 10min水洗：ddH2O 2×10min敏化：0.02%硫代硫酸钠 2min水洗：ddH2O 3×1min银染：冰冷的0.1%AgNO3 30min（4℃）（我是把它扔到冰箱里染的）水洗：ddH2O 3×1min显影：0.04% 37%甲醛，2%无水碳酸钠显影至蛋白点清晰约十分钟，期间注意及更换新鲜溶液，保持溶液不变黄！停显：5%乙酸保存：1%乙酸除了银染外，全过程均需摇动。
是我用过最好的银染法，我用过双胺法，安玛西亚的方法，还有其它的一些，安玛西亚的方法加戊二醛时的灵敏度只与此方法相当，约为考染的50－100倍，胶体考染的10倍，锌负染的两倍。
希望大家都能重视它，多试多使用我们实验银染的方法很简单，好象大家做的效果都很好！你也可以试试。
1.50%的甲醇摇30分钟2。
5%的甲醇摇10分钟3.用水快速洗3次4.用10 uMde DTT浸泡20分钟5.用0.1%的AgNO3浸泡20分钟6.用水快速洗1次。
用显影液（取15g的无水Naco3，溶于500ml水中，临用前加250uml的37%的甲醛）洗2次，每次不超过15秒。
7.在显影液中浸泡数分钟，直至蛋白带出现。
8.加柠檬酸终止我用的是这种方法：1. Fix gel in 50% MeOH, 5% HAc for 20 mins.2. Wash gel in 50% MeOH for 10 mins.3. Wash gel in H2O for 2 hrs.Additional washing over night will reduce backgroundstaining.4. Sensitize gel in 0.02% Na2S2O3 for 1 min.5. Wash gel in H2O for 1 min.6. Wash gel in H2O for 1 min.7. Incubate gel in cold 0.1% AgNO3 for 20 mins.8. Wash gel in H2O for 1 min.9. Change gel chamber10. Wash the gel in H2O for 1 min.11. Develop gel in 0.04% formalin, 2% Na2CO3Observe the color and change solution when the developerturns yellow. Terminate when the staining is sufficient.12. Terminate staining in 5% HAcChange the solution a couple of times13. Leave the gel at 4ºC in 1% HAc前１，２，３步的时间可以延长或者缩短．我觉得以前失败的原因可能是没有掌握水洗的时间，以及与水的纯度可能有关我也做过两次,效果不好.虽然有带,但带感觉是透明的,孔道和背景是暗的.楼主,祝贺你!多指教呀!水的质量也是比较重要的，不然背景会很深的，银染时间太长的话，背景也会很深。