猴头菇多糖提取工艺研究

验对浸提时间，加水倍数，醇析的乙醇浓度做单因素实验，单因素实验的安排见
表 1。
表 1 单因素实验
试验号
A 浸提次数
B 加水倍数
C 浸提时间/h
D 乙醇浓度/%
1
1
20
2
100
2
1
20
4
100
3
1
20
6
100
4
1
20
8
100
5
1
5
2
100
6
1
10
2
100
7
1
15
2
100
8
1
20
2
70
9
1
20
2
80
10
猴头菇多糖提取工艺研究
Study on the extraction technology of polysaccharide from hericium
erinaceus
梁华 1 LIANG Hua1
李雪林 2 LI Xue-lin2
陆亚春 3 LU Ya-chun3
（1.河南科技大学食品与生物工程学院，河南 洛阳 471003；2. 河南科技大学
图 4 结果显示，浓度从 70%～90%提取率都有明显的增长，但 90%以后曲线趋势变
得平滑，说明 90%的乙醇浓度已经能够把多糖完全沉淀下来，再高浓度的乙醇已 经没有必要。本实验采取的是加入时乙醇的浓度，而实际醇析的乙醇浓度在 65%～ 95%之间，实验数据见表 4。
图 4 乙醇浓度对多糖提取率的影响
(5) 在透析后的多糖溶液中加入 40 mL 无水乙醇放置 24 h 沉淀。将沉淀后
的混合物离心，沉淀转入小烧杯中（记录烧杯的重量），在 40 ℃下真空干燥[13]。 完全干燥后再次称重，前后的质量差即为提取的粗多糖的质量；
(6) 分别称取粗多糖的测量采用蒽酮硫酸法，参照文献进行[14]。 3 结果与讨论 3.1 加水倍数、浸提时间及乙醇浓度单因素对提取率的影响 3.1.1 加水倍数的影响 加水倍数的改变对猴头菇多糖提取率的影响见图 2。图 2 结果显示，从 5 倍体积到 15 倍体积水的过程中，多糖提取率有明显的提高。 从 15 倍体积到 20 倍体积水的过程中，多糖提取率的提高虽然没有前面的明显， 但是也有较大提高。由于水不是昂贵的原料，因此可以把加水倍数的最优条件定 为 20 倍体积水。实验数据见表 2。
solid-liquid ratio would significantly affect the extraction percent of
the soluble polysaccharides。The optimum solid-liquid ratio was 1:25， density of ether was 95%and the extraction time 4h。In this condition， the extraction percent of soluble polysaccharides in hericium erinaceus was 7.29%。 Keywords：Hericium erinaceus；Extraction；Polysaccharide
图 3 浸提时间对多糖提取率的影响
表 3 浸提时间对多糖提取率的影响
实验号 浸提时间 粗品重量/g 吸光度 提取率%
1
2
0.0543
0.197
2.55
2
4
0.0596
0.203
2.92
3
6
4
8
0.0649 0.0658
0.208 0.207
3.28 3.31
3.1.3 乙醇浓度的影响 乙醇浓度的改变对猴头菇多糖提取率的影响见图 4。
1.2 实验仪器 TU---1800S 紫外可见分光光度计：北京普析通用仪器公司； TGL---16C 高速台式离心机：上海安亭科学仪器厂； SHB---Ⅲ循环水式多用真空泵：江苏金坛宏凯仪器厂； HH---4 数显恒温水浴槽：江苏亿通电子有限公司； BS---210S 电子天平：德国赛多利斯天平公司； RE---52AA 旋转蒸发仪：上海亚荣生化仪器厂； DZF6050 型真空干燥箱：上海精宏实验设备有限公司。
University of Science and Technology，Luoyang, Henan 471003，China；3.
Department of Material and Chemical Engineering., Guilin Institute of
Technology, Guilin, Guangxi 541004,China )
入表 1 中对应浓度的乙醇（20 倍于浓缩液）进行醇析 24 h 使其完全沉淀。再将
混合物以 3500 r/min 的转速离心得多糖粗品；
(2) 多糖粗品转入小烧杯并加蒸馏水 20 mL 使其溶解，在 90 ℃下水浴 30 min
将多糖糊化，降温至 60 ℃，用糖化酶（酶活：10 万 U /g）0.005 g 处理 10 min， 用碘液检验至碘液不变色[10]；
90%浓度的乙醇。选定 3 因素 3 水平做正交实验，因素水平、实验结果计算及分 析见表 5、6。从表 6 可知，浸提次数是影响多糖提取率的最关键因素，其次是 乙醇浓度，加水倍数，在实验范围内，浸提时间的影响最小。
水平
1 2 3
表5 正交试验L9（34）因素水平表
A
B
C
D
浸提次数 加水倍数 浸提时间/h 乙醇浓度%
表 4 乙醇浓度对多糖提取率的影响
实验号 乙醇浓度% 粗品重量/g 吸光度 提取率%
1
70
0.0508
0.194
2.34
2
80
0.0523
0.196
2.44
3
90
0.0541
0.196
2.53
4
100
0.0543
0.197
2.55
3.2 选择正交实验表 根据单因素实验的结果，3 个因素中最优条件分别为：浸提 6 h，加水 20 倍，
were applied to analyze the influence of the factors such as solid-liquid
ratio and density of ether and time on the extraction percent of the
polysaccharides。Experimental results indicated that density of ether and
1
20
2
90
2.2.1 实验材料的制备 将无杂质的猴头菇子实体 60 ℃下真空干燥 4 h 以除去
水分。将干燥的猴头菇子实体磨碎并过 30 目筛。将所得粉末密封保存待用。
2.2.2 实验步骤
(1) 称取 6.25 g 猴头菇倒入圆底烧瓶中，加入表 1 中对应的蒸馏水的倍数
摇匀，置于恒温水浴锅内，按表 1 中对应的时间浸提。浸提后将混合物进行抽滤， 将滤液放入旋转蒸发仪中蒸馏浓缩至 20 mL 左右[9]。浓缩液转入小锥形瓶中，加
图 2 加水倍数对多糖提取率的影响
表 2 加水倍数对多糖提取率的影响
实验号 加水倍数 粗品重量/g 吸光度 提取率%
1
5
0.0412
0.207
2.07
2
10
0.0482
0.195
2.24
3
15
0.0512
0.198
2.43
4
20
0.0543
0.197
2.55
3.1.2 浸提时间的影响 浸提时间的改变对猴头菇多糖提取率的影响见图 3。 图 3 结果显示，浸提时间从 2 h 到 6 h，提取率有明显的提高；6 h 后提取率变 化很微小，所以浸提时间的最优条件为 6 h。实验数据见表 3。
近年来对多糖提取工艺的研究方法很多如热水浸提法、稀碱液浸提法、稀酸 液浸提法[5]。但因为稀酸、稀碱条件下，易使多糖发生糖苷键的断裂，部分多糖 发生水解而使多糖的提取率减少，故本实验采用热水浸提法[6] 。 1 材料与方法 1.1 材料和试剂
干猴头菇子实体； 胰蛋白酶：(酶活：2500 U/g)中国医药集团上海化学试剂公司； 碘液、糖化酶:（酶活：10 万 U/g）北京奥博星生物技术责任有限公司； 乙醇、蒽酮、硫酸、葡萄糖：均为分析纯。 作者简介：梁华（1977- ），女，河南科技大学食品与生物工程学院助教。 E-mail：lh@ 收稿日期：200507-05
关键词：猴头菇；提取；多糖
Abstract：The paper studied the extraction of polysaccharide in Hericium
erinaceus。Single factor test and orthogonal experiment design methods
1.3 工艺流程 粉碎→热水浸提（95 ℃）→抽滤→浓缩→醇析→离心→去淀粉→除蛋白→
去小分子物质→醇析→离心→干燥→成品 2 实验方法 2.1 标准曲线的绘制
称取 0.5 g 葡萄糖分析纯，用蒸馏水定容于 500 mL 容量瓶中；再称取 0.4 g 蒽酮，用浓硫酸定容于 200 mL 容量瓶中。分别量取 1.0，2.0，3.0，4.0，5.0， 6.0 mL 葡萄糖溶液形成浓度梯度，各定容于 100 mL 容量瓶中。各取 2 mL 葡萄 糖溶液，加入 8 mL 蒽酮硫酸定容至 10 mL，再取 2 mL 蒸馏水，加入 8 mL 蒽酮 硫酸定容至 10 mL。将 7 个样品置于冰水中冷却 5 min，再浸入沸水中加热 10 min， 冷却至室温[7]。用紫外分光光度计在 620 nm 下测定其吸收度，其吸收度分别为 0.0342，0.0912，0.1336，0.1844，0.2471，0.3157，0.3618 描绘标准曲线见 图 1。