结肠炎动物模型具体步骤及方法
结肠炎动物模型具体步骤及方法
结肠炎动物模型具体步骤及方法预览说明:预览图片所展示的格式为文档的源格式展示,下载源文件没有水印,内容可编辑和复制结肠炎动物模型具体步骤及方法原型物种人来源三硝基苯磺酸钠(TNBS)导致的结肠炎模式动物品系SPF级SD大鼠，健康，6~8W，雄性，体重为180g-200g。
实验分组实验分六组：正常对照组、模型组、阳性药组、受试药组三个剂量组。
实验周期4-6 weeks建模方法模型制作方法：动物造模当日计为实验第1天，各组动物造模前禁食不禁水24 h，乙醚吸入麻醉，将一直径2.0 mm、长约12 cm的塑胶管由肛门轻缓插入大鼠体内深约8 cm，缓慢注入一定浓度的TNBS的乙醇溶液，1 min之内完成。
灌药完毕后，缓慢拔出塑胶管，用手捏住肛门，提起大鼠尾部，持续倒置3min，避免造模试剂流出，使造模剂充分渗入大鼠肠腔内。
对照组动物使用等体积的生理盐水，按上述同样操作进行灌肠。
各组动物均正常饲养。
TNBS的乙醇溶液（将体积分数为5%的TNBS水溶液与无水乙醇以体积2:1混合）现配现用。
应用用于结肠炎药物的研发和机理的研究1. 一般情况观察及体重记录一般观察：观察各组动物的情况，若出现意外症状，记录情况并及时反馈；记录可能出现的死亡率。
体重：从给药前一天开始，每三天称量并记录各组动物体重，直至给药结束，绘制体重变化曲线。
实验过程中体重共记录10次体重统计、变化曲线作图。
2. 肠组织取材及大体评分：各组动物安乐死后，解剖时截取自肛门向上的整段结肠组织测量结肠长度进行宏观评价：各个结肠组织带标尺拍照，记录原始的大体形态，依照评分标准进行评分。
结肠组织大体评分标准如下：0分无损伤1分充血但没有溃疡2分充血而且肠壁变厚但没有溃疡3分有一处小溃疡，最长径约0-1cm4分溃疡较大，最长径约1-2cm5分溃疡较大，最长径>2cm对应以上评分标准，记录每份结肠组织的具体评分。
评分标准参考文献：Wallace JL, Keenan CM. An orally active inhibitro of leukotriene synthesis accelerates healing in a rat model of colitis. Am J Physiol,1990 258:G527-G5343.3 结肠组织病理染色：组织做以下处理：每个结肠均分成3段，每个动物取材的位置要尽量一致（不管剪切位置是否有病理损伤尽量保持一致）。
大鼠溃疡性结肠炎模型的建立与观察-PPT课件
二、结果
3.循环免疫复合物: 在第31 天测定淋巴细胞转化率的同时,测定循环免疫复合物。 正常对照组为3.7士1.7; 单纯免疫组为9.3 士4.6; 免疫同时加服活菌组为11.0士3. 4。 免疫组与正常对照组比较差异显著(P<0.05)。 单纯免疫组与加服活菌组比较无明显差异(P>0.0 5)。
二构完整,除2份标本粘膜层可以看 到极少数的嗜酸性粒细胞浸润外,其余标本无异常。 而在免疫的70 只鼠中,均可见粘膜及粘膜下层水肿,炎细胞浸润及 血管炎改变。 粘膜内可见多处隐窝脓疡及溃疡形成;溃疡有的深达粘膜下层或达 浆膜,甚至形成粘膜下或浆膜下脓肿。 无论是否加服活菌,病理改变基本相同,并随时间的延长,溃疡的形 成率在增加。比较各段结肠病变情况,可见病变在横结肠与降结肠 更为多见,但与升结肠比较并无明显统计学差异。肝、心、脾、肺、 肾等重要脏器未发现有意义的病理变化。
2.细菌菌株: 取一只健康大鼠的结肠内容物,划线于伊红—美蓝平板,37 °C培 养24 小时,取典型菌落扩增,并作数值鉴定,确定为大肠杆菌后,冰 箱保存备用。 免疫前取菌种扩增,用福马林杀死细菌,生理盐水洗两次并调浓度 为1.2 x108/ ml
一、材料与方法
3.免疫过程: 免疫动物分别于第1、1 0、17、24 天共接受4次免疫。 第一次于后足肠处注射细菌悬液0.2m l; 第2、3次分别于腹部甸背部皮下多点注射0.4ml和0.6ml; 第4次腹腔内注射1.2m l,其中半数动物在第2 次免疫前给口服活 菌1.5m l(浓度同前)。 4.检查项目与方法: 用常规方法每3天检查便潜血一次,用形态法测定淋巴细胞转化率; 用比浊法测定循环免疫复合物; 在不同时间处死动物,取各段结肠各0.5c m 及肝、心、脾、肺、 肾等脏器作病理切片,HE染色、光镜观察。
《湖羊结肠炎模型的建立及其多组学研究发病机制》范文
《湖羊结肠炎模型的建立及其多组学研究发病机制》篇一一、引言湖羊结肠炎是一种常见的动物肠道疾病，其发病机制尚未完全明确。
为了更好地研究湖羊结肠炎的发病机制，本文旨在建立湖羊结肠炎模型，并利用多组学研究方法探讨其发病机制。
通过本研究的开展，将有助于深入了解湖羊结肠炎的病因、病理生理过程，为预防和治疗湖羊结肠炎提供理论依据。
二、湖羊结肠炎模型的建立1. 实验动物与分组选择健康、同龄的湖羊作为实验动物，将其随机分为正常对照组和模型组。
模型组通过喂食特定饮食或进行其他处理方法以诱导结肠炎的发生。
2. 模型建立方法采用多种方法综合建立湖羊结肠炎模型，如喂食高脂、高糖、低纤维饮食，同时给予某些致病菌或化学物质刺激等。
通过观察湖羊的临床症状、病理变化等指标，确定模型建立的可靠性。
三、多组学研究方法1. 转录组学研究通过RNA测序技术，分析湖羊结肠炎模型中基因表达的变化，寻找差异表达基因，进一步探讨湖羊结肠炎的发病机制。
2. 蛋白质组学研究利用蛋白质组学技术，对湖羊结肠炎模型中蛋白质的表达进行定量和定性分析，以揭示疾病发生发展过程中蛋白质的变化规律。
3. 代谢组学研究通过代谢组学技术，分析湖羊结肠炎模型中代谢产物的变化，探讨疾病发生发展过程中代谢途径的改变，为疾病的治疗提供新的思路。
四、发病机制研究1. 炎症反应通过多组学研究，发现湖羊结肠炎模型中炎症反应相关基因、蛋白质和代谢产物的变化，探讨炎症反应在疾病发生发展中的作用。
2. 肠道菌群失调利用16S rRNA测序等技术，分析湖羊结肠炎模型中肠道菌群的变化，探讨肠道菌群失调与疾病发生发展的关系。
3. 免疫反应通过分析湖羊结肠炎模型中免疫相关基因、蛋白质和细胞因子的变化，探讨免疫反应在疾病发生发展中的作用。
同时，结合临床资料，分析湖羊结肠炎患者的免疫状态。
五、结论本研究成功建立了湖羊结肠炎模型，并利用多组学研究方法探讨了其发病机制。
通过转录组学、蛋白质组学和代谢组学的研究，发现了湖羊结肠炎发生发展过程中基因、蛋白质和代谢产物的变化规律。
溃疡性结肠炎造模方法
模型动物的选择
1.与人类UC临床特点相符合，同时考虑动物来源广、经济等特点。 2.近年来国内外研究者选用大鼠、小鼠、犬、兔等动物进行研究， 以大鼠及小鼠居多。如：SD大鼠，C57BL/6 小鼠。
UC 动物模型的指标检测
表观征象
主要检测动物精神状况、被毛情况、饮食情况、体重变化、粪便 状态及便血情况等指标，UC临床主症为体重减轻、稀便和便血， 通过此三项计算疾病活动指数评分（DAI），以初步了解模型动物 疾病发展的程度。
UC 动物模型的指标检测
临床检测指标
包括炎性指标检测、免疫学检测、粪便检查、肠镜检查、结肠组 织病理学检查等一系列指标。UC动物模型评价指标以肠镜检查和 结肠组织病理学检查为主。
DAI评分表
体重下降 0 1-5
5-10 10-15 ＞15
大便性状 便隐血弱阳性 大便隐血阳性 大便隐血强阳性
肉眼血便
计分 0 1 2 3 4
造模方法汇总
Part 02DSS自由饮造模
DSS 致溃疡性结肠炎作用机制
1.DSS致溃疡性结肠炎作用机制DSS是一种水溶性硫酸多糖体，分 子量在5到1400kDa之间变化很大。
2.对肠道上皮细胞具有直接毒性作用。
3.改变结肠黏液层菌群变化，致使肠内细菌更易进入上皮细胞造成 上皮损伤。
谢谢
DSS-3%组自由饮小鼠的溃疡性结肠炎病理表现较DSS-5g/kg组和DSS-6g/kg 组小鼠更为明显。 与灌胃法相比，3%和4%DSS溶液自由饮用能成功诱导小鼠UC模型，且与3% DSS 溶液自由饮用相比，4%自由饮用组各项指标未见显著优势，综合考虑实 验成本，3%DSS溶液自由饮用法是小鼠急性UC模型较合适的制备方法。
1 UC造模概况
目录
实验性溃疡性结肠炎动物模型的造模选择
实验性溃疡性结肠炎动物模型的造模选择摘要溃疡性结肠炎（CU）在欧美国家相当常见。
国内虽未见明确的流行病学报道，但近年发病率似有上升趋势。
虽有感染、遗传、精神因素、过敏、免疫等多种发病学说，但其病因、发病机制、药物治疗机制，尚未完全清楚［1］。
中医中药在辨证分型基础上组方，口服及局部治疗CU 有较好的疗效［2］。
选择合适的动物疾病模型，探索中医中药治疗机制对深入研究CU具有重要意义。
关键词结肠炎；溃疡性；疾病模型、动物；动物、实验1动物及类型1.1动物选择自发性溃疡性结肠炎在马、猴、猪等动物中都有散发，因病因不明，病情轻重不一，难以作为动物模型为实验所用［3］，目前国内外常用大白鼠、豚鼠、家兔为实验动物，药物学方法最常选用白鼠。
1.2模型类型①西医病理模型：以CU患者临床症状及病理特征为参照，运用药物、免疫等方法作用于动物，造成与人类疾病相近似的动物模型；②中医“证”与西医“病”相结合的模型：运用综合方法复制既符合中医证型又符合西医病症的CU模型。
如湿热型溃疡性结肠炎模型［4］2造模方法常用方法大致可以分为3类：药物学方法、免疫学方法和复合法。
2.1药物学方法2.1.1乙酸刺激法［4-7］乙酸是一种有机酸，呈弱酸性，具有使血管通透性增加，激活激肽，促进纤维蛋白水解及干扰凝血过程等作用，对动物胃肠粘膜有刺激作用，可以引起粘膜损伤。
1970年开始用于制作CU的鼠模型，至今仍广泛使用。
方法：SD大白鼠，体质量200g～250g，雌雄兼用，造模前禁食17h～24h，经肛门注入5g·L-1肥皂水1.5mL，约30min后用20g·L-1戊巴比妥钠经腹腔麻醉，插入直径３mm的聚乙烯纤维导管至大鼠直肠内，深度约5cm～7cm，注入50mL·L-1或100mL·L-1乙酸溶液1.5mL，准确计时10s～20s后再注入生理盐水3mL～5mL冲洗，以消除乙酸的作用。
之后，常规饲养。
坏死性小肠结肠炎动物模型具体方法及步骤
坏死性小肠结肠炎动物模型具体方法及步骤原型物种人来源人工喂养以及缺氧和冷刺激诱导的新生儿坏死性小肠结肠炎模式动物品系SPF级新生SD大鼠，2日龄实验分组实验分六组：正常对照组、模型组、阳性药组、受试药组三个剂量组实验周期1~2 weeks建模方法雌雄不限，体重约5~10g。
新生大鼠出生48h内母乳喂养，自由摄食，与母鼠同笼；出生后48h随机分成模型组和对照组。
对照组新生大鼠出生48h后继续与母鼠同笼，鼠乳喂养，不进行缺氧冷刺激。
模型组新生大鼠出生48h后与母鼠分开，置入保育箱中并采用鼠乳代用品人工喂养，并定期给与缺氧冷刺激，以建立新生鼠坏死性小肠结肠炎动物模型；NEC模型组：1.新生大鼠与母鼠分离，放置在保育箱内(控制保育箱内温度28~30℃，湿度45%~65%)，采用鼠乳代用品喂养。
采用5号静脉留置针定时经口插管喂养，第1天给予0.2ml/次，每4小时1次，随后每24h增加0.2ml/次,48h后逐渐增至0.4ml。
2.缺氧及冷刺激：将新生SD大鼠置入缺氧箱中，5%氧气+95%氮气10分钟，随即打开缺氧箱，取出新生鼠，随后将其置入冰箱冷藏室中，给予4℃刺激，持续10分钟，结束后放回保育箱。
每日2次，分别进行一次缺氧+冷刺激，连续3d，最后一次缺氧+冷刺激后24h空腹断头处死大鼠，打开腹腔取出十二指肠下端至直肠上端的肠道组织。
应用疾病模型1.外观表现及生长情况模型组新生大鼠在开始造模后相继岀现不冋程度地排黄绿色黏液稀便、消瘦,体重减轻,随后出现胃潴留、腹胀、腹泻、进奶量下降、嗜睡常卷缩而卧、活动度下降、反应迟钝，行动缓慢，且逐渐加重。
对照组新生大鼠进食及排使均正常，无腹胀及胃潴留，活动度良好，皮下脂肪丰满；2. 小肠肉眼观改变进行拍照；3. 记录每只小鼠每天体重，进食情况。
4. 标本制作白片，电镜固定标本，western blot , PCR标本以用户后续检测。
肠道组织病理学检查取盲部近端肠管1cm置于固定液中固定，石蜡包埋，取冠状切面，HE染色在光镜下观察肠组织形态学改变。
结肠炎模型
结肠炎（UC）模型的建立及药物的治疗测定DSS是一种有蔗糖合成的，有抗止血和抗凝血作用的肝素样硫酸多醣体。
BALB/c鼠的遗传背景为近交系，由亲兄弟姐妹遗传繁殖，因而它们之间的个体差异就小，遗传基因更纯，整体素质更好。
采用在蒸馏水中加入DSS制成5%DSS 溶液给予小鼠自由饮用造模。
一、确定DSS的最适浓度实验材料：BALB/c小鼠6只，全是雌性。
8-10周左右，体重约为25-30g.实验试剂：葡聚糖硫酸钠（DSS）（MW=40000），配制成4%的浓度溶液。
实验仪器：电子天平，生物显微镜，微量移液器，枪头。
实验方法：将小鼠随机分为3组，每组2只。
分别为正常对照组，4%DSS浓度组。
二．实验步骤1.将6只小鼠正常喂养5天。
2. 5天以后，正常对照组继续正常饲养，但4%DSS浓度组分别喂养配置好的4% 溶液10ml。
（一日/一次，连续7天，7天内每天同一时间测量小鼠体重，粪便，便血情况，并进行活动指数评分。
）建模期间控制小鼠的食量。
疾病活动指数（DAI）的评估每日观察小鼠的体重、大便性状和隐血情况，按表1进行评分。
将体重下降、大便性状和隐血情况的评分相加，得出每只小鼠的DAI，以评估疾病活动情况。
表1 DA I 评分标准*正常大便：成形大便；松散大便：不黏附于肛门的糊状、半成形大便；稀便：可黏附于肛门的稀水样便。
硫酸甲氨基酚法进行大便隐血试验（试剂:①10g/l硫酸甲氨基酚乙酸溶液:称取硫酸甲氨基酚1g，溶于40ml 蒸馏水中，加冰乙酸30ml溶解，蒸馏水加至100ml混匀。
放入棕色瓶中避光保存，如有变色则应重新配制。
②3% 过氧化氢溶液。
方法:取少许粪便涂于玻片中央，滴加10g/l硫酸甲氨基酚乙酸溶液3滴，及3% 过氧化氢溶液3滴混匀，立即观察结果。
阴性(-):3分钟后不出现玫瑰红色或樱红色;(+):30~60秒钟内显玫瑰红色或樱红色;强阳性(++):立即显玫瑰红色或樱红色;最强阳性(+++):立即显深玫瑰红色或深樱红色;隐血试验注意事项:1、3%过氧化氢易失效，用前滴加在血膜上，有气泡产生方可应用。
小鼠结肠炎造模流程
小鼠结肠炎造模流程一、模型简介硫酸葡聚糖(dextran sulphate sodium, DSS)属于葡聚糖的聚阴离子衍生物，由葡聚糖和氯磺酸的酯化反应形成。
其中含硫量约为17%，相当于葡聚糖分子的每个葡萄糖残糖中平均含1.9个硫酸基团。
白色或淡黄色粉末。
易溶于水，微溶于乙醇。
10%水溶液为无色或淡黄色澄清溶液。
如需灭菌，防止降解，应配成缓冲体系（如碳酸氢钠）。
自1985年首次报道采用葡聚糖硫酸钠制备出仓鼠溃疡性结肠炎模型以来，已有大量研究证明DSS结肠炎模型与人类溃疡性结肠炎相似。
DSS结肠炎模型的组织学特点、临床表现、发病部位和细胞因子情况都与人类溃疡性结肠炎(ulcerative colitis, UC)极为相似。
该模型的造模条件和操作方法简单，造价便宜，重复性好，便于掌握和推广；可根据实验目的调整DSS浓度和给药时间，建立急性、慢性和急慢性交替性模型。
二、建立急性、慢性结肠炎模型具体步骤通常用纯水制成DSS溶液给予动物自由饮用造模。
有时配合偶氮甲烷（AOM）联合造模。
采用不同的DSS浓度（W/V）、给药时间和给药频率，可制成急性和慢性俩种结肠炎模型（IBD）。
急性结肠炎模型常采用较高浓度DSS溶液和相对短的给药时间建立。
如：3%-5%DSS溶液自由饮用4-7天。
慢性结肠炎模型则可采用低浓度DSS，长时间给药建立。
如给予大鼠1%DSS溶液自由饮用120天。
2.1、DSS溶液制备（2% DSS溶液）：溶解10g DSS于500mL无菌水中（或者无菌的饮用水），使用前保存于4℃冰箱，建议现配现用。
2.2、结肠炎建模（DSS，Mw：36000-50000 Da）2.3急性结肠炎①第一天称重和标记小鼠②加DSS溶液灌满小鼠笼内的饮水槽，以5mL DSS溶液/小鼠/天加量，对照小鼠加等体积不含DSS的饮用水③第3天清空笼内剩余的DSS饮用水，每两天重新装满DSS溶液④第8天清空笼内剩余的DSS饮用水，换上不含DSS的无菌水2.4慢性结肠炎①按照急性结肠炎造模步骤进行到第3步②第8天清空笼子内剩余的DSS溶液，换上不含DSS的无菌水持续到14天③第22-26天重复急性结肠炎造模步骤中的第2-5步④第29天清空笼子内剩余的DSS溶液，换上不含DSS的无菌水持续到14天⑤第43-47天重复急性结肠炎建模步骤中的第2-5步⑥第50天用无菌水换掉笼内剩余的DSS溶液。
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结肠炎动物模型具体步骤及方法
原型物种人
来源三硝基苯磺酸钠(TNBS)导致的结肠炎
模式动物品系SPF级SD大鼠，健康，6~8W，雄性，体重为180g-200g。
实验分组实验分六组：正常对照组、模型组、阳性药组、受试药组三个剂量组。
实验周期4-6 weeks
建模方法模型制作方法：
动物造模当日计为实验第1天，各组动物造模前禁食不禁水24 h，乙醚吸入麻醉，将一直径2.0 mm、长约12 cm的塑胶管由肛门轻缓插入大鼠体内深约8 cm，缓慢注入一定浓度的TNBS的乙醇溶液，1 min之内完成。
灌药完毕后，缓慢拔出塑胶管，用手捏住肛门，提起大鼠尾部，持续倒置3min，避免造模试剂流出，使造模剂充分渗入大鼠肠腔内。
对照组动物使用等体积的生理盐水，按上述同样操作进行灌肠。
各组动物均正常饲养。
TNBS的乙醇溶液（将体积分数为5%的TNBS水溶液与无水乙醇以体积2:1混合）现配现用。
应用用于结肠炎药物的研发和机理的研究
1. 一般情况观察及体重记录一般观察：观察各组动物的情况，若出现意外症状，记录情况并及时反馈；记录可能出现的死亡率。
体重：从给药前一天开始，每三天称量并记录各组动物体重，直至给药结束，绘制体重变化曲线。
实验过程中体重共记录10次体重统计、变化曲线作图。
2. 肠组织取材及大体评分：
各组动物安乐死后，解剖时截取自肛门向上的整段结肠组织
测量结肠长度
进行宏观评价：
各个结肠组织带标尺拍照，记录原始的大体形态，依照评分标准进行评分。
结肠组织大体评分标准如下：
0分无损伤
1分充血但没有溃疡
2分充血而且肠壁变厚但没有溃疡
3分有一处小溃疡，最长径约0-1cm
4分溃疡较大，最长径约1-2cm
5分溃疡较大，最长径>2cm
对应以上评分标准，记录每份结肠组织的具体评分。
评分标准参考文献：Wallace JL, Keenan CM. An orally active inhibitro of leukotriene synthesis accelerates healing in a rat model of colitis. Am J Physiol,1990 258:G527-G534
3.3 结肠组织病理染色：
组织做以下处理：
每个结肠均分成3段，每个动物取材的位置要尽量一致（不管剪切位置是否有病理损伤尽量保持一致）。
分别取3段组织中的前1厘米组织，放入同1个EP管中，快速冷冻保存，备用（可用于分子检测）。
余下3段组织片段，用10%的中性福尔马林固定48小时，卷成“瑞士卷”，用石蜡进行包埋，切片，以便可以看到整个结肠周围。
后续进行HE染色进行组织病理学观察。
对每个样本进行病理学评分，并统计汇总。
第27天（最后一次给药完成后24h），取各组动物血清，均分为两份，冻存-80℃。
取其中一份血清样本，ELISA检测血清中IL-10、TNF-α含量。