第八章动物实验基本操作
第一节 实验动物的抓取与固定 • 第二节 实验动物的麻醉 • 第三节 实验动物给药途径和方法 • 第四节 实验动物采血方法
第一节 实验动物的抓取与固定
• 一、大鼠小鼠 • 二、豚鼠 • 三、家兔 • 四、犬
小鼠的手法捉拿
大鼠的手法捉拿
大、小鼠的固定
二、豚鼠的捉拿和固定
乙醚
氨基甲酸已酯
戊巴比妥钠
（一）挥发性麻醉剂
• 包括乙醚、氯仿等。 • 优点：其麻醉量和致死量差距大，所以安全度
也很大，动物麻醉深度容易掌握，而且麻后苏 醒较快。 • 缺点：对局部刺激作用大，可引起上呼吸道粘 膜液体分泌增多，容易引起窒息，故在乙醚吸 入麻醉时必需有人照看，以防麻醉过深而出现 上述情况。
• 中国人平均身高：男1.70m 女1.59m,
•
体重：男67.7kg 女59.6kg
（二）动物体表面积计算
• A（体表面积，以m2计算）=K×W（体重，以g计算）2/3
•
10000
K值 人 小鼠 大鼠 豚鼠 家兔 猫 10.6 9.1 9.1 9.8 10.1 9.8
犬猴 11.2 11.8
• 计算公式 • A人/A动物＝B人/B动物
•
第三节 实验动物给药方法
• 在动物实验中为了观察药物对机体功 能、代谢、形态的作用需要将药物注入 到动物的体内。一般根据动物种类和药 物剂型确定给药的方法。
一、给药方法
• （一）皮下注射
动物
犬猫 豚鼠 大小鼠
注射部位
注射量
大腿外侧 大腿内侧或小腹部
侧下腹部
2 ml 1ml 0.4ml/1ml
30
3
40~50
3
40~50
2
45
2
给药量
ml/kg
维持时间
1.0 1.4~1.7 2.0~2.5 2.3
2~4h
（三）中药麻醉剂
•
动物实验时有时也用到像洋金花和氢溴酸
东莨菪碱等中药麻醉剂，但由于其作用不够稳
定，而且常需加佐剂麻醉效果才理想，故在使
用过程中不能得到普及。
二、动物的麻醉方法
• （一）全身麻醉 • 1. 吸入法 • 操作：用乙醚浸湿棉球或纱布，迅速转入密闭
二、实验动物用药量的确定及计算方法
• 按照人与实验动物的体表面积比例计算
• （一）人体表面积计算 • 人体表面积（m2） =
• 0.0061×身高（cm）+0.0128×体重(kg)－0.1529
• 例：某人身高168cm，体重55kg，试计算其 体表面积。
解
0.0061×168+0.0128×55.0.1529=1.576m2
（二）非挥发性麻醉剂
• 包括苯巴比妥钠、戊巴比妥钠、硫喷妥钠 等巴比妥类的衍生物，氨基甲酸乙脂和水合氯 醛等。
• 优点：使用方便，一次给药可维持较长的麻醉
•
时间，麻醉过程较平衡，动物无明显挣
•
扎现象。
• 缺点：苏醒较慢。
氨基甲酸乙酯
特点：药性温和安全度大多数动物均可使用。 有致癌作用不能用于肿瘤有关的实验;有时可降低血压。
• 家兔5~10ml
犬5~15ml
（五）静脉注射
大小鼠的尾静脉注射
耳外缘静脉
耳中央动脉
家兔耳部血管
家兔的耳缘静脉注射
静脉注射给药剂量
小鼠
大鼠
0.2~0.5ml 1~2ml
豚鼠
1~5ml
家兔
犬
3~10ml 5~15ml
（六）经口给药
各种动物一次灌胃 能耐受的最大容积: 小鼠为0.5~1.0ml， 大鼠为4~7ml， 豚鼠为4~7ml， 家兔为80~150ml， 犬为200~500ml。
容器使其挥发，然后把待麻醉动物投入，约隔 4～6分钟即可麻醉，麻醉后应立即取出。给药 过程中如发现动物的角膜反射消失，瞳孔突然 放大，应立即停止麻醉。可先注射阿托品预防 窒息。
2. 腹腔和静Biblioteka 给药麻醉法• 非挥发性麻醉剂可用作腹腔和静脉注射麻 醉，操作简便，是实验室最常采用的方法之 一。
• 腹腔给药麻醉多用于大小鼠和豚鼠，较大 的动物如兔、犬、猴等则多用静脉给药进行 麻醉。由于各麻醉剂的作用长短以及毒性的 差别。所以在腹腔和静脉麻醉时，一定控制 药物的浓度和注射量。
豚鼠的捉拿
豚鼠的手法固定
三、家兔的捉拿和固定
家兔的捉拿
家兔的手法固定
• 四、犬的捉拿
家兔手术台固定
第二节 实验动物的麻醉
• 一些动物实验，特别是手术等实验，为减少动 物的挣扎、保持安静和便于操作，常对动物采用必 要的麻醉。由于动物种属间的差异，所采用的麻醉 方法和选用的麻醉剂亦有不同。
一、常用的麻醉剂
• A:体表面积（m2） B:药量 （重量）
人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值表
人 (70kg)
小鼠 大鼠 豚鼠 家兔 猫
猴
狗
人
(20g) (200g) (400g) (1.5kg) (2.0kg) (4.0kg) (12kg) (70kg)
0.0026 0.018 0.031 0.07 0.078 0.16 0.82 1.0
（二）皮内注射
（三）肌肉注射
动物
犬 家兔 豚鼠 大鼠 小鼠
注射部位
臀部 大腿外侧 大腿外侧 大腿外侧 大腿外侧
注射量
2~5ml 0.5~1.0ml(2ml) 0.2~0.5ml 0.2~0.5ml 0.1~0.2ml(1ml)
（四）腹腔注射
• 注射部位左下腹部1/3处
• 小鼠0.1~0.2ml 大鼠1~3ml 豚鼠2~5ml
动物
犬猫兔 豚鼠 大小鼠
给药途径
剂量
（g/kg)
浓度
﹪
腹腔静脉 0.75~1.0
25
肌肉
1.35
20
腹腔
1.5~2.0
20
给药量
ml/kg
3~4 7.0 10
维持时间 2~4h
戊巴比妥钠
特点：短效麻醉剂，对动物的循环和呼吸无显著影响。
动物
犬猫兔 豚鼠 大小鼠
给药途径
剂量
浓度
（mg/kg) ﹪
静脉 腹腔 腹腔 腹腔
• 1、动物麻醉前禁食10~12h,不少于5h • 2、虚弱和过于肥胖的动物给药剂量应低于标准量 • 3、静脉注射麻醉剂应注意缓慢达到所需要的麻醉深
度 • 则停止给药
4、注意实验动物保温。做慢性实验时，麻醉剂在注 射前
应加热至动物体温水平。
猫为38.6℃±1.0℃，兔为38.4℃±1.0℃， 大鼠为39.3℃±0.5℃
（二）局部麻醉
• 1. 猫的局部麻醉一般应用0.5～1.0%盐酸普鲁卡 因注射。粘膜表面麻醉宜用2%盐酸可卡因。
• 2. 兔在眼球手术时，可于结膜囊滴入0.02%盐 酸可卡因溶液，数秒钟即可出现麻醉。
• 3. 犬的局部麻醉用0.5～1%盐酸普鲁卡因注射。 眼鼻、咽喉表面麻醉可用2%盐酸可卡因。
三、 麻醉注意事项
第八篇 动物实验技术
2、按统计学方法测算的样本数
（1）配对试验动物数目的确定：
可用配对试验的t检验法，推倒试验所需动物数 目，欲达到显著水平α=0.05时，则样本的含量可 用下式确定：
n=[(t0.05sd)2]/d2 sd为前人试验或经验所得各组间差异的方差
d为要求达到所预期的差异显著时的均数差值
4、实验方法的选定
实验方法按学科可分为生理学方法、生物化学方 法、生物物理方法、免疫学方法等等；按性质可分为 形态学方法、机能学方法；按范围可分为整体综合方 法和局部分析方法；按水平可分为整体水平、器官水 平、细胞水平、分子水平、量子水平等等。 无论选择何种实验方法，均应保证以下几点： 1、可靠性，即切实可行，稳定可靠，是受大家公 认的方法，也称经典方法； 2、优越性，即指实验方法既具有先进的一面，又 便于与其它实验方法相互配合，故也称先进性和协同 性； 3、创造性，即实验方法的创新或改良。
（二）配对设计（paired design）
是将动物按某些特征或一定条件配成对，再 将每对中两个动物随机分配到两个不同处理组中。 配对的因素是影响试验效应的主要非处理因素， 如动物性别、体重，两组动物取得均衡进行实验，
以减少误差及动物间的个体差异。
（三）随机区组设计
是配对设计的扩大。将全部动物按体重、性 别及其他条件等分为若干组，每组中动物数目与 拟划分的组数相等，体质条件相似，再将每个区 组中的每一只动物进行编号，利用随机数字法将
一、动物实验设计的基本原则
实验研究主要是通过对样本的研究而得出结论。
要将样本的结论外推到总体，必须尽量使样本能够
真实的代表总体。然而，实验动物的种系和个体差
异、实验环境差异、仪器的稳定性、药品的纯度、
8.第八章 动物实验基本操作方法
动物实验的基本操作方法，包括实验动
物的抓取、固定、编号、标记、麻醉、去
毛、给药、采血、采集体液、常见手术操 作、处死等操作方法。
第一节
实验动物的抓取、固定、编号、标记方法
一、小鼠的抓取与固定
二、大鼠的抓取与固定
抓取与固定方法同小鼠,但要防止被大鼠咬伤.
三、豚鼠的抓取与固定
小鼠3cm大鼠或豚鼠5cm大鼠小鼠的灌胃法用左手固定鼠右手持灌胃器安好灌胃针并已吸好药物将灌胃针从鼠的嘴角插入口腔压迫鼠的头部使口腔和食管成一直线轻轻转动针头刺激鼠的吞咽将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管如动物挣扎厉害退出灌胃针待动物安静下来重新插入灌胃针前端达到膈肌水平即可慢慢推灌药液如很通畅则说明已进入胃内
常用实验动物全身麻醉药用法及剂量
药品 动物 给药 途径 剂量
（mg/kg）
浓度
(%) 3 3 2 2
用药量
(mL/kg) 1.0 1.4~1.7 2.0~2.5 2.3 3~4 7.0 7.0 1.3~25 5.0~10.0
麻醉时间
戊巴比妥钠
犬、猫、兔 iv ip ip 豚鼠 大鼠、小鼠 Ip
30 40~50 40~50 45
三、动物麻醉的注意事项 1．有些麻醉药物，如乙醚，是挥发性很强的液体，易燃易 爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存阴 凉处，不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。
2．所有麻醉药使用过量均可引起中毒，应特别注意各种麻 醉药的剂量和给药途径，应准确按体重计算麻醉剂量。由于 动物存在个体差异，文献介绍的剂量仅能作参考使用。 3．注射时，一般要求缓慢，并随时观察动物的肌张力、 角膜反射、呼吸频率、夹痛反射射等指标。
（三）肌肉注射 肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射 不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注 射。动物肌肉注射时，应选用肌肉发达，无大血管经过的部 位，如兔、猫、犬、猴的两侧臀部或股部。 （四）腹腔注射 大鼠、小鼠腹腔注射时，左手抓取并固定好动物，将腹部 朝上。右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置， 从下腹部朝头方向几乎平行地刺入皮下，进针3~5mm，再使 针头与皮肤呈45°角斜穿过腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹腔时， 有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，回抽，无回血，无 肠液、尿液，便可缓缓推入药液。小鼠的一次注射量为 0.1~0.2ml/10g体重。大鼠一次注射量为：1~2ml/100g体重。 兔的注射部位在腹部近腹白线lcm处，犬在脐后腹白线侧边 1~2cm处。
动物实验的基本操作技术
动物实验的基本操作技术生理学实验主要以动物为实验对象，为了能获得满意的实验结果，应对动物品系特性有所了解。
实验动物系指供生物医学实验而科学育种、繁殖和饲养的动物。
高质量的实验动物是指通过遗传学与微生物学的控制，培育出来的个体；其具有较好的遗传均一性、对外来刺激的敏感性和实验再现性。
一、常用实验动物的种类及其特点（一）青蛙与蟾蜍两者均属于两栖纲，无尾目。
蟾蜍和青蛙是教学实验中常用的小动物。
其心脏在离体情况下仍可有节奏地搏动很久，可用于心功能方面的实验。
蛙舌与肠系膜是观察炎症和微循环变化的良好标本。
此外，蛙类还能用于水肿和肾功能不全的实验。
（二）小白鼠属于哺乳纲，啮齿目，鼠科。
其繁殖周期短、产仔多、生长快，饲料消耗少，温顺易捉，操作方便，又能复制出多种疾病模型，是药学实验中用途最广泛和最常用的动物。
（三）大白鼠亦属鼠科。
性情不像小白鼠温顺。
受惊时表现凶恶，易咬人。
雄性大白鼠间常发生殴斗和咬伤。
具有小白鼠的其他优点，故在药学实验中的用量仅次于小白鼠。
（四）豚鼠豚鼠又名天竺鼠、荷兰猪。
原产于欧洲中部。
属于哺乳纲，啮齿目，豚鼠科。
性情温顺，胆小。
不咬人也不抓人。
豚鼠可分为短毛、长毛和刚毛3种。
短毛种豚鼠的毛色光亮而紧贴身，生长迅速，抵抗力强，可用于实验。
其余两种对疾病非常敏感，不宜用于实验。
（五）家兔家兔属于哺乳纲，啮齿目，兔科，为草食哺乳动物。
家兔性情温顺、怯懦、惊疑、胆小，是常用的实验动物。
家兔品种很多，在实验室中常用的有：（1）青紫蓝兔：体质强壮，适应性强，易于饲养，生长较快。
（2）中国本兔（白家兔）：抵抗力不如青紫蓝兔强。
（3）新西兰白兔：是近年来引进的大型优良品种，成熟兔体重在4～5.5kg。
（4）大耳白兔：耳朵长大，血管清晰，皮肤白色，但抵抗力较差。
（六）狗狗属于哺乳纲，食肉目，犬科。
狗的嗅觉很灵敏，对外环境的适应力强；血液、循环、消化和神经系统等均很发达，与人类很相近。
狗喜欢接近人，易于驯养。
实验动物基本操作
剂量：小鼠约／10g体重。最大致积为1.0ml/只 大鼠约1-2 ml／100g体重，最大致积为1.0ml/只
注意：在灌胃过程中，防止误插入气管。
动呼吸开始时止。 3.第三期：外科麻醉期， 4.第四期：延髓麻醉期，进入此期，麻醉已严重过量。
麻醉措施与麻醉药
麻醉措施：全身麻醉和局部麻醉，经过吸入、 注射（静脉、皮下、肌肉、腹腔）、口服、灌 胃等措施使动物麻醉。
常用麻醉药物：乙醚（吸入），戊巴比妥钠、 硫贲妥钠、氯胺酮（静脉），普鲁卡因、利多 卡因（局麻），
1、用右手抓住兔颈部旳被毛和皮肤，轻轻 把兔提起。
2、用左手托住兔旳臀部。
(二) 措施2：
器材：兔保定架1个。 环节： 1、打开保定架旳上盖，抓取并将兔放进架 内，迅速关上保定架旳上盖。 2、右手抓住兔耳朵将头部拉过保定架旳卡 栓，将兔旳脖子保定。 3、假如兔挣扎，可用手 在它旳背上轻轻抚摩， 使其平静。
三、豚鼠旳抓取保定
器材：大鼠喂养盒+带面罩 l套。 措施环节：
1、先用左手轻轻扣、 按住豚鼠背部。
2、顺势抓紧其肩胛上方皮肤， 拇指和食指环箍其颈部。
3、用右手轻轻托住其臀部， 即可将豚鼠抓取保定。 抓豚鼠时，一般不要抓腰腹部位， 不然易造成肝破裂而引起死亡。
四、兔旳抓取保定：
(一) 措施1： 环节：
二、大鼠旳抓取保定：
大鼠旳抓取保定： 器材：大鼠喂养盒 + 面罩 1套。 措施环节：
4-5周内旳大鼠，措施同小鼠。周龄较大旳，则： 1、首先戴好防护手套。 2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将 大鼠提起，放在大鼠喂养盒旳面罩上。 3、左手顺势按、卡在大鼠躯干 背部，稍加压力向头颈部滑行。 4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳 后部旳头颈皮肤，其他三指和手掌 握住大鼠背部皮肤，完毕抓取保定。
动物的基本操作方法
（二）豚鼠采血法
1、耳缘剪口采血 2、心脏采血 3、肌动脉采血 4、背中足静脉取血 （三）兔采血法 1、耳静脉采血 2、耳中央动脉采血 3、心脏取血 4、后肢胫部皮下静脉取血 5、股静脉、颈静脉取血
（四）狗、猫采血法 1、后肢外侧小隐静脉和前肢内侧下头静脉采血 2、股动脉采血 3、心脏采血 4、耳缘静脉采血 5、颈静脉
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的麻醉
（一）常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂；2、非挥发性麻醉剂； 3、中药麻醉剂。
➢ 这种标记方法在实验室最常使用，也很方便。 ➢ 编号的原则：先左后右，从上到下。
（二）烙印法
➢ 用刺数钳在动物耳上刺上号码，然后用棉签蘸着溶在酒 精中的黑墨在刺号上加以涂抹，烙印前最好对烙印部位 预先用酒精消毒。
（三）号牌法
➢ 用金属制的牌号固定于实验动物的耳上，大动物可系于 颈上。
➢ 对猴、狗、猫等大动物有时可不做特别标记，只记录它 们的外表和毛色即可。
（二）动物的麻醉方法 1、全身麻醉 （1）吸入法；（2）腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 （1）静脉注射必须缓慢 （2）麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
（一）小鼠、大鼠采血法 1、割（剪）尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动（静）脉采血
动物实验的基本操作方法
一、动物实验的常用方法
1、复制动物模型法；
2、切开、分离法；
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
动物实验的基本操作方法
动物实验的基本操作方法动物实验是一种科学研究方法，用于研究动物的生理、病理、行为和药理等方面的问题。
在进行动物实验时，必须严格遵守相应的伦理和法律规定，并采取一系列操作措施保证动物的福利和安全。
下面将介绍一些动物实验的基本操作方法。
1.动物选材：选择合适的动物品种和个体，以确保实验结果的准确性和可重复性。
根据实验目的和动物特征，选择合适的动物模型，如小鼠、大鼠、家兔、猪等。
2.动物饲养：为动物提供适宜的饮食、住所和环境条件，确保动物的生理和行为需要得到满足。
饲养动物的场所需要保持清洁、干燥和温度适宜。
饲养员需要定期检查和维护饲养设施，确保良好的饲养条件。
3.动物标记：在实验开始前，通常需要为动物进行标记，以便对个体进行识别和追踪。
常见的标记方法包括使用耳标、颈环、脚环等。
标记方法应该选择无害和可靠的方式，以避免对动物造成不必要的伤害或不适。
4.麻醉和麻醉恢复：在一些实验操作中，需要给动物进行麻醉，以减轻或消除动物可能遭受的疼痛和不适。
麻醉方法应根据动物品种和体重选择合适的药物和剂量，并在麻醉过程中密切观察动物的麻醉深度和生命体征。
在实验结束后，需要给动物提供适当的护理和监测，以保证动物能够恢复到正常的生理状态。
5.动物取样：在一些实验中，需要从动物身体中取样，如血液、组织、尿液等，以进行后续的分析和检测。
在进行取样操作时，需要注意采用无菌操作技术，并控制好取样的时间和方法，以减少对动物的伤害和痛苦。
6.实验控制组：为了保证实验的可靠性和可重复性，通常需要设置实验对照组。
对照组和实验组之间应尽量保持一致的环境和操作条件。
同时，需要收集和记录相关的数据和信息，以便后续的数据分析和结论的推断。
7.实验设计和随机分组：在进行动物实验时，应采用合适的实验设计和统计分析方法，以尽量降低误差和偏差。
实验分组应进行随机分配，以保证所研究的因素对实验组和对照组的影响是均匀的。
8.数据分析和结果解释：在完成实验后，需要对实验数据进行统计分析和结果解释。
实验八 动物实验基本操作
实验动物的麻醉
常用麻醉药物 挥发性、非挥发性和中药麻醉药 乙醚 、氯仿 巴比妥类 遇空气、光和热便分解 ①戊巴比妥钠 ②硫喷妥钠 氨基甲酸乙酯(又名乌拉坦、脲酯等) 氨基甲酸乙酯(又名乌拉坦、脲酯等) 氯醛糖 久置易沉淀而失效
麻醉方法与麻醉剂的用量
全身麻醉 吸人麻醉：常用的有乙醚 注射麻醉：常用麻醉药有戊巴比妥钠、氨 基甲酸乙酯、氯醛糖等。主要给药途径为 静脉、腹腔、肌肉和皮下淋巴囊。 局部麻醉 常用于表层手术时。可用1％普 常用于表层手术时。可用1 鲁卡因
青蛙和蟾蜍 属两栖纲、无尾目类动物。其 心脏离体后，仍可有节律地跳动，可应用 于检验心功能的实验。蛙舌及肠系膜是观 察炎症和微循环变化的良好标本。在水肿、 肾功能不全的模型中常采用该类动物。
实验动物的捉拿与固定
家兔性情温顺，较易捕捉，但脚爪较尖，应避免 被其抓伤。 自笼内取出时，应从头前阻拦它跑动，勿使受惊， 兔便匍匐不动。此时，用右手抓住颈部的被毛与 皮(此处皮较厚)将其提起，然后用左手拖住其臀 此处皮较厚) 部，使兔身的重量大部分落于左手上。 此法在实验室最为常用，抓耳、提抓腰部或背部 是不正确的。 应将麻醉后的兔以仰卧位固定于兔手术台上。 方法是先用固定带将兔四肢绑好，分别系在踝关 节以上，然后将头部用兔头固定器固定。
常用的生理盐溶液及药品
任 氏 液：两栖类 生理盐水：哺乳类 生理盐水： 麻 醉 剂：20%乌拉坦 ，1g /Kg 体重 乌拉坦 肝素， 抗 凝 剂：0.5%肝素，动脉插管 肝素
实验操作技术
离体实验法和在体实验法 急性实验和慢性实验
常用手术器械
1．手术刀 主要用于切开皮肤或脏器。常用手术刀为刀柄和刀片组 合式，也有刀柄和刀片相连的。根 据手术的部位与性质， 可以选用大小、形状不同的手术刀片。常用的执刀方法有 4种： (1)执弓式 这是一种常用的执刀方法，动作范围广而灵活， (1)执弓式 用于腹部、颈部或股部的皮肤切口。 (2)执笔式 此法用力轻柔而操作精巧，用于切割短小而 (2)执笔式 精确的切口，如解剖神经、血管，作腹膜小切口等。 (3)握持式 常用于切割范围较广、用力较大的切口，如 (3)握持式 切开较长的皮肤、截肢等。 (4)反挑式 此法多使用刀口向弯曲面的手术刀片，常用 (4)反挑式 于向上挑开组织，以免损伤深部组织。
动物实验技术动物实验的基本操作
动物实验技术动物实验的基本操作动物实验是科研和医学领域常用的手段，用于评估新药、疫苗、治疗方法和理解生物学机制等。
但是，动物实验是具有伦理争议的，因为涉及到动物权益和福利。
因此，在进行动物实验时，需要遵循一定的伦理原则和严格的实验操作。
以下是动物实验的基本操作：1.实验动物的选择：在选择实验动物时，需要根据研究目的和方法来选择适合的动物模型。
常用的实验动物包括小鼠、大鼠、兔子、狗等。
2.动物的饲养和管理：实验动物需要提供适宜的饲养环境，包括合适的温度、湿度和气流等，并提供适宜的饮食和水源。
此外，实验动物还需要定期检查其健康状态，并按照相关规定进行处理。
3.实验操作的准备：在进行动物实验前，需要准备好实验所需的器械、药物和试剂等。
此外，还需要制定详细的实验方案，确定实验的具体步骤和时间，以确保实验的可重复性和准确性。
4.麻醉和镇痛：在进行动物实验时，有时需要对实验动物进行麻醉或镇痛，以减轻它们的痛苦和压力。
这需要根据具体的实验操作来选择合适的麻醉和镇痛方法。
5.试验操作：根据实验目的和方法，进行相应的操作，如采集血液、组织和器官，注射药物，进行手术，观察行为等。
在进行试验操作时，需要注意操作的准确性和规范性，以保证实验结果的可靠性。
6.数据记录与分析：在进行动物实验时，需要对所得到的结果进行准确的记录，并进行数据的分析和统计。
这将有助于研究者对实验结果进行解读和理解，并做出相应的结论。
7.实验结束和动物处理：在实验完成后，需要根据相关规定对实验动物进行处理。
对于无疾病和伤残的动物，可以选择放归或继续饲养。
对于疾病严重或造成较大伤害的动物，可以选择安乐死或处理。
总而言之，动物实验是一项复杂的科研工作，需要研究者具备较高的科学素养和操作技能。
在进行动物实验时，需要始终将动物福利放在首位，并遵循严格的伦理和法规要求，以确保实验的科学性和可靠性。
动物实验基本操作PPT课件
第一节 常用的实验动物
实验动物？
是指经人工饲育，对其携带的微生物、寄 生虫实行控制，遗传背景明确或来源清楚 的，用于科学研究、教学、鉴定及其他科 学实验的动物。
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实验动物必须具备4个条件：？ 敏感性 均一性 易获得性 稳定性
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动物实验：？ 是以实验动物为实验对象的科学实验，包括
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2、注射给药法
(1) 皮下注射 (s.c., H.) (2) 腹腔注射 (i.p.) (3) 肌肉注射 (i.m.) (4) 静脉注射 (i.v.) (5) 淋巴囊注射
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腹腔注射 (i.p.)
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家兔静脉注射：一人固定兔身和兔头，另 一人在使兔耳边缘血管(耳缘静脉)扩张后， 从静脉末端刺入血管，左手拇指和食指固 定针头和兔耳，右手注药(见图)。注药量一 般为2 ml/kg，等渗液可达10 ml/kg。
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青蛙与蟾蜍（Frog and Toad）
青蛙与蟾蜍属两栖动物， 其一些基本生命活动与 哺乳动物近似，其离体 组织和器官所需的生理 环境比较简单 (无须供氧 和恒温)。
青蛙与蟾蜍常用于神 经生理、肌肉生理、心 脏生理，微循环等实验。
特点和应用： 离体心脏能较持久地有节律地搏动，常用于
观
主要特点：体温调节稳定
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家兔也是实验生理科学教学实验中最 常用的动物。
发热实验及热原实验、免疫学实验、 心血管实验、生殖实验、眼科实验、 皮肤实验等。
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犬(Dog )
在以犬为实验动 物的研究成果中， 只有应用Beagle 才能被国际公认。
常用于观察药物对心脏泵功能和血流动力 学的影响，心肌细胞电生理研究，降压药 及抗休克药的研究等。犬还可以通过训练， 用于慢性实验研究，如条件反射、高血压 的实验治疗、胃肠蠕动和分泌实验、慢性 毒性实验。