酶切注意事项及问题
双酶切实验
双酶切概述双酶切反应(Double Digests)1、同步双酶切同步双酶切是一种省时省力的常用方法。
选择能让两种酶同时作用的最佳缓冲液是非常重要的一步。
NEB每一种酶都随酶提供相应的最佳NEBuffer，以保证100%的酶活性。
NEBuffer的组成及内切酶在不同缓冲液中的活性见《内切酶在不同缓冲液里的活性表》及每支酶的说明书。
能在最大程度上保证两种酶活性的缓冲液即可用于双酶切。
由于内切酶在非最佳缓冲液条件下的切割速率会减缓，因此使用时可根据每种酶在非最优缓冲液中的具体活性相应调整酶量和反应时间。
2、分步酶切如果找不到一种可以同时适合两种酶的缓冲液，就只能采用分步酶切。
分步酶切应从反应要求盐浓度低的酶开始，酶切完毕后再调整盐浓度直至满足第二种酶的要求，然后加入第二种酶完成双酶切反应。
3、使用配有特殊缓冲液的酶进行双酶切（图）使用配有特殊缓冲液的酶进行双酶切也不复杂。
在大多数情况下，采用标准缓冲液的酶也能在这些特殊缓冲液中进行酶切。
这保证了对缓冲液有特殊要求的酶也能良好工作。
由于内切酶在非最佳缓冲液中进行酶切反应时，反应速度会减缓，因此需要增加酶量或延长反应时间。
通过《内切酶在不同缓冲液里的活性表》可查看第二种酶在特殊缓冲液相应盐浓度下的作用活性。
双酶切建议缓冲液注：只要其中一种酶需要添加BSA，则应在双酶切反应体系中加入BSA。
BSA不会影响任何内切酶的活性。
注意将甘油的终浓度控制在10%以下，以避免出现星号活性，详见《星号活性》。
可通过增加反应体系的总体积的方法实现这一要求。
某些内切酶的组合不能采用同步双酶切法，只能采用分步法进行双酶切。
上表中这些组合以“se q”标注。
[编辑本段]双酶切的注意事项1、做转化的时候，进行酶连接反应时，注意保持低温状态，因为LIGASE酶很容易降解.为保险起见，一般连接3小时，16度。
2、对含有AMP-RESISTENCE的质粒铺板时，注意加AMP时的温度，温度过高，会使克隆株无法筛选出来.我的方法是培基高温消毒后放在烤箱里，烤箱一般温度为55-60度，然后做的时候拿出来，这样好掌握温度。
双酶切
【原创】双酶切连接反应之全攻略（原创）双酶切连接反应之全攻略前一阵子一直在做双酶切质粒重组，失败了很多次，不过很快改善了实验方法，用2周重组了 14个质粒。
现就自己的体会，结合战友的宝贵经验，谈一下质粒重组的一些个人经验。
1、回收PCR产物：在进行PCR扩增时候，给引物两端设计好酶切位点，一般说来，限制酶的选择非常重要，尽量选择粘端酶切和那些酶切效率高的限制酶，如BamHI,HindIII,提前看好各公司的双切酶所用公用的BUFFER，以及各酶在公用BUFFER里的效率。
选好酶切位点后，在各个酶的两边加上保护碱基，其原则可参照：/upload/2006/08/13/31219184.pdf。
双酶切时间及其体系：需要强调的是很多人建议酶切过夜，其实完全没有必要，我一般酶切3个小时，其实1个小时已经足够。
应用大体系，如100微升。
纯化问题：纯化PCR产物割胶还是柱式，我推荐柱式，因为割胶手法不准，很容易割下大块的胶，影响纯化效率。
现在的柱式纯化号称可以祛除引物，既然如此，酶切掉的几个碱基肯定也会被纯化掉了。
所以，PCR产物和双酶切产物的纯化均可应用柱式纯化。
我用的是TAKARA的纯化柱试剂盒酶量的问题：以TAKARA的为例，其对1单位酶的定义如下：在50 μl 反应液中，30℃温度下反应1小时，将1 μg 的λDNA完全分解的酶量定义为1个活性单位(U)。
而该酶浓度约为15单位/微升，在除外酶降解的因素外，该酶可分解15μg的DNA，而一般从1-4ml菌液提出的 DNA约为3μg，而PCR纯化后的产物（50体系）约为3μg，所以即便全部加进去，只要纯化的质量好，酶切完全切得动。
2、酶切、回收后的PCR产物与载体的连接摩尔比的计算，很多人凭经验也可以。
但对于初学者从头认真计算则非常有必要。
回收的载体片段：回收的PCR产物片段=1：10 ，一般取前者0.03pmol，后者取0.3pmol。
pmol为单位的DNA转换为为µg单位的DNA：（X pmoles×长度bp×650）/ 1,000,000 （注：长度bp×650是该双链DNA的分子量）所得数值即为µg,也可以直接用这个公式套.1pmol 1000bp DNA=0.66μg,如载体是5380bp，则0.03pmol为0.03×5.38×0.66=0.106524µg。
双酶切编辑
2连接反应
3注意事项
1简介编辑双酶切反应(Double Digests)
1、同步双酶切
同步双酶切是一种省时省力的常用方法。选择能让两种酶同时作用的最佳缓冲液是非常重要的一步。NEB每一种酶都随酶提供相应的最佳NEBuffer，以保证100%的酶活性。NEBuffer的组成及内切酶在不同缓冲液中的活性见《内切酶在不同缓冲液里的活性表》及每支酶的说明书。能在最大程度上保证两种酶活性的缓冲液即可用于双酶切。由于内切酶在非最佳缓冲液条件下的切割速率会减缓，因此使用时可根据每种酶在非最优缓冲液中的具体活性相应调整酶量和反应时间。
双酶切建议缓冲液
注：
只要其中一种酶需要添加BSA，则应在双酶切反应体系中加入BSA。BSA不会影响任何内切酶的活性。
注意将甘油的终浓度控制在10%以下，以避免出现星号活性，详见《星号活性》。可通过增加反应体系的总体积的方法实现这一要求。
某些内切酶的组合不能采用同步双酶切法，只能采用分步法进行双酶切。上表中这些组合以“seq”标注。
3、转化：
a、一般转化仅需要加入2μl加入至100μl正常的TOP10感受态细胞中，冰浴放置30分钟。
b、再在水浴中42℃热激一般90～120秒钟后，再在冰中放置3分钟。
c、加入800μl无抗生素培养基，37℃全温振荡摇床培养40分钟。
取100μl涂布平板。一般转化质粒不建议离心涂布（除非感受态效价特别低），
双酶切编辑
做转化的时候，进行酶连接反应时，注意保持低温状态，因为LIGASE酶很容易降解。为保险起见，一般连接3小时，16度；对含有AMP-RESISTENCE的质粒铺板时，注意加AMP时的温度，温度过高，会使克隆株无法筛选出来。我的方法是培基高温消毒后放在烤箱里，烤箱一般温度为55-60度，然后做的时候拿出来，这样好掌握温度。铺板前后注意用吹风机吹干；对照的设立：为验证双酶切是否成功。
质粒DNA的酶切和PCR
发现使PCR技术能够广泛地应用于各个相关
领域。
• 平常放负20℃保存，用时候放在冰上。
质粒DNA的酶切实验步骤
• 酶切体系(20ul)
DNA（质粒） 8.0 ul
10×Buffer 2.1 2.0 ul
EcoRI
0.5 ul
BamHI
0.5 ul
ddH2O
9.0 ul
20ul 5 ul × 10 体系 5 ul 90ul
实验说明
• EcoRⅠ是从大肠杆菌R菌株中分离出来的第一 个限制酶,酶切序列为 ,形成黏性末端。
• BamHⅠ由淀粉芽孢杆菌产生,它也是一种限
制酶，酶切序列为5' G^GATCC 3‘ 3' CCTAG^G5'
,
形成黏性末端。
• Taq酶即DNA聚合酶，是来源于高温嗜热菌，
其最大的特点就是高温下不失活，Taq酶的
每管12.0 ul分装
加完体系后，将离心管放入水浴锅37℃， 3h左右即可。
PCR体系和程序
PCR体系（20ul）
DNA（质粒）
1.0 ul
ddH2O 引物（M13 F） 引物（M13 R）
dNTP 10×PCR Buffer Mg2+（MgCl2） Taq酶 (最后加)
14.0 ul 0.5 ul 0.5 ul
实验二：质粒DNA的酶切和PCR
2015.11.10
• 1 酶切原理 • 2 PCR原理 • 3 实验说明 • 4 注意事项
酶切原理
质粒DNA
酶切
PCR原理
• 聚合酶链反应（英文全称：Polymerase Chain Reaction，简 称PCR）。PCR是一种用于放大扩增特定的DNA片段的分 子生物学技术，可看作生物体外的特殊DNA复制，PCR的 最大特点，是能将微量的DNA大幅增加。
连接转化攻略
双酶切连接反应之全攻略双酶切连接反应之全攻略前一阵子一直在做双酶切质粒重组，失败了很多次，不过很快改善了实验方法，用2周重组了14个质粒。
现就自己的体会，结合丁香园战友的珍贵经验，谈一下质粒重组的一些个人经验。
1、回收PCR产物：在进行PCR扩增时候，给引物两端设计好酶切位点，一般说来，限制酶的选择非常重要，尽量选择粘端酶切和那些酶切效率高的限制酶，如BamHI,HindIII,提前看好各公司的双切酶所用公用的BUFFER，以及各酶在公用BUFFER里的效率。
选好酶切位点后，在各个酶的两边加上保护碱基，其原则可参照：。
双酶切时间及其体系：需要强调的是很多人建议酶切过夜，其实完全没有必要，我一般酶切3个小时，其实1个小时已经足够。
应用大体系，如100微升。
纯化问题：纯化PCR产物割胶还是柱式，我推荐柱式，因为割胶手法不准，很容易割下大块的胶，影响纯化效率。
现在的柱式纯化号称可以祛除引物，既然如此，酶切掉的几个碱基肯定也会被纯化掉了。
所以，PCR产物和双酶切产物的纯化均可应用柱式纯化。
我用的是TAKARA的纯化柱试剂盒酶量的问题：以TAKARA的为例，其对1单位酶的定义如下：在50 μl 反应液中，30℃温度下反应1小时，将1 μg 的λDNA完全分解的酶量定义为1个活性单位(U)。
而该酶浓度约为15单位/微升，在除外酶降解的因素外，该酶可分解15μg的DNA，而一般从1-4ml 菌液提出的DNA约为3μg，而PCR纯化后的产物〔50体系〕约为3μg，所以即便全部加进去，只要纯化的质量好，酶切完全切得动。
2、酶切、回收后的PCR产物与载体的连接摩尔比的计算，很多人凭经验也可以。
但对于初学者从头认真计算则非常有必要。
回收的载体片段：回收的PCR产物片段=1：10，一般取前者，后者取。
pmol为单位的DNA转换为为µg单位的DNA：〔X pmoles×长度bp×650〕/ 1,000,000 〔注：长度bp×650是该双链DNA的分子量〕所得数值即为µg,也可以直接用这个公式套.1pmol 1000bp DNA=0.66μg,如载体是5380bp，则为。
质粒DNA的提取、酶切及其琼脂糖凝胶电泳实验报告
（2） TAE和TBE均为常用的缓冲液。
TBE比TAE有相对高的缓冲能力。
（3）加样染料溴酚蓝可与长度约为0.5 kb的DNA一起迁移，可用于指示迁移率最高的片段。
（4） DNA的迁移速率取决于以下因素:①DNA的分子大小—分子量越小，迁移越快。
②琼脂糖浓度—浓度越低，迁移越快。
③DNA的构象—环状的或带切口环状的DNA通常比线状的DNA迁移要快。
④两个电极之间单位厘米的电压——电压越高，迁移越快。
（5）如果DNA条带不够窄且不够均匀，可能是内以下原因所引起：①DNA过载②电压过高③加样孔破损④凝胶中有气泡（6）在紫外灯下观察凝胶电泳所得结果应该戴上防护眼镜，因为紫外线对眼睛有伤害作用；二．实验内容1．实验现象与结果：将电泳后的凝胶放在紫外灯的照射下观察到的和用凝胶电泳成像系统进行拍照得到的DNA电泳条带图如下所示意：图注：x’：代表经过酶切的质粒DNA样品的电泳条带；x ：代表未经过酶切的质粒DNA样品的电泳条带（x相同的互为对照组）；marker:DNA相对分子质量标准物。
pUC19质粒DNA标准参照条带图像：2．对实验现象、实验结果的分析及其结论：（1）对实验现象的分析及其结论：从上述所示的DNA电泳条带图可以看出：不管在DNA Sample中还是在经过酶切处理后的DNA样品中均具有电泳迁移速率处于中间的线性质粒DNA。
而在此次试验中出现线性质粒DNA是因为pUc质粒DNA在提取的过程中DNA双链在相对应的两条链上同时产生切口。
这说明质粒制备过程个出现线性DNA说明存在核酸酶污染或实验操作有问题。
可能在其中混有少量的蛋白质（图中，位置在marker组最后一电泳条带后方的很可能就是蛋白质组分），或者在实验的提取过程中加入溶液Ⅱ所经历的时间过长，在碱性条件下基因组DNA片断会慢慢断裂，从而使提取的质粒DNA样品混入了基因组 DNA。
但是其中各组也存在超螺旋DNA（与marker组对照，电泳速率最快，跑在最前面的）。
双酶切连接反应全攻略
双酶切连接反应全攻略一、实验材料和试剂准备1.DNA片段：需要连接的两个DNA片段，通常分别由PCR法或酶切法获得。
2. 双酶切酶：选择两种具有互补端切位点的酶，如常用的 EcoRI 和HindIII。
3.T4DNA连接酶或其他适用的连接酶。
4.DNA连接试剂盒：如T4DNA连接试剂盒等。
5.反应缓冲液：根据连接酶选择合适的反应缓冲液。
二、双酶切连接反应步骤1.酶切：将两个DNA片段用各自的切割酶酶切，生成互补的粘性末端。
注意，切割反应需要在适当的反应缓冲液和温度下进行，在所选择的酶切位点附近不得有其他酶切位点。
2.酶活化：将酶切后的DNA片段进行热变性处理，加入适当的酶活化缓冲液，在65-80℃下进行5-10分钟的热处理，以去除酶切过程产生的内切酶的限制性影响。
3.连接反应：将酶活化处理后的DNA片段加入连接反应体系中，加入适量的连接酶和缓冲液，并在适当的温度下进行连接反应。
连接反应温度一般为16-20℃，反应时间根据试剂的不同而有所差异，一般为2-4小时至过夜。
4.构建：将连接反应后的DNA取出，可根据需要进行进一步的DNA构建，如转化到宿主细胞中进行复制或进行其他分子生物学操作。
三、实验条件和注意事项1.酶切反应：根据所选择的切割酶的活性要求选择合适的反应缓冲液和酶切温度。
2.热变性处理：确保将酶切后的DNA片段充分变性，去除酶切产生的限制性影响，但同时避免过度变性导致DNA不可恢复的损伤。
3.连接反应：根据所选择的连接酶和试剂盒的要求进行适当的缓冲液和温度选择。
4.连接效率：连接效率可能受到多种因素的影响，如DNA片段的完整性、浓度、连接酶的活性和反应条件等。
在实验过程中，可以调节影响连接效率的参数来优化实验结果。
5.阳性对照：在连接试验中可以设计阳性对照样品，即将两个DNA片段直接连接，并通过测序确认连接效果。
四、技巧和优化1.控制DNA片段的完整性：在连接前，确保DNA片段经过正确的PCR扩增或酶切，以获得理想的DNA片段完整性。
实验五 质粒DNA酶切(质粒限制性内切酶消化酶切)
p C A M B IA 1 3 0 2
10549 bp
Kan
Eco RV (6218)
大p肠BR杆3菌22复or制i 起始位点
pVS1-REP 农杆菌复制起始位点
二、限制性内切酶
1) 概念 2) 命名原则 3) 类型 4) 基本特性及用途 5) 影响核酸限制性内切酶活性的因素 6)Ⅱ限制性核酸内切酶操作的注意事项
实验原理
• 限制性内切酶能特异地结合于一段被称为 限制性酶识别序列的DNA序列之内或其附 近的特异位点上，并切割双链DNA。
限制性内切酶EcoR Ⅴ 特异性识别位点为：
GATATC CTATAG
产生平末端：
GAT ATC CTA TAG
则pCAMBIA1302经EcoR Ⅴ酶切后产生大小分别为：1600bp、 2624bp和6325bp的三条DNA 片段
属名
种名 株系
Haemophilus influenzae d
流感嗜血杆菌d株
HindⅡ HindⅢ
同一菌株中所含的多个不同的限制性核割特性、催化条件及是否具有修饰酶活 性，可分为Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ型三类。
4) 基本特性及用途
Ⅱ限制性核酸内切酶有严格的识别、切割顺序，它以核酸内切 方式水解DNA链中的磷酸二酯键，产生的DNA片段5′端为P，3′ 端为OH，识别序列一般为4～6个碱基对，通常是反转录重复 顺序，具有180°的旋转对称性即迴文结构。Ⅱ限制性核酸内切 酶切割双链DNA产生3种不同的切口。
第三步：看多克隆位点（MCS）。它具有多个限制酶的单一切点。便于外源 基因的插入。
第四步：再看外源DNA插入片段大小。质粒一般只能容纳小于10Kb的外源 DNA片段。 一般来说，外源DNA片段越长，越难插入，越不稳定，转化效率越低。
双酶切连接反应
双酶切连接反应1、回收PCR产物：在进行PCR扩增时候，给引物两端设计好酶切位点，一般说来，限制酶的选择非常重要，尽量选择粘端酶切和那些酶切效率高的限制酶，如BamHI,HindIII,提前看好各公司的双切酶所用公用的BUFFER，以及各酶在公用BUFFER里的效率。
选好酶切位点后，在各个酶的两边加上保护碱基。
双酶切时间及其体系：需要强调的是很多人建议酶切过夜，其实完全没有必要，我一般酶切3个小时，其实1个小时已经足够。
应用大体系，如100微升。
纯化问题：纯化PCR产物割胶还是柱式，我推荐柱式，因为割胶手法不准，很容易割下大块的胶，影响纯化效率。
现在的柱式纯化号称可以祛除引物，既然如此，酶切掉的几个碱基肯定也会被纯化掉了。
所以，PCR产物和双酶切产物的纯化均可应用柱式纯化。
我用的是TAKARA的纯化柱试剂盒酶量的问题：以TAKARA的为例，其对1单位酶的定义如下：在50 μl 反应液中，30℃温度下反应1小时，将1 μg 的λDNA完全分解的酶量定义为1个活性单位(U)。
而该酶浓度约为15单位/微升，在除外酶降解的因素外，该酶可分解15μg的DNA，而一般从1-4ml菌液提出的 DNA约为3μg，而PCR纯化后的产物（50体系）约为3μg，所以即便全部加进去，只要纯化的质量好，酶切完全切得动。
2、酶切、回收后的PCR产物与载体的连接摩尔比的计算，很多人凭经验也可以。
但对于初学者从头认真计算则非常有必要。
回收的载体片段：回收的PCR产物片段=1：10 ，一般取前者0.03pmol，后者取0.3pmol。
pmol为单位的DNA转换为为μg单位的DNA：（X pmoles×长度bp×650）/ 1,000,000 （注：长度bp ×650是该双链DNA的分子量）所得数值即为μg,也可以直接用这个公式套.1pmol 1000bp DNA=0.66μg,如载体是5380bp，则0.03pmol为0.03×5.38×0.66=0.106524μg。
各种酶切位点的保护碱基引物设计必看
各种酶切位点的保护碱基引物设计必看酶切位点的保护碱基引物设计在分子生物学领域中起着至关重要的作用。
它们是研究者在酶切实验中必不可少的工具，用于保护酶切位点周围的碱基，以避免酶的切割作用。
本文将介绍保护碱基引物设计的一般原则和具体步骤，并探讨一些常见的问题和注意事项。
保护碱基引物设计的一般原则如下：1.引物长度：保护碱基引物的长度通常为15-25个碱基对。
2.引物序列：引物应根据酶切位点的序列设计。
为了确保引物的特异性，通常将酶切位点和其周围的碱基考虑在内。
3.引物组成：引物的核苷酸组成应考虑碱基的GC含量，以保持引物的稳定性。
通常，GC含量高于50%的引物更稳定。
4.引物末端修饰：引物的末端修饰可以提高引物与目标DNA的亲和性，并增加引物的稳定性。
常用的末端修饰包括磷酸化和胺基修饰等。
保护碱基引物设计的步骤如下：1.获取酶切位点序列：首先，需要获取目标DNA序列中待保护的酶切位点的序列。
2.引物设计：根据酶切位点的序列设计引物。
引物的长度通常为15-25个碱基对。
为了提高特异性，可以考虑在引物序列中加入一些限制性内切酶无法识别的碱基。
3.引物末端修饰：根据需要选择引物的末端修饰方式，例如磷酸化和胺基修饰等。
4.引物的合成：完成引物设计后，可以委托专业的生物科技公司进行引物的合成。
确保引物的纯度和质量。
在进行保护碱基引物设计时，还需注意一些常见的问题和注意事项：1.引物特异性：在设计引物时，要确保引物与目标DNA的序列具有高度特异性，以避免引物与非目标区域的杂交。
2.引物的稳定性：引物的稳定性对于酶切实验的成功至关重要。
在设计引物时，要尽量选择稳定的引物序列，例如具有较高GC含量的引物。
3.引物纯度和质量：为了保证引物的质量和稳定性，引物的合成必须由专业的生物科技公司进行。
确保引物的纯度高，无杂质。
4.引物的浓度和稀释：在使用引物进行酶切实验时，要合理确定引物的浓度和稀释倍数，以保证实验的成功。
总之，保护碱基引物设计是分子生物学研究中不可或缺的一部分。
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一、建立一个标准的酶切反应
目前大多数研究者遵循一条规则,即10个单位的内切酶可以切割1μg不同来源和纯度的DNA。
通常，一个50μl的反应体系中，1μl的酶在1X NEBuffer终浓度及相应温度条件下反应1小时即可降解1μg已纯化好的DNA.如果加入更多的酶，则可相应缩短反应时间；如果减少酶的用量，对许多酶来说，相应延长反应时间(不超过16小时）也可完全反应.
二、选择正确的酶
不言而喻，选择的酶在底物DNA上必须至少有一个相应的识别位点。
识别碱基数目少的酶比碱基数目多的酶更频繁地切割底物.假设一个GC含量50%的DNA链，一个识别4个碱基的酶将平均在每44（256)个碱基中切割一次；而一个识别6个碱基的酶将平均在每46(4096)碱基切割一次.内切酶的产物可以是粘端的(3’或5’突出端)，也可以是平端的片段。
粘端产物可以与相容的其它内切酶产物连接,而所有的平端产物都可以互相连接.相关信息参见目录的Compatible Cohesive Ends And Recleavable Blunt Ends一文。
三、酶
内切酶一旦拿出冰箱后应当立即置于冰上.酶应当是最后一个被加入到反应体系中(在加入酶之前所有的其它反应物都应当已经加好并已预混合）。
酶的用量视在底物上的切割频率而定。
例如，超螺旋和包埋法切割的DNA通常需要超过1U/μg的酶才能被完全切割。
参见目录第244和264之"切割质粒DNA”和"包埋法切割DNA”。
四、 DNA
待切割的DNA应当已去除酚、氯仿、乙醇、EDTA、去污剂或过多盐离子的污染，以免干扰酶的活性。
DNA的甲基化也应该是酶切要考虑到的因素。
关于甲基化的内容，参见第252页至253页之甲基化相关内容。
五、缓冲液
对于每一种酶NEB都提供相应的最佳缓冲液，可保证几乎100%的酶活性.使用时的缓冲液浓度应为1X。
有的酶要求100μg/ml的BSA以实现最佳活性.在这种情况下，我们也相应提供100X的BSA（10mg/ml）。
不需要BSA的酶如果加了BSA也不会受太大影响。
六、反应体积
内切酶活力单位的定义是：1小时内，50μl反应体积中,降解1μg的底物DNA所需的酶为一个活力单位.因此酶:DNA的反应比例可以由此确定.较小的反应体积更容易受到移液器误差的影响。
为了将甘油的浓度控制在5％以下，要注意酶的体积不要超过总体积的10%（一般酶都贮存于50%的甘油中）。
七、混合
这是非常重要然而常常被忽略的一步。
想要反应完全，必须使反应液充分混合.我们推荐用枪反复吸取混合，或是用手指轻弹管壁混合，然后再快速离心一下即可。
注意：不可振荡！
八、反应温度
大部分酶的反应温度为37°C；从嗜热菌中分离出来的内切酶则要求更高的温度。
一般为50—65°C不等.参看第244页 Activity of thermophiles at 37°C。
九、反应时间
1酶活单位的定义时间为1小时。
如果加入的酶较多,可以相应地缩短反应时间；反之,如果加入的酶量较少,也可以延长时间以使反应达到完全。
参见第241页酶在反应中的存活时间。
十、终止反应
如果不进行下一步酶切反应,可用终止液来终止反应。
在NEB我们使用如下反应终止液：50%的甘油，50mM EDTA（pH8.0），和0。
05％溴酚蓝（10μl/50μl反应液）.如果要进行下一步酶切反应，可用热失活法终止反应（65°C或85°C，20分钟）。
热失活并不能适用于所有的酶，详情参见第240页热失活表.此外,酚/氯仿抽提也可以用于终止反应。
十一、贮存
大部分酶应贮存于—20°C。
少部分酶则须在-70°C长期保存.详情请参见相关酶的DA TA SHEET 或目录相关部分。
10X BUFFER 和100X BSA于—20°C保存。
BSA不能与NEBuffer混合后保存，否则将会出现BSA沉淀.
十二、稳定性
每隔1-2个月都会对所有的酶有一个活性检测；最近的一次检测结果将被贴在售出的每一管酶上.通过三十多年来的经验，我们发现大部分酶在推荐的保存缓冲液里在—20°C条件下十分稳定.高于—20°C条件下稳定性将有所降低。
十三、对照反应
如果发现您的DNA底物不能被成功切开,可以进行对照实验以查明原因。
具体方法如下：
将不加内切酶的底物DNA（待切底物）与加入了内切酶的对照DNA（有多个已知酶切位点）同时进行反应。
若实验结果表明底物DNA降解，则说明DNA在纯化过程中或反应液里引入了核酸酶污染；若实验结果发现底物DNA保持完整，而对照DNA被成功切开,则可以排除酶质量的原因，此时可以将对照DNA和待切底物DNA混合起来再次进行反应，以确定样品中是否有抑制剂。
如果有抑制剂存在(通常是盐、EDTA或酚）,则混合物里的对照DNA也无法被切开.
实验过程中的注意事项：
1、首先看是单酶切还是双酶切.要是双酶切要注意这两种酶是否有共用的
Buffer.
2、酶的用量最好在40U单位以上，尽可能酶切充分。
3、酶的用量不要超过总体积的1/10。
4、同时看是否需要用到BSA。
5、酶切时间不要低于2个小时。
6.酶切进行时，注意酶切温度是否稳定地保持在最佳温度;酶切时间根据厂家推荐，一般的酶1-2h即可，特别难酶切的时间可放长，但并不是越长越好，时间太长易引发部分酶的星号活性, 造成酶切失败。
NEB的酶我用过半小时内酶切即可彻底。
酶反应操作时注意事项:
1、基因工程操作是微量操作,试剂昂贵,要细心，准确地配制所用的试剂。
DNA样品和酶用量体积都很少，要注意吸样量的准确性，酶用量不能过多，因酶通常保存在一定浓度的甘油内,酶用量取得过多，甘油浓度加大反而抑制酶的反应，通常不应超过1/10 酶反应总体积。
2、当塑料小管在一定温度下水浴进行酶反应时，盖子必须盖得严密,防止水气出入，影响总体积。
3、酶反应的一切器皿，都要以重蒸水清洗，消毒灭菌,严防其它酶的污染.
4、要注意酶反应时，加样顺序，最后加酶液，混匀，操作过程中，一旦吸取好酶溶液，酶应立即放回—20℃冰箱中，防止酶失活。
酶的星号活性
Ⅱ类限制酶虽然识别和切割的序列都具有特异性，但是这种特异性受特定条件的限制,即在一定环境条件下表现出来的特异性.条件的改变，限制酶的特异性就会松动，识别的序列和切割都有一些改变，改变后的活性通常称第二活性，而将这种因条件的改变会出现第二活性的酶的右上角加一个星号表示,因此第二活性又称为星号活性。
概括起来,诱发星活性的因素有如下几种：
（1）高甘油含量（〉5%, v／v)；
（2)限制性内切核酸酶用量过高(〉100U／ugDNA）;
（3）低离子强度（〈25 mmol／L);
(4)高pH（8。
0以上)；(5）含有有机溶剂，如DMSO，乙醇等；
(6）有非Mg2+的二价阳离子存在(如Mn2+，Cu2+，C02+,Zn2+等
连接注意事项
1。
与载体连接时，加大目的基因DNA量，以提高与载体的连接效率，而且可以按倍数扩大连接反应体积，如25ul加大到50ul
2。
保证你的感受态细胞效率没问题，必要的时候可以做个阳性对照（加没有酶切的质粒载体）
3。
转化过程中的冰浴要用碎冰加水,以保证温度,从热水浴中取出感受态后要迅速放入冰浴中.
（二)连接反应
1.实验步骤
1）用微量进样器吸取用PCR 清洁试剂盒终止酶反应的酶切反应液及试剂,混合于一个已编好号码的Eppendorf 小管内，连接反应加样量及顺序：
(1）pUC18质粒酶切反应液15 微升
（2）PCR 产物酶切反应液15微升
（3）10 倍T4 连接缓冲液4 微升
(4)4 微升灭菌双蒸水
（5）T4DNA连接酶2微升，反应液总体积为40毫升.
2）将硅化小管置于台式离心机上离心2 秒钟，使管壁上的试剂全部甩向底部，混合好。
3）在保温瓶内先装上自来水,用冰调好12℃,然后将有反应液的硅化小管置于保温并内过夜,也可将保温瓶置于普通冰箱冷藏室数天直至下一步反应所用。
4）在保温反应期间，应不时检查保温瓶内水温度，不使它超出15℃.。